Name: Uchwycenie komunikacji małych cząsteczek między tkankami a komórkami za pomocą obrazowej spektrometrii mas (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-04-03T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 58 s
Description: Odkryj metodę obrazowej spektrometrii mas do badania komunikacji małych cząsteczek między tkankami a komórkami w kontekście przerzutów raka jajnika. Technika ta umożliwia bezetykietowe pomiary z zachowaniem integralności przestrzennej próbek.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Finansowanie zostało zapewnione przez Chicago Biomedical Consortium przy wsparciu Searle Funds z The Chicago Community Trust (C-076) (L.M.S.); Fundusze startowe Uniwersytetu Illinois w Chicago (L.M.S.); Grant 543296 z Sojuszu Funduszy Badań nad Rakiem Jajnika (M.D.); i UG3 ES029073 (J.E.B.) oraz przez National Center for Advancing Translational Sciences, National Institute of Health, poprzez UL1TR002003 grantowe (& LMS).

Wszystkie procedury na zwierzętach były zgodne z wytycznymi National Institutes of Health dotyczącymi opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych i zatwierdzone przez komitet Institutional Animal Use and Care (IACUC) na Uniwersytecie Illinois w Chicago.
1. Przygotowanie odczynników
<ol>
	<li>Utrzymuj mysie komórki nabłonka jajowodowego (MOE) w temperaturze 37°C z 5% CO2 w wilgotnym inkubatorze w pożywce alfa Minimum Essential Medium (αMEM) uzupełnionej 10% płodową surowicą bydlęcą (FBS), 2 mM L-glutaminy, 10 mg/ml insuliny, transferyną, selenem (ITS), 1,8 ng/ml naskórkowego czynnika wzrostu (EGF), 100 U/ml penicyliny-streptomycyny, 1 mg / ml gentamycyny, i 18,2 ng/ml estradiolu-17β. Przepuszczaj komórki co 3-4 dni, upewniając się, że jest wystarczająco dużo komórek w tym samym dniu, w którym myszy zostaną uśmiercone.</li>
	<li>Przygotuj 2% agarozy, mieszając 1 g niskotopliwej agarozy z 50 ml wody destylowanej. Agarozę należy sterylizować w autoklawie, pozostawić do ostygnięcia, a następnie podwielokrotność (1 ml) w probówkach o pojemności 2 ml (patrz tabela materiałów) przed zestaleniem się agarozy. Agaroza może być przechowywana w temperaturze -20 °C przez czas nieokreślony.</li>
	<li>Przygotuj co najmniej 2 ml 1x pożywki Dulbecco's Modified Eagle's Medium (DMEM).</li>
	<li>Do matrycy dla MALDI-TOF MS przygotować 10 ml kwasu 1:1 alfa-cyjano-4-hiroksycynamonowego (CHCA):d kwasu ihydroksybenzoesowego (DHB) w proporcji 90:10 ACN:H2O + 0,1% kwasu trifluorooctowego (TFA). Sonikuj roztwór aż do rozpuszczenia matrycy.</li>
</ol>
2. Usuwanie kolonii myszy i jajników
<ol>
	<li>Utrzymuj pary hodowlane myszy CD-1 przy użyciu standardowych procedur trzymania. W pobliżu dnia porodu codziennie sprawdzaj myszy, aby poznać wiek szczeniąt.</li>
	<li>Eutanazja szczeniąt w wieku 16-18 dni przez wdychanie CO2 zgodnie z wytycznymi NIH. Dostarczyć CO2 (100%) przy natężeniu przepływu 10%-20% objętości komory na minutę i kontynuować przez dwie minuty po zatrzymaniu oddychania. Potwierdź eutanazję przez zwichnięcie szyjki macicy.</li>
	<li>Zdezynfekuj cały sprzęt chirurgiczny, zanurzając go w 70% etanolu. Podgrzej pożywkę L-15 Leibovitz z 1x penicyliną-streptomycyną do temperatury 37 °C.</li>
	<li>Zwilż powierzchnię brzucha 70% etanolem, aby zdezynfekować obszar i zminimalizować zanieczyszczenie włosami. Chwyć skórę pokrywającą ścianę brzucha za pomocą kleszczy i użyj nożyczek chirurgicznych, aby wykonać duże nacięcie w kształcie litery V przez skórę i ścianę brzucha, odsłaniając narządy wewnętrzne.</li>
	<li>Przesuń narządy wewnętrzne na bok za pomocą kleszczy. Indywidualnie chwyć każdy róg macicy drobnymi kleszczami i lekko unieś.</li>
	<li>Zlokalizuj jajnik, który będzie znajdował się na końcu rogu macicy, bezpośrednio pod nerką. Użyj nożyczek chirurgicznych, aby wyciąć jajnik z tkanki łącznej. Następnie przetnij róg jajnika na pół.</li>
	<li>Przenieś jajnik, jajowód i około połowy każdego rogu macicy do wstępnie ogrzanego podłoża L-15 Leibovitz.</li>
	<li>Pod mikroskopem preparacyjnym ostrożnie przesuń każdy jajnik z otaczającej go kaletki, uwalniając ją od jajowodu, kaletki i tkanki tłuszczowej. Przenieś każdy jajnik do nowego naczynia z pożywką L-15 firmy Leibovitz.</li>
	<li>Przetnij każdy jajnik na pół osiowo. Kawałki jajnika (obecnie nazywane eksplantatami) należy przechowywać w temperaturze 37 °C do czasu posiewu agarozy.</li>
</ol>
3. Ustawianie i inkubacja zjeżdżalni poddanej ITO dla kokultur
<ol>
	<li>Niepodzielne kokultury
	<ol>
		<li>Upłynnić agarozę w temperaturze 70 °C na gorącym talerzu.</li>
		<li>Umieść 8-dołkową przegrodę na szkiełku nasączonym tlenkiem indu (ITO) (<silna klasa = "xfig">Rysunek 1A). Gumowy spód przegrody pomaga w przyleganiu do szkiełka, ale podczas galwanizacji agarozy należy stosować ciągły, delikatny nacisk w dół, aby upewnić się, że nie ma wycieków ani mieszania między studzienkami.</li>
		<li>Zebrać komórki w stożkowej probówce o pojemności 15 ml, odwirować (5 min przy 800 obr./min) i ponownie zawiesić do 50 tys. komórek na 150 μl w 1x pożywce DMEM. Jeśli optymalna jest inna gęstość komórek, upewnij się, że na tym etapie zawiesina komórek jest 2 razy większa od pożądanej gęstości końcowej (np. dla końcowego stężenia 50 000 komórek w 300 μl, gęstość komórek na tym etapie wynosi 50 000 komórek w 150 μl).</li>
		<li>Przed posiewem hodowli komórkowej dodaj eksplant jajnika do środka studzienki (<silna klasa = "xfig">Ryc. 1B).</li>
		<li>Dodaj agarozę do każdej kultury komórkowej w osobnych probówkach o pojemności 2 ml tuż przed posiewem. Dla każdej studzienki połącz 200 μl zawiesiny komórek i 200 μl skroplonej agarozy w probówce o pojemności 2 ml. Na przykład w przypadku czterech studzienek połącz 800 μl zawiesiny komórek i 800 μl 2% agarozy. Część mieszaniny zostanie pozostawiona, ale zrobienie nieco więcej niż to konieczne, pozwoli uniknąć pęcherzyków powietrza podczas pipetowania.
		<ol>
