Name: Wprowadzenie mutacji punktowych do ludzkich pluripotencjalnych komórek macierzystych przy użyciu płynnej edycji genomu (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-05-10T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 3 s
Description: Poznaj metodę bezszwowej edycji genomu w ludzkich pluripotencjalnych komórkach macierzystych przy użyciu Cas9 nickase i wektora piggyBac. Protokół umożliwia precyzyjne wprowadzanie mutacji punktowych w locus HNF4α.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dziękujemy Kosuke Yusa za udostępnienie plazmidów pMCS-AAT_PB-PGKpuroTK i pCMV-hyPBazy. Dziękujemy Jia-Yin Yangowi i Karamjit Singh-Doltowi za pomocne dyskusje na temat edycji genomu. Laboratorium D.C.H. jest wspierane przez nagrodę Biura Głównego Naukowca (TC/16/37) oraz Brytyjskiej Platformy Medycyny Regeneracyjnej (MR/L022974/1). Y.W. otrzymał stypendium doktoranckie ufundowane przez Chińską Radę Stypendialną i Uniwersytet w Edynburgu.

1. Projektowanie i konstruowanie plazmidów ekspresyjnych CRISPR/Cas9n-sgRNA
<ol>
	<li>Szukaj sekwencji prowadzących 20-bp bezpośrednio przed dowolnym 5'-NGG w pobliżu miejsca, które ma być modyfikowane. Para jednoprzewodnikowych RNA (sgRNA) jest potrzebna, gdy używana jest nickaza Cas9 (Cas9n) ze Streptococcus pyogenes. Para sgRNA musi być w stanie wygenerować zwisy 5' po nacięciu z offsetem od -4 do 20 pz6.</li>
	<li>Zamów niezbędne oligonukleotydy i wektor pSpCas9n-2A-puro.</li>
	<li>Sklonuj sgRNA do wektora pSpCas9n w celu koekspresji z Cas9n zgodnie z opublikowanym protokołem12.</li>
</ol>
2. Projektowanie i konstruowanie wektora kierowania opartego na piggyBac
<ol>
	<li>Pobierz docelową sekwencję genu i wyszukaj lokalizację TTAA w pobliżu miejsca, które ma zostać zmodyfikowane. 
	UWAGA: Odległość między lokalizacją TTAA a lokalizacją, która ma być modyfikowana, powinna być jak najmniejsza. Jeśli w sekwencji kodującej i w odległości 100 pz nie ma miejsca TTAA, konieczne jest wprowadzenie go poprzez dokonanie synonimicznych podstawień nukleotydów.</li>
	<li>Zaprojektuj ramiona homologii (HA) i uwzględnij pożądane mutacje punktowe w HA. Optymalna długość kwasu hialuronowego powinna wynosić około 500 - 1200 bp. 
	UWAGA: Zaleca się wprowadzenie synonimicznych podstawień nukleotydów w celu mutacji sekwencji PAM w celu uniknięcia potencjalnego ponownego rozszczepienia Cas9n.</li>
	<li>Skonstruuj ostateczny wektor kierowania zgodnie z ustalonym protokołem10. 
	UWAGA: W zastosowanym tutaj wektorze docelowym, kaseta selekcyjna puro-deltaTK napędzana promotorem PGK jest otoczona powtórzeniami odwróconymi transpozonami.</li>
</ol>
3. Edycja genetyczna ludzkich pluripotencjalnych komórek macierzystych
<ol>
	<li>Utrzymuj ludzkie pluripotencjalne komórki macierzyste (hPSC) w nawilżanym inkubatorze w temperaturze 37 °C i 5% CO2 na powierzchniach pokrytych rekombinowaną lamininą 521 (5 μg/ml) w mTeSR1 medium13. Komórki powinny osiągnąć zbieżność 70-85% po 72 godzinach po podziale 1:3. 
	UWAGA: Jeśli są obecne, usuń spontanicznie zróżnicowane komórki przed codzienną zmianą pożywki, delikatnie je odsysając.</li>
	<li>W dniu transfekcji pokryć wystarczającą ilość studzienek na płytce 24-dołkowej 300 μl roztworu lamininy 521 (5 μg/ml) w temperaturze 37 °C przez co najmniej 2 godziny.</li>
	<li>Delikatnie usunąć roztwór powlekający i dodać 300 μl świeżej pożywki mTeSR1 uzupełnionej 10 μM inhibitorem ROCK do każdej studzienki, a następnie umieścić płytkę z powrotem w inkubatorze w celu pobrania komórek. 
	UWAGA: Nie dopuścić do wyschnięcia płytek w żadnym momencie po usunięciu roztworu powlekającego lamininę.</li>
	<li>Przenieś podstawowe hPSC z inkubatora, usuń zużytą pożywkę, a następnie umyj komórki za pomocą 1 ml sterylnego 1x DPBS.</li>
	<li>Dodać 1 ml delikatnego odczynnika do dysocjacji komórek do każdego dołka na 6-dołkowej płytce i inkubować w temperaturze 37 °C przez 6-8 minut w celu dysocjacji komórek. 
	UWAGA: Delikatnie postukaj w płytkę i sprawdź, czy komórki mogą się łatwo oderwać, aby zdecydować, czy trawienie jest wystarczająco długie.</li>
	<li>Delikatnie pipetuj w górę i w dół za pomocą końcówki P1000, aby zdjąć wszystkie hPSC.</li>
	<li>Zakończ dysocjację, dodając 2 ml świeżej pożywki mTeSR1 uzupełnionej 10 μM inhibitorem ROCK (Y-27632) do zawiesiny komórki.</li>
	<li>Dobrze wymieszać i przenieść zawiesinę jednokomórkową do probówki o pojemności 50 ml i odwirować przy 200 x g przez 3 minuty w temperaturze pokojowej.</li>
	<li>Usunąć supernatant i ponownie zawiesić komórki w 2 ml świeżej pożywki mTeSR1 uzupełnionej inhibitorem 10 μM ROCK.</li>
	<li>Policz żywe komórki za pomocą hemocytometru. Użyj Trypan Blue do barwienia i wykluczania martwych komórek.</li>
	<li>Przenieść 8 x 105 do 1 x 106 żywych komórek do probówki o pojemności 1,5 ml dla każdej reakcji nukleofekcji i odwirować przy 200 x g przez 3 min. Następnie ostrożnie odessać supernatant.</li>
	<li>Wymieszaj 3 μg sparowanych plazmidów ekspresyjnych Cas9n-sgRNA i 5 μg plazmidu wektora docelowego w 100 μl mieszanego roztworu/suplementu nukleofekcji z zestawu do nukleofekcji ludzkich komórek macierzystych. Użyj plazmidu kontrolnego GFP z zestawu i przygotuj również mieszankę plazmidów kontrolnych GFP. 
	UWAGA: Ważne jest, aby wykonać maxi-prep wszystkich plazmidów, aby zmniejszyć zanieczyszczenie endotoksynami przed nukleofekcją. Stężenie plazmidów powinno wynosić około 1 μg/μl.</li>