			<li>Dodaj agarozę do poszczególnych kultur komórkowych bezpośrednio przed posiewem tej hodowli komórkowej. Agaroza ostygnie w mniej niż minutę, więc przygotuj się na szybkie talerzowanie.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Natychmiast dodaj 300 μl mieszaniny komórek i agarozy do każdego dołka (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 1C). Rysunek 1C pokazuje trzy warunki komórkowe i jeden stan pożywki, każdy z jajnikiem lub bez niego.</li>
		<li>Szkiełko inkubować w temperaturze 37 °C i 5% CO2 w nawilżanym inkubatorze.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Podzielone kokultury. 
	<ol>
		<li>Wytnij przegrody z cienkiego, gładkiego tworzywa sztucznego (<klasa mocna="xfig">Rysunek 2A). 
		UWAGA: W tym eksperymencie wykorzystuje się boki sterylnego jednorazowego zbiornika na media, ponieważ są one płaskie i cienkie. Przytnij je na tyle szeroko, aby ściśle pasowały do przeciwprostokątnej studni (~13 mm).</li>
		<li>Upłynnić agarozę w temperaturze 70 °C na gorącym talerzu.</li>
		<li>Umieść 8-dołkową przegrodę na szkiełku poddanym działaniu ITO (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 2B). Gumowy spód przegrody pomaga w przyleganiu do szkiełka, ale podczas galwanizacji agarozy należy stosować ciągły, delikatny nacisk w dół, aby upewnić się, że nie ma wycieków ani mieszania między studzienkami.</li>
		<li>Zebrać komórki w stożkowej probówce o pojemności 15 ml, odwirować (5 min przy 800 obr./min) i ponownie zawiesić do 50 tys. komórek na 150 μl w 1x pożywce DMEM. Jeśli optymalna jest inna gęstość komórek, upewnij się, że na tym etapie zawiesina komórek jest 2 razy większa od pożądanej gęstości końcowej (np. dla końcowego stężenia 50 000 komórek w 300 μl gęstość komórek na tym etapie wynosi 50 000 komórek w 150 μl).</li>
		<li>Włóż plastikowe przegrody po przekątnej do studzienek (<silna klasa="xfig">Rysunek 2C).</li>
		<li>Dodawać agarozę do każdej zawiesiny komórkowej pojedynczo tuż przed posiewem. Dla każdej studzienki połącz 100 μl zawiesiny komórek i 100 μl skroplonej agarozy w probówce o pojemności 2 ml. Na przykład w przypadku czterech studzienek połącz 400 μl hodowli komórkowej i 400 μl 2% agarozy. Pozostanie trochę mieszaniny komórek i agarozy, ale zrobienie nieco więcej niż to konieczne, pozwoli uniknąć pęcherzyków powietrza podczas pipetowania.
		<ol>
			<li>Dodaj agarozę do poszczególnych kultur komórkowych bezpośrednio przed posiewem tej hodowli komórkowej. Agaroza ostygnie w mniej niż minutę, więc przygotuj się na szybkie talerzowanie.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Po jednej stronie rozdzielacza umieścić na płytce 150 μl mieszaniny komórek i agarozy. Pozwól agarozie ostygnąć i zestaleniu się (około jednej minuty), a następnie usuń rozdzielacz (<silna klasa="xfig">Rysunek 2D).</li>
		<li>Umieść eksplant jajnika na środku pustej połowy studni. Umieść 150 μl mieszaniny pożywki i agarozy na wierzchu jajnika i tylko po właściwej stronie dołka (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 2E).</li>
		<li>Szkiełko inkubować w temperaturze 37 °C i 5% CO2 w nawilżanym inkubatorze.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Suszenie szkiełka i przygotowanie do MALDI-TOF MS
<ol>
	<li>Po czterech dniach (lub innym preferowanym punkcie czasowym) wyjmij rozdzielacz komory z korków agarozowych i szkiełka (<silna klasa="xfig">Rysunek 1D). Delikatnie odczep boki agarozy od komory płaską szpatułką i delikatnie pociągnij komorę do góry, uważając, aby nie przesunąć żadnych zatyczek agarozowych. Jeśli się poruszają, delikatnie zmień ich położenie, aby się nie stykały.</li>
	<li>Umieść szkiełko w piekarniku o temperaturze 37 °C na około 4 godziny, obracając o 90° co godzinę < / >
	nuta: Obrót szkiełka jest ważny, aby zapewnić równomierne rozprowadzenie ciepła w całej próbce.</li>
	<li>Po wyschnięciu wyjmij szkiełko z piekarnika (<silna klasa="xfig">Rysunek 1E).</li>
	<li>Nanieść roztwór matrycowy za pomocą opryskiwacza (<klasa silna = "xfig" >Rysunek 1F), o następujących parametrach: temperatura = 30 °C, natężenie przepływu = 0,2 ml/min, liczba przejść = 8, kierunek = CC i odległość dyszy = 40 mm. 
	UWAGA: Zamiast rozpylacza matrycowego, do nakładania płynnej matrycy można użyć aerografu artystycznego. Do natryskiwania można użyć tego samego roztworu matrycy, ale potrzeba około dwa razy więcej roztworu. Gdy suwak jest zaciśnięty tak, aby zwisał pionowo, spryskaj suwak pod kątem 90° z odległości około jednej stopy (Dostosowane z Hoffmann15), aż warstwa matrycy będzie widoczna.</li>
	<li>Dodać 1 μl kalibru (czerwień fosforowa dla celów <500 Da, mieszaniny peptydów (patrz tabela materiałów) dla celów <5,000 Da) do oczyszczenia miejsca na szkiełku. Czerwień fosforowa nie wymaga mieszania z matrycą, ale mieszanina peptydów wymaga mieszaniny 1:1 z matrycą, aby wspomóc jonizację. Poczekaj, aż calibrant wyschnie.</li>
	<li>Narysuj X za pomocą markera permanentnego w każdym rogu slajdu i zrób zdjęcie optyczne za pomocą aparatu lub skanera w rozdzielczości 1,200 dpi.</li>
</ol>
5. Akwizycja danych z obrazowania spektrometrii mas
<ol>
	<li>Otwórz nową sekwencję w oprogramowaniu do analizy danych IMS (patrz tabela materiałów). Ustaw szerokość rastra na żądaną rozdzielczość przestrzenną, co najmniej 50 μm.</li>
	<li>Prześlij obraz optyczny slajdu do oprogramowania analitycznego i ustaw trzy punkty uczenia za pomocą przecięć w X narysowanych w każdym rogu.</li>
	<li>Wyznacz obszary zainteresowania do obrazowania w oprogramowaniu do akwizycji i odpowiednio je nazwij.</li>
	<li>Skalibruj przyrząd za pomocą oprogramowania do akwizycji danych (patrz tabela materiałów) z błędem 5 ppm.</li>
	<li>Zapisz zoptymalizowaną metodę i rozpocznij uruchamianie. W tym eksperymencie zoptymalizowano następujące parametry: Polaryzacja = Dodatnia, Detektor = Reflektor, Rozmiar lasera = 2, Moc lasera = 50%, Wzmocnienie detektora w trybie reflektora = 3x.</li>
</ol>
6. Przetwarzanie danych IMS
<ol>
	<li>Zaimportuj plik .mis do oprogramowania statystycznego (patrz Spis materiałów) w celu analizy istotności.</li>
</ol>