	<li>Użyj mieszanki DNA (objętość ~111 μL), aby ponownie zawiesić przygotowane komórki i przenieść je do kuwety elektroporacyjnej (dostarczonej z zestawem do nukleofekcji), unikając pęcherzyków.</li>
	<li>Elektrorazować komórki za pomocą urządzenia do nukleofekcji, wybierając optymalne warunki dla ludzkich pluripotencjalnych komórek macierzystych. 
	UWAGA: Jeśli po raz pierwszy używasz zestawu do nukleofekcji dla ludzkich pluripotencjalnych komórek macierzystych, konieczne jest przetestowanie programu elektroporacji i wybranie najbardziej wydajnego.</li>
	<li>Natychmiast dodać 500 μl świeżej i ciepłej do 37 °C pożywki mTeSR1 uzupełnionej 10 μM inhibitorem ROCK do elektroporowanych ogniw. Przenieść mieszaninę do 2 dołków na 24-dołkowej płytce przygotowanej z etapów 3.2 i 3.3.</li>
	<li>Szybko włóż płytkę z powrotem do inkubatora o temperaturze 37 °C/5% CO2 i pozwól komórkom dojść do siebie.</li>
	<li>12-16 godzin później wymień pożywkę do konserwacji ogniw. Jeśli komórki nawiązały kontakt komórka-komórka, należy wycofać inhibitor ROCK, jeśli nie, kontynuować uzupełnianie pożywki inhibitorem.</li>
	<li>W ciągu 24-48 godzin sprawdź wydajność nukleofekcji, badając ekspresję GFP w komórkach kontrolnych. Komórki GFP dodatnie powinny wynosić co najmniej 30 procent.</li>
	<li>48 godzin po nukleofekcji rozpocznij selekcję komórek, uzupełniając pożywkę mTeSR1 o 1 μg/ml puromycyny.</li>
	<li>72 godziny po nukleofekcji uzupełnić pożywkę mTeSR1 o 0,5 μg/ml puromycyny. Jeśli konfluencja komórek jest mniejsza niż 30%, uzupełnij również pożywkę inhibitorem 10 μM ROCK.</li>
	<li>4-6 dni po nukleofekcji, przejść komórki oporne na puromycynę do 10-15 x 96-dołkowych płytek w stężeniu 0,8 komórki/dołek. 
	UWAGA: Konieczne jest uzupełnienie pożywki o 10 μM inhibitor ROCK i 0,5 μg/ml puromycyny.</li>
	<li>Utrzymuj te komórki w temperaturze 37 °C/10% CO2 przez 10-12 dni, aby utworzyć kolonie pochodzące z pojedynczych komórek. Uzupełnij podłoże raz 7 dni po wysianiu. 
	UWAGA: Z naszego doświadczenia wynika, że zwiększony poziom CO2 pomaga pojedynczym hPSC w tworzeniu kolonii.</li>
	<li>Oznaczyć studzienki zawierające pojedynczą kolonię i zastąpić pożywkę świeżą pożywką mTeSR1 zawierającą 0,5 μg/ml puromycyny, ale bez inhibitora ROCK. 
	UWAGA: Od tego momentu komórki będą hodowane w temperaturze poniżej 37 °C/5% CO2 .</li>
	<li>Dwa dni później zmień podłoże dla studzienek zawierających niezróżnicowane kolonie. Uzupełnij pożywkę 10 μM inhibitorem ROCK i 0,5 μg/ml puromycyny. 
	UWAGA: W niektórych studzienkach komórki mogły się różnicować i wymagać odrzucenia.</li>
	<li>Użyj końcówek pipet P2, aby delikatnie zeskrobać kolonie. Przenieś zawiesinę komórkową pochodzącą z jednej kolonii do 2 nowych studzienek na oddzielnych 96-dołkowych płytkach i użyj jednej do genotypowania, a drugiej do utrzymania. 
	UWAGA: Ważne jest, aby starannie utrzymywać kolonie i utrzymywać poziom spontanicznego różnicowania do minimum.</li>
	<li>Weź płytkę zawierającą komórki do genotypowania, gdy zbieg w większości studzienek osiągnie 50% lub więcej. Wylej zużyte podłoże, a następnie umyj komórki raz za pomocą DPBS.</li>
	<li>Poddać komórki lizie w studzience za pomocą buforu do lizy Bradleya i wyizolować genomowe DNA z każdej studzienki na płytce zgodnie z powiązanym protokołem (https://mcmanuslab.ucsf.edu/protocol/dna-isolation-es-cells-96-well-plate).</li>
	<li>Użyj metody PCR z trzema starterami, aby niezależnie genotypować zarówno lewe, jak i prawe ramię homologii10. 
	UWAGA: Schemat przedstawiający metodę PCR jest przedstawiony w Rysunek 2.</li>
	<li>Wyślij produkty PCR skrzyżowania dla obu ramion homologii z 4-5 kolonii do sekwencjonowania Sangera i uzyskaj sekwencje. 
	UWAGA: Wynik sekwencjonowania 2 założonych kolonii jest pokazany w <silna klasa="xfig">Rysunek 3A.</li>
	<li>Utrzymuj kolonie z prawidłowym genotypem i wyrzuć resztę.</li>
	<li>Rozwiń odpowiednie kolonie pod ciągłą selekcją puromycyny i zamroź je przy najwcześniejszym możliwym pasażu.</li>
</ol>
4. Usuwanie transpozonu z docelowych ludzkich pluripotencjalnych komórek macierzystych
<ol>
	<li>Utrzymuj jedną rodzinę z prawidłowym genotypem poniżej 0,5 μg/ml selekcji puromycyny.</li>
	<li>Nucleofect 8 x 105 do 1 x 106 komórek z 5 μg nadpobudliwej transpozazy (pCMV-hyPBaza), jak opisano powyżej (sekcja 3, kroki 3.4-3.18). Wykonaj równolegle nukleofekcję kontrolną GFP. 
	UWAGA: Puromycyna powinna zostać usunięta z pożywki mTeSR1 natychmiast po nukleofekcji tych komórek.</li>
	<li>Hoduj i przesiewaj komórki z usuniętą kasetą selekcyjną puro-deltaTK zgodnie z opublikowanymi procedurami10. 
	UWAGA: Ważne jest, aby dokładnie przestrzegać oryginalnych procedur. FIAU, czyli 1-(2-deoksy-2-fluoro-β-d-arabinofuranozylo)-5-jodouracyl) był używany jako analog tymidyny do selekcji negatywnej opartej na kinazie tymidynowej pochodzącej z wirusa opryszczki pospolitej (HSV-tk).</li>
	<li>Ułóż sekwencję zmodyfikowanego obszaru, aby potwierdzić usunięcie transpozonu. 
	UWAGA: Wynik sekwencjonowania 3 założonych kolonii jest pokazany w <silna klasa="xfig">Rysunek 3B.</li>
	<li>Utrzymuj kolonie z prawidłowym genotypem i rozwijaj się w celu dalszego wykorzystania.</li>
	<li>Wykonaj charakterystykę markerów pluripotencji w wybranych koloniach przed użyciem ich do dalszej analizy. 
	UWAGA: Charakterystyka dwóch założonych kolonii jest pokazana w <silna klasa="xfig">Rysunek 4.</li>
</ol>

<ol><li>Rashidi, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((3D+human+liver+tissue+from+pluripotent+stem+cells+displays+stable+phenotype+in+vitro+and+supports+compromised+liver+function+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Archives+of+Toxicology%22%5BJournal%5D)">3D human liver tissue from pluripotent stem cells displays stable phenotype in vitro and supports compromised liver function in vivo.</a> Archives of Toxicology. 92 (10), 3117-3129 (2018).</li>
<li>Hockemeyer, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Efficient+targeting+of+expressed+and+silent+genes+in+human+ESCs+and+iPSCs+using+zinc-finger+nucleases%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Biotechnology%22%5BJournal%5D)">Efficient targeting of expressed and silent genes in human ESCs and iPSCs using zinc-finger nucleases.</a> Nature Biotechnology. 27 (9), 851-857 (2009).</li>
<li>Porteus, M. H., Baltimore, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chimeric+nucleases+stimulate+gene+targeting+in+human+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Chimeric nucleases stimulate gene targeting in human cells.</a> Science. 300 (5620), 763(2003).</li>
<li>Watanabe, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+ROCK+inhibitor+permits+survival+of+dissociated+human+embryonic+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Biotechnology%22%5BJournal%5D)">A ROCK inhibitor permits survival of dissociated human embryonic stem cells.</a> Nature Biotechnology. 25 (6), 681-686 (2007).</li>
<li>Jinek, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+programmable+dual-RNA-guided+DNA+endonuclease+in+adaptive+bacterial+immunity%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">A programmable dual-RNA-guided DNA endonuclease in adaptive bacterial immunity.</a> Science. 337, 816-822 (2012).</li>
<li>Ran, F. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Double+nicking+by+RNA-guided+CRISPR+cas9+for+enhanced+genome+editing+specificity%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Double nicking by RNA-guided CRISPR cas9 for enhanced genome editing specificity.</a> Cell. 154 (6), 1380-1389 (2013).</li>
<li>Cong, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multiplex+genome+engineering+using+CRISPR%2FCas+systems%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Multiplex genome engineering using CRISPR/Cas systems.</a> Science. 339 (6121), 819-824 (2013).</li>
<li>Mali, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((RNA-guided+human+genome+engineering+via+Cas9%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">RNA-guided human genome engineering via Cas9.</a> Science. 339 (6121), 823-826 (2013).</li>
<li>Yusa, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Targeted+gene+correction+of+%CE%B11-antitrypsin+deficiency+in+induced+pluripotent+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Targeted gene correction of α1-antitrypsin deficiency in induced pluripotent stem cells.</a> Nature. 478 (7369), 391-394 (2011).</li>
<li>Yusa, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Seamless+genome+editing+in+human+pluripotent+stem+cells+using+custom+endonuclease-based+gene+targeting+and+the+piggyBac+transposon%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">Seamless genome editing in human pluripotent stem cells using custom endonuclease-based gene targeting and the piggyBac transposon.</a> Nature Protocols. 8 (10), 2061-2078 (2013).</li>
<li>Wang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multiomics+Analyses+of+HNF4%CE%B1+Protein+Domain+Function+during+Human+Pluripotent+Stem+Cell+Differentiation%5BTitle%5D)+AND+%22iScience%22%5BJournal%5D)">Multiomics Analyses of HNF4α Protein Domain Function during Human Pluripotent Stem Cell Differentiation.</a> iScience. 16, 206-217 (2019).</li>
<li>Ran, F. A., Hsu, P. D., Wright, J., Agarwala, V., Scott, D. A., Zhang, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genome+engineering+using+the+CRISPR-Cas9+system%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">Genome engineering using the CRISPR-Cas9 system.</a> Nature Protocols. 8 (11), 2281-2308 (2013).</li>
<li>Wang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Defined+and+Scalable+Generation+of+Hepatocyte-like+Cells+from+Human+Pluripotent+Stem+Cells%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Defined and Scalable Generation of Hepatocyte-like Cells from Human Pluripotent Stem Cells.</a> Journal of Visualized Experiments. (121), 1-8 (2017).</li>
<li>Eggenschwiler, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+bi-allelic+modification+of+a+transcriptionally+silent+locus+in+patient-derived+iPSC+by+Cas9+nickase%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Improved bi-allelic modification of a transcriptionally silent locus in patient-derived iPSC by Cas9 nickase.</a> Scientific Reports. 6, 1-14 (2016).</li>
</ol>

D.C.H jest współzałożycielem, udziałowcem i dyrektorem Stemnovate Limited.