<ol><li>Paine, M. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Whole+Reproductive+System+Non-Negative+Matrix+Factorization+Mass+Spectrometry+Imaging+of+an+Early-Stage+Ovarian+Cancer+Mouse+Model%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Whole Reproductive System Non-Negative Matrix Factorization Mass Spectrometry Imaging of an Early-Stage Ovarian Cancer Mouse Model.</a> PLoS One. 11 (5), e0154837(2016).</li>
<li>Yang, Y. L., Xu, Y., Straight, P., Dorrestein, P. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Translating+Metabolic+Exchange+with+Imaging+Mass+Spectrometry%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Chemical+Biology%22%5BJournal%5D)">Translating Metabolic Exchange with Imaging Mass Spectrometry.</a> Nature Chemical Biology. 5 (12), 885-887 (2009).</li>
<li>Li, H., Hummon, A. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+Mass+Spectrometry+of+Three-Dimensional+Cell+Culture+Systems%5BTitle%5D)+AND+%22Analytical+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Imaging Mass Spectrometry of Three-Dimensional Cell Culture Systems.</a> Analytical Chemistry. 83 (22), 8794-8801 (2011).</li>
<li>Yang, J. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Primer+on+Agar-Based+Microbial+Imaging+Mass+Spectrometry%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Bacteriology%22%5BJournal%5D)">Primer on Agar-Based Microbial Imaging Mass Spectrometry.</a> Journal of Bacteriology. 194 (22), 6023-6028 (2012).</li>
<li>Coscia, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Integrative+Proteomic+Profiling+of+Ovarian+Cancer+Cell+Lines+Reveals+Precursor+Cell+Associated+Proteins+and+Functional+Status%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Communications%22%5BJournal%5D)">Integrative Proteomic Profiling of Ovarian Cancer Cell Lines Reveals Precursor Cell Associated Proteins and Functional Status.</a> Nature Communications. 7, 12645(2016).</li>
<li>Labidi-Galy, S. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High+Grade+Serous+Ovarian+Carcinomas+Originate+in+the+Fallopian+Tube%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Communications%22%5BJournal%5D)">High Grade Serous Ovarian Carcinomas Originate in the Fallopian Tube.</a> Nature Communications. 8 (1), (2018).</li>
<li>Klinkebiel, D., Zhang, W., Akers, S. N., Odunsi, K., Karpf, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((DNA+Methylome+Analyses+Implicate+Fallopian+Tube+Epithelia+as+the+Origin+for+High-Grade+Serous+Ovarian+Cancer%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Cancer+Research%22%5BJournal%5D)">DNA Methylome Analyses Implicate Fallopian Tube Epithelia as the Origin for High-Grade Serous Ovarian Cancer.</a> Molecular Cancer Research. 14 (9), 787-794 (2016).</li>
<li>Falconer, H., Yin, L., Gronberg, H., Altman, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ovarian+Cancer+Risk+After+Salpingectomy%3A+A+Nationwide+Population-Based+Study%5BTitle%5D)+AND+%22JNCI+Journal+of+the+National+Cancer+Institute%22%5BJournal%5D)">Ovarian Cancer Risk After Salpingectomy: A Nationwide Population-Based Study.</a> JNCI Journal of the National Cancer Institute. 107 (2), dju410(2015).</li>
<li>Dean, M., Davis, D. A., Burdette, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Activin+A+Stimulates+Migration+of+the+Fallopian+Tube+Epithelium%2C+an+Origin+of+High-Grade+Serous+Ovarian+Cancer%2C+through+Non-Canonical+Signaling%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Letters%22%5BJournal%5D)">Activin A Stimulates Migration of the Fallopian Tube Epithelium, an Origin of High-Grade Serous Ovarian Cancer, through Non-Canonical Signaling.</a> Cancer Letters. 391, 114-124 (2017).</li>
<li>King, S. M., Burdette, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluating+the+Progenitor+Cells+of+Ovarian+Cancer%3A+Analysis+of+Current+Animal+Models%5BTitle%5D)+AND+%22BMB+Reports%22%5BJournal%5D)">Evaluating the Progenitor Cells of Ovarian Cancer: Analysis of Current Animal Models.</a> BMB Reports. 44 (7), 435(2011).</li>
<li>Reznik, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Landscape+of+Metabolic+Variation+across+Tumor+Types%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Systems%22%5BJournal%5D)">Landscape of Metabolic Variation across Tumor Types.</a> Cell Systems. 6 (3), 301-313 (2018).</li>
<li>Watkins, J. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Clinical+Impact+of+Selective+and+Nonselective+Beta-Blockers+on+Survival+in+Patients+with+Ovarian+Cancer%3A+Beta-Blockers+and+Ovarian+Cancer+Survival%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer%22%5BJournal%5D)">Clinical Impact of Selective and Nonselective Beta-Blockers on Survival in Patients with Ovarian Cancer: Beta-Blockers and Ovarian Cancer Survival.</a> Cancer. 121 (19), 3444-3451 (2015).</li>
<li>Lutgendorf, S. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stress-Related+Mediators+Stimulate+Vascular+Endothelial+Growth+Factor+Secretion+by+Two+Ovarian+Cancer+Cell+Lines%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Cancer+Research%22%5BJournal%5D)">Stress-Related Mediators Stimulate Vascular Endothelial Growth Factor Secretion by Two Ovarian Cancer Cell Lines.</a> Clinical Cancer Research. 9 (12), 4514-4521 (2003).</li>
<li>Sood, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stress+Hormone-Mediated+Invasion+of+Ovarian+Cancer+Cells%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Cancer+Research%22%5BJournal%5D)">Stress Hormone-Mediated Invasion of Ovarian Cancer Cells.</a> Clinical Cancer Research. 12 (2), 369-375 (2006).</li>
<li>Hoffmann, T., Dorrestein, P. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Homogeneous+Matrix+Deposition+on+Dried+Agar+for+MALDI+Imaging+Mass+Spectrometry+of+Microbial+Cultures%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+The+American+Society+for+Mass+Spectrometry%22%5BJournal%5D)">Homogeneous Matrix Deposition on Dried Agar for MALDI Imaging Mass Spectrometry of Microbial Cultures.</a> Journal of The American Society for Mass Spectrometry. 26 (11), 1959-1962 (2015).</li>
<li>Zink, K. E., Dean, M., Burdette, J. E., Sanchez, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+Mass+Spectrometry+Reveals+Crosstalk+between+the+Fallopian+Tube+and+the+Ovary+That+Drives+Primary+Metastasis+of+Ovarian+Cancer%5BTitle%5D)+AND+%22ACS+Central+Science%22%5BJournal%5D)">Imaging Mass Spectrometry Reveals Crosstalk between the Fallopian Tube and the Ovary That Drives Primary Metastasis of Ovarian Cancer.</a> ACS Central Science. 4 (10), 1360-1370 (2018).</li>
<li>Armaiz-Pena, G. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Src+Activation+by+%CE%B2-Adrenoreceptors+Is+a+Key+Switch+for+Tumour+Metastasis%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Communications%22%5BJournal%5D)">Src Activation by β-Adrenoreceptors Is a Key Switch for Tumour Metastasis.</a> Nature Communications. 4, 1403(2013).</li>
<li>Choi, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((HTERT+Mediates+Norepinephrine-Induced+Slug+Expression+and+Ovarian+Cancer+Aggressiveness%5BTitle%5D)+AND+%22Oncogene%22%5BJournal%5D)">HTERT Mediates Norepinephrine-Induced Slug Expression and Ovarian Cancer Aggressiveness.</a> Oncogene. 34 (26), 3402(2015).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia

Istnieje coraz więcej dowodów, które sugerują rolę noradrenaliny w HGSOC 12,17,18, a ta technika przyczyniła się do uzyskania większej ilości informacji mechanistycznych. Z co najmniej ośmioma warunkami biologicznymi obecnymi na tym samym szkiełku, metoda może uwzględniać kontrole biologiczne, takie jak specyficzność genów i komórek, a także kontrole pożywek w jednym przebiegu IMS. Chociaż metoda została zoptymalizowana pod kąte...

Spektrometria mas obrazowania (IMS) została zoptymalizowana w celu scharakteryzowania przestrzennego rozkładu cech molekularnych w trzech szeroko stosowanych zastosowaniach: plastry tkanek, sferoidy i kolonie drobnoustrojów1,2,3. Wycinki tkanek można wykorzystać do oceny lokalizacji metabolitów w kontekście warunków biologicznych w gospodarzu, zarówno ukierunkowanych, jak i niedocelowych w określonym zakresie masy. Jednak różnice między cechami molekularnymi są najbardziej znaczące i oczywiste, gdy porównuje się zdrową tkankę ze stanem chorobowym, na przykład guzem. To podejście IMS jest szczególnie przystosowane do wykrywania biomarkerów choroby, jednak pobieranie próbek tkanek na dyskretnych etapach progresji choroby (takich jak stopień zaawansowania nowotworu) wyklucza identyfikację sygnałów, które mogą być ważne dla zainicjowania choroby. Wymiana informacji w przestrzeni jest wszechobecną cechą wielu systemów biologicznych, a wycinki tkanek nie są w stanie uchwycić tego dynamicznego przekaźnika chemicznego. Jedną z technik, która jest w stanie uwidocznić wymianę chemiczną i dyfuzję, jest IMS kolonii drobnoustrojów wyhodowanych na płytkach agarowych; małe cząsteczki są zdolne do dyfuzji przez agar i mogą być wychwytywane za pomocą spektrometrii mas z desorpcją/jonizacją laserową wspomaganą matrycą (MALDI-TOF)4. Ten układ wzrostu może być wykorzystany do identyfikacji cząsteczek wymienianych między odrębnymi jednostkami biologicznymi (koloniami), a także może określić kierunkowość produkcji metabolitów. Platforma, pierwotnie zaprojektowana do hodowli kolonii drobnoustrojów, została przystosowana do badania pierwotnego metabolizmu eksplantatów tkanek hodowanych z komórkami ssaków, a IMS wykorzystano do oceny dynamicznej wymiany chemicznej w systemie ssaków in vitro.
W ciągu ostatnich kilku lat stało się jasne, że surowiczy rak jajnika wysokiego stopnia (HGSOC) często pochodzi z nabłonka jajowodu (FTE), a następnie daje przerzuty do jajnika we wczesnym stadium rozwoju choroby5,6,7,8. Powód, dla którego rakotwórcze komórki FTE rozprzestrzeniają się do jajnika, gdzie ostatecznie tworzą się duże guzy i dają dalsze przerzuty, jest obecnie niejasny. Wcześniejsze badania koncentrowały się na roli białek jajnika w pierwotnych przerzutach do jajnika; Jednak ostatnio wykazano, że przejście od tkanki zdrowej do nowotworowej powoduje ogromne zakłócenie metabolizmu komórkowego i zmienia produkcję małych cząsteczek9,10,11. Dlatego postawiliśmy hipotezę, że małe cząsteczki wymieniane między FTE a jajnikiem mogą być częściowo odpowiedzialne za pierwotne przerzuty HGSOC.
Korzystając z naszej nowo opracowanej procedury IMS, ustaliliśmy, że kokultura rakotwórczego FTE i zdrowej tkanki jajnika indukuje produkcję noradrenaliny z jajnika. Jednak inne typy komórek lub normalne komórki FTE nie wywoływały tego efektu. Niezwykłą zaletą tej metody jest to, że można wizualizować molekularną produkcję i wymianę sygnałów, które reprezentują rzeczywiste cząsteczki, dzięki czemu nawet w kokulturze możliwe jest określenie źródła sygnału. Jest to przewaga nad analizą próbek homogenizowanych, gdzie traci się wszystkie informacje przestrzenne. W naszym systemie modelowym byliśmy w stanie jednoznacznie przypisać produkcję noradrenaliny do jajnika. Noradrenalina została powiązana z przerzutami i chemoopornością raka jajnika, a nasze wykrycie tej cząsteczki potwierdziło, że nowa metoda IMS może odkryć biologicznie istotne cząsteczki12,13,14. Ta walidacja pozwala nam zasugerować, że to nowe zastosowanie IMS może być szczególnie pomocne dla grup badawczych, które próbują zidentyfikować małe cząsteczki w środowiskach kokulturowych i zrozumieć wczesne zdarzenia, które wpływają na transformację komórek i przerzuty. Ogólnym celem tej metody jest wyjaśnienie tożsamości i rozmieszczenia przestrzennego małych cząsteczek podczas wymiany między tkankami i narządami, reprezentowanych przez hodowle komórkowe 3D in vitro lub tkanki ex vivo.