Opisany w niniejszym dokumencie protokół może być wykorzystany do wprowadzenia z góry określonych mutacji punktowych do endogennego locus w hPSC. Połączenie wektora celowniczego opartego na piggyBac i sparowanych plazmidów ekspresyjnych CRISPR/Cas9n okazało się niezawodne i wydajne11. Po edycji genu HNF4α 12 z 43 analizowanych klonów było prawidłowo ukierunkowanych, jak określono za pomocą badania przesiewowego PCR złącza. W szczególności skuteczność celowania biallelicznego wynosiła około 21% (9/43), a skuteczność celowania monoallelicznego wynosiła około 7% (3/43).
Po eksperymentach celujących kluczowe znaczenie ma utrzymanie selekcji puromycyny, aby utrzymać docelowy locus dostępny dla transpozazy piggyBac podczas pierwszej rundy badań przesiewowych. Zminimalizuje to wyciszenie kasety selekcyjnej puro-deltaTK napędzanej przez promotora PGK i zmniejszy tło w drugiej rundzie pokazu10. Niedawny raport wykazał, że promotor CAG jest bardziej odporny na wyciszenie niż promotor PGK w hPSC14. Zmiana promotora kasety selekcyjnej mogłaby zatem udoskonalić ten system w przyszłości. Ważne jest również porównanie liczby opornych kolonii z komórek transfekowanych hyPBazą i GFP. Po pomyślnym usunięciu transpozonu powinno być więcej kolonii z komórek transfekowanych hyPBazą niż z komórek transfekowanych GFP. Oprócz analizy PCR wycięcia transpozonu, wymagane jest bezpośrednie sekwencjonowanie zmodyfikowanego regionu w celu potwierdzenia wierności wycięcia.
Opierając się na strategii wektora celowania opartej na transpozonach piggyBac 9,10 firmy Yusa, procedury opisane powyżej koncentrowały się na poprawie nukleofekcji hPSC i wydajności klonowania pojedynczych komórek. Gęstość wysiewu komórek została zoptymalizowana w celu zmniejszenia prawdopodobieństwa tworzenia się heterogenicznych kolonii. Zastosowaliśmy również 10-12-dniową hodowlę poniżej 10% CO2 w celu zwiększenia produkcji kolonii do badań przesiewowych genotypu. Z naszego doświadczenia wynika, że z każdej 96-dołkowej płytki można uzyskać około 20 kolonii. Chociaż ten krok może zająć więcej czasu niż inne metody, jest niezawodny i bardzo wydajny.
W zależności od potrzeb, wektory celujące mogą być zaprojektowane tak, aby wprowadzać lub korygować mutacje punktowe, tworzyć reporterowe linie komórkowe, a także ekspresję genów nokautujących. Podsumowując, połączenie systemu CRISPR/Cas9(n) i wektora celowania jest skutecznym sposobem dostarczania różnych typów genetycznie zmodyfikowanych hPSC.

Ludzkie pluripotencjalne komórki macierzyste (hPSC) stanowią nieograniczone źródło komórek somatycznych do badań lub kliniki1. Celowanie genowe w hPSC stanowi potężną metodę badania funkcji genów podczas specyfikacji komórek i zrozumienia mechanizmów choroby. Chociaż istnieją skuteczne metody edycji genomu, modyfikacja genów w hPSC pozostaje wyzwaniem technicznym. Standardowe celowanie w geny za pomocą rekombinacji homologicznej w hPSC występuje z niską częstotliwością lub jest nawet niewykrywalne w przypadku niektórych genów2, a zatem w tych komórkach konieczne jest celowanie w geny stymulowane podwójnym pęknięciem nici DNA (DSB) (zwane edycją genów)2,3. Dodatkowo, transfekcja hPSC i późniejsze klonowanie pojedynczych komórek nie jest zbyt wydajne, mimo że apoptozę związaną z pojedynczymi komórkami można zmniejszyć poprzez zastosowanie inhibitora kinazy białkowej związanej z Rho (ROCK)4. Wreszcie, potencjalne mutacje on-target i off-target w genie będącym przedmiotem zainteresowania mogą być również problematyczne. W związku z tym niezawodny protokół jest niezbędny do dokonywania dostosowanych zmian genetycznych w hPSC.
Technologia CRISPR (Clustered Regularly Interspaced Short Palindromic Repeats) i CRISPR associated protein 9 (Cas9) jest obecnie dobrze znanym narzędziem w edycji genów. Transkrybowane CRISPR RNA (crRNA) i trans-aktywujące RNA (tracrRNA) tworzą pojedynczy przewodnik RNA (sgRNA), który kompleksuje się z białkiem Cas9, umożliwiając specyficzne dla genu rozszczepienie5. System CRISPR/Cas9 jest programowalny poprzez zmianę sekwencji prowadzącej sgRNA o 20 pz, co oznacza, że prawie każdy locus, który spełnia wymóg motywu przylegającego do protospaceru (PAM), może być edytowany. Jednak dziki typ Cas9 może tolerować pewne niezgodności między jego sekwencją prowadzącą a celem DNA, co może powodować niepożądane efekty poza celem. Aby poprawić jego specyficzność, opracowano mutanta nickazy (Cas9n). Cas9n zawierający mutację D10A lub N863A posiada tylko jedną funkcjonalną domenę nukleazy i w rezultacie może naciąć DNA tylko na jednej nici. Para Cas9n odpowiednio rozmieszczona i zorientowana może skutecznie indukować DNA DSB, a efekty off-target są znacznie zmniejszone6. Aby zapewnić efektywną modyfikację Cas9n, wykazano, że dwa Cas9n-sgRNA powinny być idealnie umieszczone z przesunięciem od -4 do 20 pz i zawsze tworzyć zwis 5'6.
DSB indukowany Cas9(n)-sgRNA może być wykorzystany do edycji genomu w hPSCs7,8. Może powodować nokaut genu poprzez naprawę łączenia niehomologicznych końców lub wprowadzać modyfikację genu poprzez naprawę ukierunkowaną na homologię (HDR), jeśli obecna jest matryca DNA dawcy. Opisany tutaj protokół wykorzystuje plazmid dawcy oparty na transpozonach piggyBac (lub wektor celujący) do HDR, w którym marker oporności na leki jest otoczony powtórzeniami odwróconymi transpozonami. Zaletą tego podejścia jest wydajne badanie przesiewowe i bezproblemowa edycja genów, co po raz pierwszy zademonstrowali Yusa et al.9,10. Kaseta selekcyjna umożliwia wzbogacenie komórek w zintegrowany wektor, które są następnie badane metodą PCR złącza w celu zidentyfikowania komórek pochodzących z HDR. Ponadto kaseta wyboru leku może być ustawiona tak, aby zastąpić sekwencje docelowe dla rozszczepienia Cas9(n), dzięki czemu po HDR nie dochodzi do dalszego pękania DNA, eliminując w ten sposób mutacje "na" celu wynikające z ponownego rozszczepienia Cas9(n). Ponadto, wykorzystując precyzyjne wycinanie katalizowane przez transpozazę piggyBac, marker selekcyjny jest następnie wycinany z genomu bez pozostawiania blizny. Po usunięciu markera wyboru leku pozostaje tylko oryginalna endogenna sekwencja TTAA do insercji piggyBac9. Nawet jeśli strony TTAA muszą zostać utworzone poprzez wprowadzenie podstawień, szanse na zakłócenie elementów regulacyjnych są zmniejszone w porównaniu z innymi metodami10.
Tutaj opisujemy szczegółowe procedury implementacji bezproblemowej edycji genomu w hPSC. Łącząc plazmid dawcy oparty na piggyBac i mutanta nickazy CRISPR-Cas9 w dwuetapowej selekcji genetycznej, wprowadziliśmy dwie z góry określone mutacje punktowe do genu czynnika jądrowego hepatocytów 4 alfa (HNF4α) 11. Podejście to jest niezawodne i wydajne, a także umożliwiło dogłębne analizy ważnych ról odgrywanych przez HNF4α w specyfikacji endodermy i hepatocytów z ludzkich pluripotencjalnych komórek macierzystych11.