<table><tbody><tr><td>15 ml probówki Falcon</td><td>Denville</td><td>C1017-O</td><td>Do zbierania komórek</td></tr><tr><td>Komora 8-dołkowa (komora Millipore EZ)</td> <td>Millipore</td><td>PEZGS0816</td><td>Ponownie wykorzystana z Millipore Szkiełko komorowe Millicell EZ-slide</td></tr><tr><td>Acetonitryl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>34998-4L</td><td>Rozpuszczalnik do natryskiwanej matrycy</td></tr><tr><td>Alpha Minimum Essential Medium (&alpha; MEM)</td><td>Fisher</td><td>10-022-CV</td><td>Pożywka do hodowli komórkowych</td></tr><tr><td>Prędkość Autoflex MALDI-TOF LRF</td><td>Bruker</td><td></td><td>Do analizy danych IMS</td></tr><tr><td>Wirówka</td><td>Eppendorf</td><td>5810 R</td><td>Do zbierania komórek i usuwania supernatantu</td></tr><tr><td>CHCA Matrix</td><td>Bruker Daltonic</td><td>8201344</td><td>Matrix natryskiwany na wysuszone szkiełko</td></tr><tr><td>DHB Matrix</td><td>Bruker Daltonic 8201346</td><td></td><td>Matrix w sprayu na wysuszone szkiełko</td></tr><tr><td>Jednorazowe skalpele</td><td>Fisher</td><td>22-079-707</td><td>Do usuwania jajników</td></tr><tr><td>Nożyczki preparacyjne</td><td>Fisher</td><td>13-804-6</td><td>Do usuwania jajników</td></tr><tr><td>DMEM Media</td><td>Gibco</td><td>11995-065</td><td>Pożywka zmieszana z</td></tr><tr><td>naskórkowym czynnikiem wzrostu agarozy</td><td>Peprotech Inc.</td><td>100-15</td><td>Pożywki do hodowli komórkowych suplement</td></tr><tr><td>Probówki Eppendorfa</td><td>Genesee Scientific</td><td>22-282</td><td>Dla podwielokrotności agarozy</td></tr><tr><td>Estradiol-17&beta;</td><td>Simga-Aldrich</td><td>E2758</td><td>Suplement pożywki do hodowli komórkowych</td></tr><tr><td>Surowica bydlęca</td><td>płodu Denville</td><td>fb5001</td><td>Suplement pożywki do hodowli komórkowych</td></tr><tr><td>FlexControl 3.4</td><td>Oprogramowanie do akwizycji danych</td><td>Bruker Daltonic</td><td></td> IMS</tr><tr><td>FlexImaging 4.1</td><td>Oprogramowanie do analizy danych Bruker Daltonic</td><td></td><td>IMS</td></tr><tr><td>Kleszcze (cienkie)</td> <td>Fsiher</td><td>22-327379</td><td>Do usuwania jajniki</td></tr><tr><td>Gentamycyna</td><td>Cellgro</td><td>30-005-CR</td><td>Pożywka do hodowli komórkowych</td></tr><tr><td>Insulina, transferyna, selen (ITS)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>11074547001</td><td>Suplement do pożywek do hodowli komórkowych</td></tr><tr><td>Szkiełko z powłoką ITO Platforma</td><td>8237001</td><td>do</td><td>inkubacji kohodowli</td></tr><tr><td>L-15 firmy Leibovitz</td><td>Gibco</td><td>11415064</td><td>Pożywki stosowane podczas wytwarzania tkanek rozwarstwienie</td></tr><tr><td>L-glutaminy</td><td>Gibco</td><td>25030-081</td><td>Suplement pożywki do hodowli komórkowych</td></tr><tr><td>Niskotopliwa agaroza</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A9414-10G</td><td>Zmieszany z podłożem do powlekania</td></tr><tr><td>Basen na media</td><td>Corning</td><td>4870</td><td>Służy do cięcia plastikowych przegród do dzielonych komór</td></tr><tr><td>Penicylina-streptomycyna</td><td>Gibco</td><td>15140-122</td><td>Suplement pożywki</td></tr> <tr><td>do hodowli komórkowychWzorzec kalibracji peptydów</td><td>Bruker Daltonic</td><td>8206195</td><td>Kaliberant dla średniego zakresu mas</td></tr><tr><td>Phophorus red</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>343-242-5G</td><td>Kalibert dla niskiego zakresu mas</td></tr><tr><td>SCiLS Lab 2015</td><td>Bruker Daltonic</td><td></td><td>IMS analiza statystyczna danych</td></tr><tr><td>Kleszcze chirurgiczne ()</td><td>Fisher</td><td>08-875-8B</td><td>Do usuwania jajników</td></tr><tr><td>TFA</td><td>Fisher Technologie</td><td>A116-50</td><td>Dodano do roztworu matrycowego</td></tr><tr><td>Urządzenie natryskowe TM HTX</td><td>Technologies Do</td><td></td><td>nakładania matrycy</td></tr></tbody></table>

uchwycenie komunikacji małych cząsteczek między tkankami a komórkami za pomocą obrazowej spektrometrii mas

Capturing Small Molecule Communication Between Tissues and Cells Using Imaging Mass Spectrometry

Obrazowanie spektrometrii mas (IMS) jest rutynowo stosowane do trzech typów próbek: skrawków tkanek, sferoid i kolonii drobnoustrojów. Te typy próbek zostały przeanalizowane przy użyciu spektrometrii mas czasu przelotu wspomaganej desorpcją/jonizacją laserową (MALDI-TOF MS) w celu wizualizacji rozmieszczenia białek, lipidów i metabolitów w badanej próbce biologicznej. Opracowaliśmy nowatorską metodę przygotowania próbek, która łączy mocne strony trzech poprzednich zastosowań, aby zająć się niedostatecznie zbadanym podejściem do identyfikacji komunikacji chemicznej w raku, poprzez wysiewanie kultur komórek ssaków do agarozy w kokulturze ze zdrowymi tkankami, a następnie suszenie próbki. Tkanki i komórki ssaków są hodowane w bliskim sąsiedztwie, co umożliwia komunikację chemiczną poprzez dyfuzję między tkanką a komórkami. W określonych punktach czasowych próbka na bazie agarozy jest suszona w taki sam sposób, jak kolonie drobnoustrojów przygotowane do analizy IMS. Nasza metoda została opracowana w celu modelowania komunikacji między surowiczym rakiem jajnika o wysokim stopniu złośliwości pochodzącym z jajowodu, który oddziałuje z jajnikiem podczas przerzutów. Optymalizacja przygotowania próbki pozwoliła na zidentyfikowanie noradrenaliny jako kluczowego składnika chemicznego w mikrośrodowisku jajników. Ta nowo opracowana metoda może być zastosowana do innych systemów biologicznych, które wymagają zrozumienia komunikacji chemicznej między sąsiednimi komórkami lub tkankami.

Optymalnie wysuszone slidy ITO pozwolą uzyskać płaską, wysuszoną próbkę z minimalną lub żadną liczbą zmarszczek na powierzchni agarozy oraz fragmenty agarozy, które zachowują separację przestrzenną na slajdzie (Rycina 3). Rycina 3A przedstawia optymalne wysuszenie, natomiast Rycina 3B ukazuje zmarszczki, których należy unikać. Optymalizacja ta wymaga uważnego monitorowania slajdu w piecu, ponieważ do...

Nowatorska metoda przygotowania próbki została opracowana w celu dostosowania kokultury komórek i tkanek do wykrywania wymiany małych cząsteczek za pomocą obrazowania spektrometrii mas.

Uchwycenie komunikacji małych cząsteczek między tkankami a komórkami za pomocą obrazowej spektrometrii mas

Imaging mass spectrometry (IMS) has routinely been applied to three types of samples: tissue sections, spheroids, and microbial colonies. These sample ...