<table><tbody><tr><td>Anty-Human SSEA4 PE</td><td>eBioscience</td><td>12-8843-42</td><td></td></tr><tr><td>Anty-Human TRA-1-60 PE</td><td>eBioscience</td><td>11-0159-42</td><td></td></tr><tr><td>DPBS</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>14190144</td><td></td></tr><tr><td>DPBS z wapniem i magnezem</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>14040133</td><td></td></tr><tr><td>FIAU</td><td>Moravek</td><td>M251</td><td></td></tr><tr><td>Delikatna komórka odczynnik dysocjacyjny</td><td>Stem Cell Technologies</td><td>07174</td><td></td></tr><tr><td>H9 ludzkie embrionalne komórki macierzyste</td><td>WiCell</td><td>WA09</td><td></td></tr><tr><td>Ludzkie przeciwciało NANOG</td><td>R& Systemy D</td><td>AF1997</td><td></td></tr><tr><td>Ludzkie przeciwciało OCT4</td><td>Abcam</td><td>AB19857</td><td></td></tr><tr><td>Zestaw nukleofektorów ludzkich komórek macierzystych 1</td><td>Lonza</td><td>VPH-5012</td><td></td></tr><tr><td>Mysia kontrola izotypu IgG3 PE</td><td>eBioscience</td><td>12-4742-41</td><td></td></tr><tr><td>mTeSR1 medium</td><td>Stem Cell Technologies</td><td>85850</td><td></td></tr><tr><td>Urządzenie Nucleofector 2b</td><td>Lonza</td><td>AAB-1001</td><td></td></tr><tr><td>pCMV-hyPBase</td><td>Wellcome Trust Sanger Institute</td><td>N/A</td><td></td>pMCS-AAT_PBPGKpuroTK</tr><tr><td></td><td>Wellcome Trust Sanger Institute</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>pSpCas9n(BB)-2A-Puro (PX462)</td><td>Addgene</td><td>PX462</td><td></td></tr><tr><td>Dichlorowodorek puromycyny</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>A11138-03</td><td></td></tr><tr><td>QIAprep spin maxiprep kit</td><td>Qiagen</td><td>12162</td><td></td></tr><tr><td>QIAprep spin miniprep kit</td><td>Qiagen</td><td>27106</td><td></td></tr><tr><td>Rekombinowana laminina 521</td><td>BioLamina</td><td>LN521</td><td></td></tr><tr><td>Niebieski roztwór trypanu, 0,4%</td> <td>Thermo Fisher Scientific</td><td>15250061</td><td></td></tr><tr><td>Y-27632 (Dichlorowodorek)</td> <td>Millipore</td><td>SCM075</td><td></td></tr></tbody></table>

wprowadzenie mutacji punktowych do ludzkich pluripotencjalnych komórek macierzystych przy użyciu płynnej edycji genomu

Introducing Point Mutations into Human Pluripotent Stem Cells Using Seamless Genome Editing

Specjalnie zaprojektowane endonukleazy, takie jak CRISPR-guided RNA-guided Clustered Regularly Interspaced Short Palindromic Repeats (Cas9), umożliwiają efektywną edycję genomu w komórkach ssaków. Tutaj opisujemy szczegółowe procedury bezproblemowej edycji genomu locus czynnika jądrowego hepatocytów 4 alfa (HNF4α) jako przykład w ludzkich pluripotencjalnych komórkach macierzystych. Łącząc plazmid dawcy oparty na piggyBac i mutanta nickazy CRISPR-Cas9 w dwuetapowej selekcji genetycznej, wykazujemy prawidłowe i skuteczne celowanie w locus HNF4α.