Nasz protokół może mapować komunikację chemiczną małych cząsteczek między komórkami i tkankami, a my zastosowaliśmy go specjalnie do badania małych cząsteczek w metatezie raka jajnika. Główną zaletą naszej techniki jest możliwość pomiaru małych cząsteczek w sposób bezznacznikowy przy zachowaniu integralności przestrzennej komórek i tkanek w 2D. Technika ta pozwoliła nam zbadać udział małych cząsteczek w przerzutach raka jajnika w sposób nieukierunkowany.Może to doprowadzić do odkrycia nowych celów terapeutycznych i ścieżek, które wcześniej były pomijane. Metodologię tę można łatwo rozszerzyć na inne nowotwory, które mogą być hodowane w agarozie i każdej innej chorobie, w której składnik przestrzenny może być ważny dla uzyskanego fenotypu komórkowego. Upewnienie się, że wszystkie komórki i komponenty są w zasięgu ręki oraz cierpliwość w procesie suszenia jest niezbędne dla tego protokołu.Pospieszny etap osuszania może często prowadzić do niskiej jakości danych ze spektrometrii mas. Wizualna demonstracja tej metody jest pomocna w zrozumieniu naszych etapów przygotowania próbki i suszenia, ponieważ znacznie odbiegają one od typowych eksperymentów spektrometrii mas z obrazowaniem, które wykorzystują tkanki lub drobnoustroje na agarze. Na początek upłynnij agarozę w temperaturze 70 stopni Celsjusza na gorącym talerzu.Umieść ośmiodołkową przegrodę na szkiełku nasączonym ITO. Poprzez standardowe traktowanie trypsyną, zbierz komórki MOE w 15-mililitrowej stożkowej probówce, odwiruj i dodaj jeden raz pożywkę DMEM do ponownego zawieszenia, aby uzyskać stężenie 50 000 komórek na 150 mikrolitrów, co stanowi dwukrotność pożądanej końcowej gęstości. W przypadku niepodzielonych kokultur użyj kleszczy, aby dodać eksplant jajnika do środka czterech studzienek.Tuż przed posiewem połącz 200 mikrolitrów zawiesiny komórek i 200 mikrolitrów skroplonej agarozy w pojedynczych dwumililitrowych probówkach. Podczas pipetowania należy unikać pęcherzyków powietrza. Natychmiast dodaj 300 mikrolitrów mieszaniny komórek i agarozy do każdej studzienki i wywieraj ciągły, delikatny nacisk w dół na rozdzielacz, aby upewnić się, że nie ma wycieków ani mieszania między studzienkami.Upewnij się, że nie ma pęcherzyków powietrza, a jajnik pozostaje w środku studzienki. Jeśli pipetowana agaroza naruszyła jajnik, delikatnie użyj końcówki pipety, aby ją wyśrodkować, zanim agaroza ostygnie. Następnie inkubuj szkiełko w temperaturze 37 stopni Celsjusza i 5% dwutlenku węgla w nawilżanym inkubatorze.W przypadku podzielonych kokultur wytnij przegrody z cienkiego, gładkiego tworzywa sztucznego. Używane są boki sterylnego, jednorazowego zbiornika na media. Przytnij je na tyle szeroko, aby dobrze pasowały do przeciwprostokątnej studni.Umieść ośmiodołkową przegrodę na szkiełku poddanym obróbce ITO i włóż plastikowe przekładki po przekątnej do studzienek. Przygotuj hodowle komórkowe tak, jak poprzednio, i połącz 100 mikrolitrów zawiesiny komórkowej i 100 mikrolitrów skroplonej agarozy w dwumililitrowej probówce. Natychmiast umieść 150 mikrolitrów mieszaniny komórek i agarozy po jednej stronie rozdzielacza, utrzymując nacisk na przegrodę w dół.Pozwól agarozie ostygnąć i zestaleniu się przez około minutę, a następnie wyjmij rozdzielacz. Użyj kleszczy, aby umieścić eksplant jajnika na środku pustej połowy studzienki. Dodaj 150 mikrolitrów mieszaniny komórkowo-agarozowej na wierzch jajnika.Inkubuj szkiełko w temperaturze 37 stopni Celsjusza i 5% dwutlenku węgla w nawilżanym inkubatorze. Po czterech dniach wyjmij rozdzielacz komory z korków agarozowych. Płaską szpatułką oderwij boki agarozy od komory i delikatnie pociągnij komorę do góry.Jeśli jakiekolwiek zatyczki agarozowe zostaną poruszone, delikatnie zmień ich położenie, aby się nie stykały. Umieść szkiełko w piekarniku o temperaturze 37 stopni Celsjusza na około cztery godziny i obracaj o 90 stopni co godzinę, aby zapewnić równomierne rozprowadzenie ciepła w całej próbce. Szkiełko musi być całkowicie wysuszone.W przeciwnym razie może to doprowadzić do eksplozji próbki w środowisku wysokiej próżni spektrometru mas MALDI-TOF. Suszenie szkiełka i monitorowanie postępu jest najważniejszym krokiem do osiągnięcia wysokiej rozdzielczości przestrzennej i jakości widm masowych. Jeśli wystąpi łuszczenie lub nadmierne marszczenie, nie zalecamy zbierania danych ze spektrometrii mas.Mając parametry ustawione na opryskiwaczu matrycowym, nałóż roztwór matrycy na szkiełko. Aby użyć czerwieni fosforowej jako kalibru, dodaj jeden mikrolitr czerwieni fosforowej do czystego miejsca na szkiełku. Aby użyć mieszaniny peptydów jako kalibru, wymieszaj ją z matrycą na Parafilm w stosunku jeden do jednego, aby wspomóc jonizację, i umieść 0,5 do jednego mikrolitra na szkiełku.Poczekaj, aż calibrant wyschnie przed akwizycją danych spektrometrii mas obrazowania. Narysuj X za pomocą markera permanentnego w każdym rogu slajdu i zrób zdjęcie optyczne za pomocą aparatu lub skanera w rozdzielczości 1200 dpi. W tym eksperymencie dokładne monitorowanie szkiełka w piecu jest niezbędne, aby zapewnić optymalny wysuszony szkiełko ITO, co skutkuje płaską, wysuszoną próbką z minimalnymi lub zerowymi zmarszczkami na powierzchni agarozy.Ten rysunek pokazuje zmarszczki, których należy unikać. Zmarszczki mogą nieznacznie wpływać na wysokość, a tym samym na dokładność masy sygnałów spektrometrii mas obrazowania. Niewielkie zmarszczki nie wpłyną na jakość danych.Optymalnie zlokalizowana tkanka powinna znajdować się jak najbliżej środka. Użyta tkanka powinna znajdować się w środku studzienki, jeśli jest niepodzielona, lub w środku półtrójkąta, jeśli jest podzielona tak, aby pozyskiwanie danych IMS nie było zanieczyszczone efektami krawędzi. Źle ustawiona tkanka, podczas obrazowania, może powodować fałszywe sygnały masy z efektów krawędziowych.Wysuszony obraz szkiełka służy do uczenia spektrometru mas MALDI-TOF, które obszary należy obrazować. Małe obszary wokół tkanki jajnikowej wybrano do IMS przy 50 mikrometrach. Reprezentatywny obraz sygnału m-over-z jest pokazany dla niepodzielonych kokultur, a także dla konfiguracji dzielonej komory.Najważniejszą rzeczą do zapamiętania jest to, że uzyskane dane są tylko tak dobre, jak przygotowanie próbki. Zwróć szczególną uwagę na proces suszenia. Najbardziej ekscytującym aspektem jest walidacja małych cząsteczek odkrytych w ten sposób za pomocą innych eksperymentów, takich jak testy inwazji lub testy kolonizacji, w celu poinformowania o efektywnym stężeniu i przełożenia na biologię człowieka.Oczekujemy, że otworzy to drzwi do odkrycia nowych ścieżek potencjalnych celów terapeutycznych w raku jajnika poprzez lepsze zrozumienie procesów zachodzących w pierwotnej metatezie raka jajnika.