Strategia knock-in oparta na wektorze celującym 
Do celowanej edycji genomu, w celu wprowadzenia dwóch mutacji punktowych do eksonu 8, wybrano gen czynnika jądrowego hepatocytów 4 alfa (HNF4α). W pobliżu miejsca modyfikacji zaprojektowano parę Cas9n-sgRNA z przesunięciem wynoszącym 11 bp. Wektor celujący oparty na systemie piggyBac posłużył jako matryca do naprawy kierowanej homologią w celu wprowadzenia pożądanych mutacji punktowych. Namnożono i sklonowano do końcowego wektora celującego 967 bp 5'-HA oraz 1142 bp 3'-HA, zawierające synonimiczne substytucje nukleotydowe lub pożądane mutacje punktowe. Miejsce insercji piggyBac znajdowało się w odległości 16 bp i 22 bp od dwóch pożądanych mutacji punktowych. Kolonie zawierające kasetę selekcyjną puro-deltaTK wyselekcjonowano puromycyną w pierwszej rundzie. Po usunięciu kasety selekcyjnej poprzez wycięcie przez transpozazę w drugiej rundzie, miejsce celowane zostało zmodyfikowane w sposób bezszwowy, przy czym do genu wprowadzono jedynie pożądane mutacje punktowe (Rysunek 1).
Edycja genetyczna w ludzkich pluripotencjalnych komórkach macierzystych 
W celu przesiewania prawidłowo ukierunkowanych komórek, do genotypowania zastosowano metodę PCR opartą na trzech starterach (Rycina 2). W celu potwierdzenia wyników PCR przeprowadzono sekwencjonowanie metodą Sangera (Rycina 3A). Po usunięciu kasety selekcyjnej zmodyfikowany region poddano ponownemu sekwencjonowaniu, aby potwierdzić prawidłowe wprowadzenie pożądanych mutacji punktowych (Rycina 3B).
Ustanowienie i charakterystyka kolonii edytowanych ludzkich pluripotencjalnych komórek macierzystych 
Wybrano i w razie potrzeby powiększano kolonie o prawidłowym genotypie. Ustanowione kolonie muszą zostać poddane charakterystyce przed wykorzystaniem w dalszych analizach. Edytowane komórki wykazują taką samą morfologię jak komórki rodzicielskie (Rycina 4A). Wykazują one również ekspresję reprezentatywnych markerów ludzkich pluripotencjalnych komórek macierzystych, w tym czynników transkrypcyjnych NANOG i OCT4 (Rycina 4B), a także markerów powierzchniowych SSEA4 i TRA-1-60 (Rycina 4C).
<img alt="Schemat edycji genów; wektor celujący w HNF4α, naprawa kierowana homologią, proces wycinania transpozonu." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61152/61152fig1.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1: Strategia knock-in oparta na wektorze celującym11. Para plazmidów ekspresyjnych Cas9n-sgRNA została wykorzystana do wywołania pęknięcia obu nici DNA w eksonie 8 genu HNF4α. Do wprowadzenia określonych mutacji punktowych, znajdujących się w odległości 16 bp i 22 bp, użyto wektora celującego z kasetą selekcyjną. Kaseta selekcyjna ta znajdowała się w obrębie transpozonu piggyBac i składała się z markerów selekcji pozytywnej i negatywnej (puro-deltaTK) sterowanych przez konstytutywnie aktywny promotor (PGK). Poprzez szlak naprawy kierowanej homologią, komórki docelowe włączyły kasetę selekcyjną. Wycinanie transpozonu zapośredniczone przez transpozazę prowadzi do bezszwowej modyfikacji, w której obecne są jedynie mutacje punktowe. Czerwony krzyżyk wskazuje miejsce pożądanych mutacji punktowych. HA = ramię homologii; PB = piggyBac; PM = mutacja punktowa. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61152/61152fig1large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Schemat edycji genu HNF4α-PB; metoda PCR; analiza alleliczna; targetowanie eksonu; modyfikacja genetyczna." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61152/61152fig2.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rysunek 2"> 
Rysunek 2: Metoda PCR oparta na trzech starterach. Do przesiewania komórek z targetowaniem genu wykorzystano genotypowanie metodą PCR. Trzy startery, LA-F1, -R1 i -R2, posłużyły do amplifikacji regionu lewego ramienia homologii. Niezależnie, RA-F1, -F2 i -R1 zostały użyte do amplifikacji regionu prawego ramienia homologii. Na podstawie wyników elektroforezy w żelu odróżniono od siebie komórki nietargetowane oraz komórki heterozygotyczne i homozygotyczne. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61152/61152fig2large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Schemat edycji genów; mutacje Cas9; mutacje punktowe; PAM; porównanie sekwencji DNA." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61152/61152fig3.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rysunek 3"> 
Rysunek 3: Wyniki sekwencjonowania genetycznie zmodyfikowanych komórek11. Produkty PCR z dwóch klonów zostały poddane sekwencjonowaniu, co potwierdziło prawidłową insercję kasety selekcyjnej w docelowym locusie (A). 5' i 3' odwrócone powtórzenia końcowe (ITR) piggyBac były flankowane przez bezpośrednie powtórzenia TTAA. Trzy klony zsekwencjonowano po wycięciu transpozonu (B). Do wprowadzenia pęknięcia obu nici DNA użyto pary Cas9n-sgRNA z przesunięciem 11 bp. Do genu wprowadzono dwie zaplanowane mutacje punktowe (A na G oraz A na C). Jedną mutację synonimiczną wprowadzono w celu zmutowania motywu PAM (protospacer-adjacent motif), a drugą, aby stworzyć miejsce TTAA niezbędne do wycięcia piggyBac. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61152/61152fig3large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Analiza morfologii komórek i ekspresji białek; porównanie mikroskopowe typu dzikiego i mutantów; histogramy cytometrii przepływowej ekspresji markerów; układ badania naukowego." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61152/61152fig4.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rycina 4"> 
Rycina 4: Charakterystyka edytowanych ludzkich pluripotencjalnych komórek macierzystych. Morfologia dwóch edytowanych linii komórkowych oraz komórek rodzicielskich (A), pasek skali = 100 µm. Ekspresja markerów pluripotencjalnych komórek macierzystych NANOG i OCT4 zbadana za pomocą immunobarwienia (B, pasek skali = 50 µm), a także SSEA4 i TRA-1-60 za pomocą cytometrii przepływowej (C) w dwóch zmodyfikowanych liniach komórkowych i komórkach rodzicielskich. Jako kontrolę negatywną zastosowano IgG. Do barwienia jąder komórkowych użyto DAPI. Procenty obliczono jako średnią z trzech niezależnych eksperymentów. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61152/61152fig4large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.</a>

Tutaj opisujemy szczegółową metodę bezproblemowej edycji genów w ludzkich pluripotencjalnych komórkach macierzystych przy użyciu plazmidu dawcy opartego na piggyBac i mutanta nickazy Cas9. Do eksonu 8 locus czynnika jądrowego hepatocytów 4 alfa (HNF4α) w ludzkich embrionalnych komórkach macierzystych (hESC) wprowadzono dwie mutacje punktowe.

Wprowadzenie mutacji punktowych do ludzkich pluripotencjalnych komórek macierzystych przy użyciu płynnej edycji genomu

Custom designed endonucleases, such as RNA-guided Clustered Regularly Interspaced Short Palindromic Repeats (CRISPR)-Cas9, enable efficient genome editing ...

Edycja genów w ludzkich pluripotencjalnych komórkach macierzystych jest wyzwaniem. Protokół ten zapewnia szczegółową procedurę edycji genomu w tych komórkach przy użyciu sparowanego przypadku Cas-90 w połączeniu z wektorem docelowym. Jest niezawodny i łatwy do naśladowania.Główną zaletą tego protokołu jest to, że jest to bezproblemowa edycja genomu. Dwuetapowa selekcja pomaga zwiększyć liczbę docelowych komórek i sprawiła, że badania przesiewowe genotypowania są bardziej efektywne. Utrzymuj ludzkie pluripotencjalne komórki macierzyste na powierzchniach kodowanych rekombinowaną lamininą 21 w pożywce mTeSR1.Komórki powinny osiągnąć zbieżność od 70 do 85%, 72 godziny po podziale od jednego do trzech. W dniu transfekcji pokryć wystarczającą ilość studzienek 24-dołkowej płytki 300 mikrolitrami roztworu lamininy 521 i inkubować płytkę w temperaturze 37 stopni Celsjusza przez co najmniej dwie godziny. Po inkubacji delikatnie usunąć roztwór powlekający i natychmiast dodać 300 mikrolitrów świeżej pożywki mTeSR1, uzupełnionej 10 mikromolowym inhibitorem ROCK do każdej studzienki.Następnie włóż płytkę z powrotem do inkubatora. Wyjąć z inkubatora ludzkie pluripotencjalne komórki macierzyste. Usuń zużytą pożywkę i umyj komórki raz jednym mililitrem sterylnego DPBS.Następnie dodaj jeden mililitr delikatnego odczynnika do dysocjacji komórek do każdej studzienki i inkubuj go w temperaturze 37 stopni Celsjusza przez sześć do ośmiu minut, aby zdysocjować komórki. Delikatnie postukaj w płytkę, aby upewnić się, że komórki mogą się łatwo odczepić. Następnie użyj końcówki P1000, aby podnieść komórki, pipetując w górę iw dół.Dodaj dwa mililitry pożywki mTeSR1 z inhibitorem ROCK, aby zakończyć dysocjację. Dobrze wymieszaj zawiesinę i przenieś ją do 50-mililitrowej tubki. Odwirować komórki w temperaturze 200 G przez trzy minuty.Następnie usuń supernatant i ponownie zawieś komórki w dwóch mililitrach pożywki mTeSR1 z inhibitorem ROCK. Policz komórki za pomocą hemocytometru i błękitu trypanowego. Przenieś 800 000 do 1 miliona komórek do probówki o pojemności 1,5 mililitra dla każdej reakcji nukleofekcji i odwiruj je przy 200 G przez trzy minuty.Następnie ostrożnie odessać supernatant. Wymieszaj trzy mikrogramy sparowanych plazmidów ekspresyjnych Cas-9n z pojedynczym przewodnikiem RNA i pięć mikrogramów docelowego plazmidu wektorowego w 100 mikrolitrach mieszanego roztworu nukleofekcji z zestawu do nukleofekcji ludzkich komórek macierzystych. Przygotuj również mieszaninę plazmidów kontrolnych GFP.Ponownie zawieś komórki za pomocą mieszanki DNA i przenieś je do kuwety do elektroporacji, uważając, aby uniknąć pęcherzyków powietrza. Elektroporuj komórki za pomocą urządzenia do nukleofekcji, wykorzystując zoptymalizowane warunki dla ludzkich pluripotencjalnych komórek macierzystych. Natychmiast dodaj 500 mikrolitrów świeżej i ciepłej pożywki mTeSR1 uzupełnionej 10 mikromolowym inhibitorem ROCK do elektroporowanych ogniw.Następnie przenieś mieszaninę do dwóch dołków wcześniej przygotowanej płytki 24-dołkowej. Umieść płytkę w inkubatorze o temperaturze 37 stopni Celsjusza zasilanym 5% dwutlenkiem węgla, aby umożliwić komórkom regenerację. Wymień pożywkę do konserwacji komórek po 12 do 16 godzinach, wycofując inhibitor ROCK, jeśli komórki nawiążą kontakt komórka-komórka.Po 24 do 48 godzinach sprawdź wydajność nukleofekcji, badając ekspresję GFP w komórkach kontrolnych. Rozpocznij selekcję komórek od uzupełnienia pożywki mTeSR1 jednym mikrogramem na mililitr puromycyny, 48 godzin po nukleofekcji. Po 72 godzinach uzupełnij pożywkę 0,5 mikrograma na mililitr puromycyny.Jeśli konfluencja komórek jest mniejsza niż 30%, uzupełnij również podłoże 10-mikromolowym inhibitorem ROCK. Cztery do sześciu dni po pasażu nukleofekcji komórki oporne na puromycynę do 10 do 15 96 dołków w stężeniu 0,8 komórki na studzienkę. Upewnij się, że uzupełniasz podłoże inhibitorem ROCK i puromycyną.Utrzymuj komórki w temperaturze 37 stopni Celsjusza i 10% dwutlenku węgla przez 10 do 12 dni, aby utworzyć kolonie pochodzące z pojedynczych komórek. Uzupełnienie podłoża siedem dni po wysianiu. Zaznacz studzienki zawierające pojedynczą kolonię i zastąp pożywkę świeżą pożywką mTeSR1, zawierającą 0,5 mikrograma na mililitr puromycyny, ale bez inhibitora ROCK.Hoduj komórki jeszcze przez dwa dni w temperaturze 37 stopni Celsjusza i 5% dwutlenku węgla. Następnie zmień pożywkę dla studzienek zawierających niezróżnicowane kolonie. Delikatnie zeskrob kolonie i przenieś zawiesinę komórek z jednej kolonii do dwóch nowych dołków na oddzielnych płytkach 96-dołkowych.Jeden do genotypowania, a drugi do utrzymania. Gdy zbieg komórek genotypujących osiągnie 50% lub więcej, zrzuć zużyte podłoże i umyj komórki raz DPBS. Zdaj komórki za pomocą buforu Bradleya Lysis Buffer i wyizoluj genomowe DNA z każdej studzienki.Po wykonaniu trzech PCR z połączeniem starterów i sekwencjonowaniu produktów, należy zachować kolonie z prawidłowym genotypem, a resztę wyrzucić. Namnażać odpowiednie kolonie pod ciągłą selekcją puromycyny i zamrażać je przy najwcześniejszym możliwym pasażu. Protokół ten został wykorzystany do wprowadzenia dwóch mutacji punktowych do eksonu8 genu alfa czynnika jądrowego hepatocytów.Do przeprowadzenia badań przesiewowych w poszukiwaniu prawidłowo ukierunkowanych komórek zastosowano metodę PCR opartą na trzech starterach, a w celu potwierdzenia wyników PCR przeprowadzono sekwencjonowanie Sangera. Po wyjęciu kasety selekcyjnej zmodyfikowany region został ponownie zsekwencjonowany w celu potwierdzenia prawidłowego wprowadzenia pożądanych mutacji punktowych. Wybrano kolonie o prawidłowym genotypie, a komórki scharakteryzowano przed dalszą analizą.Edytowane komórki mają taką samą morfologię jak komórki rodzicielskie i wyrażają reprezentatywne markery ludzkich pluripotencjalnych komórek macierzystych, w tym czynniki transkrypcyjne Nanog i Oct4, a także markery powierzchniowe komórek, SSEA-4 i TRA-160. Podejmując się tej procedury, należy pamiętać o sprawdzeniu zbiegu komórek po selekcji puromycyny w ciągu pierwszych 24 godzin. Niezbędne jest uzupełnienie mediany w inhibitor ROCK.Jeśli zbieg komórek jest mniejszy niż 30%aby utrzymać komórki w ruchu. Po ustaleniu edytowanych przez genom linii pluripotencjalnych komórek macierzystych można je wykorzystać do badania funkcji genów lub ukierunkowanego różnicowania. Technika ta toruje naukowcom drogę do badania różnych kwestii, takich jak specyficzna funkcja genów lub celowana korekta genów w przypadku chorób genetycznych.

introducing-point-mutations-into-human-pluripotent-stem-cells-using

Research

JoVE Journal

Genetics

Genetyka

Ten film demonstruje technikę edycji genomu w ludzkich pluripotencjalnych komórkach macierzystych (hPSC) za pomocą nukleazy palca cynkowego. Ponieważ hPSC mogą być potencjalnie różnicowane w różne typy komórek, technologia ta jest pomocna w badaniach patologicznych i farmakologicznych in vitro w sposób specyficzny dla pacjenta.