capturing-small-molecule-communication-between-tissues-cells-using

Research

JoVE Journal

Cancer Research

Badania nad rakiem

Spektrometria mas z jonizacją metodą desorpcji (DESI-MS) to metoda otoczenia, za pomocą której próbki, w tym tkanki biologiczne, mogą być obrazowane przy minimalnym przygotowaniu próbki. Poprzez rasterowanie próbki poniżej sondy jonizacyjnej, ta technika oparta na rozpylaniu zapewnia wystarczającą rozdzielczość przestrzenną, aby dostrzec interesujące cechy molekularne w obrębie skrawków tkanki.

Obrazowanie tkanek biologicznych metodą spektrometrii mas z desorpcją i jonizacją metodą elektrorozpylania

Tutaj prezentujemy protokoły do wykonywania zarówno obrazowania tkanek za pomocą spektrometrii mas otoczenia (MSI), jak i analizy MS na żywo (SCMS) in situ przy użyciu pojedynczej sondy, która jest zminiaturyzowanym wielofunkcyjnym urządzeniem do analizy MS.

Zastosowania pojedynczej sondy: obrazowanie spektrometrią mas i analiza pojedynczych komórek w warunkach otoczenia

Zintegrowana platforma do manipulacji komórkami została opracowana do użytku w połączeniu z jednosondowym zestawem spektrometrii mas do analizy on-line pojedynczych komórek zawiesinowych w warunkach otoczenia.

Zintegrowana platforma do manipulacji komórkami w połączeniu z pojedynczą sondą do analizy spektrometrii mas leków i metabolitów w pojedynczych komórkach zawiesinowych

Celem tego protokołu jest dostarczenie szczegółowych wskazówek dotyczących przygotowania próbki podczas planowania eksperymentów z użyciem MALDI MSI, aby zmaksymalizować wykrywanie metaboliczne i molekularne w próbkach biologicznych.

Przygotowanie próbki do profilowania metabolicznego przy użyciu obrazowania spektrometrii mas MALDI

W erze immunoterapii nowotworów, zainteresowanie wyjaśnieniem dynamiki mikrośrodowiska guza znacznie wzrosło. Protokół ten szczegółowo opisuje technikę obrazowania spektrometrii mas w odniesieniu do etapów barwienia i obrazowania, które pozwalają na wysoce zmultipleksowaną analizę przestrzenną.

Poszerzanie wiedzy na temat mikrośrodowiska guza za pomocą obrazowania spektrometrią mas próbek tkanek utrwalonych w formalinie i zatopionych w parafinie

Nowatorska metoda przygotowania próbek została zademonstrowana do analizy makrokolonii bakteryjnych na bazie agaru za pomocą matrycowej desorpcji/jonizacji laserowej spektrometrii mas.

Badanie współpracy mikrobiologicznej poprzez obrazową analizę spektrometrii mas kolonii bakteryjnych hodowanych na agarze i w tkance podczas infekcji

Opracowano zaawansowaną metodę obrazowania organoidów mózgowych za pomocą spektrometrii mas (MSI), która pozwala na mapowanie rozkładów metabolitów w tych modelach. Technologia ta oferuje wgląd w szlaki metaboliczne mózgu i sygnatury metabolitów we wczesnym okresie rozwoju i choroby, obiecując głębsze zrozumienie funkcji ludzkiego mózgu.

Obrazowanie molekularne organoidów ludzkiego mózgu z wykorzystaniem spektrometrii mas

Ten protokół opisuje użycie mikroMS do sterowanej fluorescencją, jednokomórkowej spektrometrii mas MALDI-2, umożliwiając lepsze profilowanie molekularne pierwotnych komórek neuronalnych szczura.

Desorpcja/jonizacja laserowa wspomagana matrycą pod wpływem fluorescencji ze spektrometrią mas z indukowaną laserem spektrometrią mas z jonizacji poszczególnych komórek nerwowych szczura

Protokół ten ma na celu zachowanie metabolitów komórkowych dla jednokomórkowej spektrometrii mas (SCMS) poprzez połączenie płukania lotnego roztworu soli, szybkiego hartowania ciekłym azotem, liofilizacji i przechowywania w temperaturze -8 °C. Wykazano, że hartowanie ciekłym azotem jest niezbędne do utrzymania profili metabolitów, podczas gdy długotrwałe przechowywanie w chłodni powinno być zminimalizowane, aby zapobiec zmianom metabolicznym.

Przygotowanie próbek do badań metabolomicznych spektrometrii mas pojedynczych komórek: połączone mycie, hartowanie, suszenie i przechowywanie komórek

Ten protokół opisuje spektrometrię masową pojedynczych komórek obrazowania komórek OVCAR-8 z wykorzystaniem jonizacji z desorpcji i elektrozrygowania połączonych ze spektrometrami masowymi Orbitrap do metabolomiki wysokiej rozdzielczości przestrzennej.

Obrazowanie spektrometrii masowej pojedynczych komórek z wykorzystaniem jonizacji z dezorpcją za pomocą elektrycznej emisji rozpyłowej połączonej ze spektrometrami masy Orbitrap

Odkryj metodę obrazowej spektrometrii mas do badania komunikacji małych cząsteczek między tkankami a komórkami w kontekście przerzutów raka jajnika. Technika ta umożliwia bezetykietowe pomiary z zachowaniem integralności przestrzennej próbek.

Uchwycenie komunikacji małych cząsteczek między tkankami a komórkami za pomocą obrazowej spektrometrii mas

Przeglądaj więcej filmów