Edycja genomu oparta na nukleazie palca cynkowego: technika modyfikacji genomu w ludzkich pluripotencjalnych komórkach macierzystych za pomocą dwuniciowego mechanizmu naprawy zależnego od homologii

Ten film opisuje precyzyjną technikę edycji genomu w ludzkich indukowanych pluripotencjalnych komórkach macierzystych (hiPSC), wykorzystującą TALENy do tworzenia dwuniciowych pęknięć w docelowym locus, indukując ukierunkowaną homologię naprawę integracji genów białka fluorescencji.

Ukierunkowana integracja genów za pośrednictwem TALEN: wykorzystanie zmodyfikowanych nukleaz specyficznych dla sekwencji do precyzyjnej insercji genu białka fluorescencyjnego do hiPSC

Ten film demonstruje procedurę generowania neuronów ruchowych poprzez transfekcję ludzkich iPSC za pomocą systemu transpozonów PiggyBac poprzez ektopową ekspresję czynników transkrypcyjnych specyficznych dla linii.

Edycja genów za pośrednictwem transpozonów PiggyBac w ludzkich iPSC: procedura integracji genu zainteresowania w ludzkich iPSC za pomocą systemu transpozonów PiggyBac

Edycja genów za pośrednictwem TALEN-TALEN w locus AAVS1 umożliwia wysoce efektywną addycję transgenów w ludzkich iPSC. Protokół ten opisuje procedury przygotowania iPSC do dostarczania TALEN i wektora dawcy, transfekcji iPSC oraz selekcji i izolacji klonów iPSC w celu osiągnięcia ukierunkowanej integracji genu GFP w celu wygenerowania linii reporterowych.

Transfekcja, selekcja i zbieranie kolonii ludzkich indukowanych pluripotencjalnych komórek macierzystych Ukierunkowanych na TALEN z genem GFP do AAVS1 Safe Harbor

Edycja genomu ludzkich pluripotencjalnych komórek macierzystych (hPSC) może być przeprowadzona szybko i efektywnie. Przedstawiono tutaj solidną procedurę eksperymentalną inżynierii genetycznej hPSC, której przykładem jest edycja locus AAVS1 w celu ekspresji EGFP i wprowadzenia oporności na antybiotyki.

Opracowanie ludzkich pluripotencjalnych linii komórek macierzystych z edytowanym genomem: od ukierunkowania do izolacji

Tutaj przedstawiamy szybką i efektywną metodę edycji genów opartą na RMCE w locus AAVS1 ludzkich pluripotencjalnych komórek macierzystych (hPSC), która ulepsza poprzednio opisane systemy. Korzystając z tej techniki, linie izogeniczne mogą być szybko i niezawodnie generowane dla prawidłowych badań porównawczych, ułatwiając badania za pośrednictwem transgenezy za pomocą hPSCs.

Szybkie i wydajne wytwarzanie rekombinowanych ludzkich pluripotencjalnych komórek macierzystych poprzez wymianę kasetową za pośrednictwem rekombinazy w locus AAVS1

Opisano protokoły do generowania linii mutantów hPSC za pomocą platformy iCRISPR i różnicowania hPSC na komórki podobne do β reagujące na glukozę. Połączenie technologii edycji genomu z różnicowaniem ukierunkowanym na hPSC stanowi potężną platformę do systematycznej analizy roli determinantów linii w rozwoju człowieka i postępie choroby.

Edycja genomu i ukierunkowane różnicowanie hPSC w celu badania determinantów linii w rozwoju trzustki człowieka

Ten protokół szczegółowo opisuje generowanie indukowanych pluripotencjalnych komórek macierzystych (iPSC) bez śladu z ludzkich komórek trzustki w warunkach wolnych od karmienia, a następnie edycję za pomocą rybonukleoprotein CRISPR/Cas9 i charakterystykę zmodyfikowanych klonów pojedynczych komórek.

Wydajne generowanie i edycja IPSC bez zasilania z ludzkich komórek trzustki przy użyciu systemu CRISPR-Cas9

Ukierunkowana edycja epigenomu DNA reprezentuje potężne podejście terapeutyczne. Protokół ten opisuje produkcję, oczyszczanie i koncentrację wektorów lentiwirusowych typu "wszystko w jednym" zawierających transgen CRISPR-dCas9-DNMT3A do zastosowań w edycji epigenomu w neuronach pochodzących z ludzkich indukowanych pluripotencjalnych komórek macierzystych (hiPSC).

Platforma wektorów lentiwirusowych do efektywnego dostarczania narzędzi do edycji epigenomu do modeli chorób pochodzących z ludzkich pluripotencjalnych komórek macierzystych

Ten protokół zapewnia metodę ułatwiającą generowanie zdefiniowanych heterozygotycznych lub homozygotycznych zmian nukleotydowych za pomocą CRISPR-CAS9 w ludzkich pluripotencjalnych komórkach macierzystych.

Generowanie zdefiniowanych modyfikacji genomowych z wykorzystaniem CRISPR-CAS9 w ludzkich pluripotencjalnych komórkach macierzystych

Przedstawiona metoda opisuje generowanie nokautu genu za pośrednictwem CRISPR w linii H9 ludzkiej embrionalnej komórki macierzystej (hESC), która stabilnie wyraża sgRNA ukierunkowane na gen L2HGDH za pomocą wysoce wydajnego systemu dostarczania genów za pośrednictwem lentiwirusa.

Delecja genu za pośrednictwem CRISPR-Cas9 w ludzkich pluripotencjalnych komórkach macierzystych hodowanych w warunkach wolnych od karmowego

Poznaj metodę bezszwowej edycji genomu w ludzkich pluripotencjalnych komórkach macierzystych przy użyciu Cas9 nickase i wektora piggyBac. Protokół umożliwia precyzyjne wprowadzanie mutacji punktowych w locus HNF4α.

Wprowadzenie mutacji punktowych do ludzkich pluripotencjalnych komórek macierzystych przy użyciu płynnej edycji genomu

Przeglądaj więcej filmów