Summary
I detta protokoll beskrivs en enkel och effektiv metod för identifiering av 2,4-dibromfenolmetaboliter i växter.
Abstract
Grödor kan i stor utsträckning utsättas för organiska föroreningar, eftersom marken är en viktig sänka för föroreningar som slängs i miljön. Detta skapar potentiell mänsklig exponering genom konsumtion av livsmedel som ackumulerats av föroreningar. Att belysa upptaget och metabolismen av xenobiotika i grödor är avgörande för bedömningen av exponeringsrisken via kosten hos människor. För sådana experiment kräver dock användningen av intakta växter långsiktiga experiment och komplexa provberedningsprotokoll som kan påverkas av olika faktorer. Växtkalluskulturer i kombination med högupplösande masspektrometri (HRMS) kan ge en lösning för noggrann och tidsbesparande identifiering av metaboliter av xenobiotika i växter, eftersom det kan undvika störningar från den mikrobiella eller svampmikromiljön, förkorta behandlingstiden och förenkla matriseffekten av intakta växter. 2,4-dibromfenol, ett typiskt flamskyddsmedel och hormonstörande ämne, valdes som modellämne på grund av dess utbredda förekomst i jord och dess upptagspotential i växter. Här genererades förhårdnader från aseptikfrön och exponerades för sterilt 2,4-dibromfenolhaltigt odlingsmedium. Resultaten visade att åtta metaboliter av 2,4-dibromfenol identifierades i växtens förhårdnadsvävnader efter 120 timmars inkubation. Detta tyder på att 2,4-dibromfenol snabbt metaboliserades i växtens förhårdnadsvävnader. Således är odlingsplattformen för förhårdnader en effektiv metod för att utvärdera upptaget och metabolismen av xenobiotika i växter.
Introduction
Ett ökande antal organiska föroreningar har släppts ut i miljön på grund av antropogena aktiviteter 1,2, och marken anses vara en viktig sänka för dessa föroreningar 3,4. Föroreningarna i marken kan tas upp av växter och potentiellt överföras till organismer på högre trofisk nivå längs näringskedjorna, genom att direkt komma in i människokroppen genom konsumtion av grödor, vilket leder till oavsiktlig exponering 5,6. Växter använder olika vägar för att metabolisera xenobiotika för avgiftning7; Att belysa metabolismen av xenobiotika är viktigt, eftersom det styr det faktiska ödet för föroreningar i växter. Eftersom metaboliterna kan utsöndras av bladen (till atmosfären) eller rötterna, ger bestämning av metaboliterna i de mycket tidiga faserna av exponeringen möjlighet att testa ett utökat antal metaboliter8. Studier med intakta växter kräver dock långsiktiga experiment och komplexa provberedningsprotokoll som kan påverkas av olika faktorer.
Växtförhårdnadskulturer är därför ett bra alternativ för att studera metabolismen av xenobiotika i planta, eftersom de kan förkorta behandlingstiden avsevärt. Dessa kulturer utesluter mikrobiell interferens och fotokemisk nedbrytning, förenklar matriseffekten av intakta växter, standardiserar odlingsförhållandena och kräver mindre experimentell ansträngning. Växtkalluskulturer har framgångsrikt tillämpats som ett alternativt tillvägagångssätt i metaboliska studier av triklosan9, nonylfenol10 och tebukonazol8. Dessa studier visade att de metaboliska mönstren i kalluskulturer liknade dem i intakta växter. Denna studie föreslår en metod för effektiv och noggrann identifiering av metaboliter av xenobiotika i växter utan komplexa och tidskrävande protokoll. Här använder vi växtkalluskulturer i kombination med högupplösande masspektrometri för analys av metaboliter med lågintensiva signaler11,12.
För detta ändamål exponerades morotssuspensioner (Daucus carota var. sativus) för 100 μg/l 2,4-dibromfenol under 120 timmar i en skakapparat vid 130 varv per minut och 26 °C. 2,4-dibromfenol valdes på grund av dess störande endokrina aktivitet13 och utbredda förekomst i jord14. Metaboliterna extraherades och analyserades med högupplösande masspektrometri. Protokollet som föreslås här kan undersöka metabolismen i planta av andra typer av organiska föreningar som kan joniseras.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. Differentiering av morotsvalster
OBS: Autoklavera all utrustning som används här och utför alla operationer i en UV-steriliserad ultraren arbetsbänk.
- Skölj fröna genom att sänka ner de enhetliga morotsfröna (Daucus carota var. sativus) i avjoniserat vatten vid 4 °C i 16 timmar.
- Ytsterilisera de vernaliserade fröna med 75 % etanol i 20 minuter och skölj sedan tre gånger med sterilt avjoniserat vatten under aseptiska förhållanden.
- Sterilisera fröna ytterligare med 20% H 2O2 i 20 minuter och tvätta dem med steriliserat avjoniserat vatten sex gånger under aseptiska förhållanden.
- Fröna groddar aseptiskt genom att så dem på hormonfritt MS-medium (pH 5,8, autoklaverat vid 121 °C i 20 min) innehållande 1 % agargel och inkubera vid 26 °C med en fotoperiod på 16 timmar (350 μmol/m2s) i 15 dagar.
- Erhåll explantorna genom att skära hypokotyl och hjärtblad från plantorna i små bitar (0,5 cm).
- Omvandla explantaten till petriskålar (två till fyra explantat per skål) som innehåller 15–20 ml aseptiskt MS-medium tillsatt med auximon (2,4-diklorfenoxiättiksyra; 1 mg/l) och fytokinin (6-bensylaminopurin; 0,5 mg/l) under aseptiska förhållanden.
- Inkubera explantorna i mörker vid 26 °C i 3-4 veckor för att framkalla förhårdnader.
- Separera förhårdnadsvävnaderna (ca 1 cm i diameter) som bildats från de ursprungliga explantaten med hjälp av en steril skalpell och pincett.
OBS: De nybildade förhårdnadsvävnaderna är vita till gräddgula till färgen och fäster löst på de ursprungliga explantorna.
2. Behandling med 2,4-dibromfenol
- Lös 1 μg 2,4-dibromfenol i 10 ml aseptiskt flytande MS-medium (den slutliga koncentrationen av 2,4-dibromfenol är 100 ppb, pH 5,6–7,0).
- Tillsätt 3 g färsk morotsvalus (steg 1.8) i glaskolvar som innehåller den beredda 2,4-dibromfenollösningen (från steg 2.1) under aseptiska förhållanden. Betrakta detta som 2,4-dibromfenolbehandling.
OBS: Glaskolvarna autoklaverades och förseglades med paraffinfilm. - Inkludera en mediumkontroll som endast innehåller 2,4-dibromfenollösningen (beredd i steg 2.1) för att utvärdera den abiotiska nedbrytningen av 2,4-dibromfenol.
- Inkludera ett blindprov som endast innehåller morotsförhårdnader (ingen 2,4-dibromfenollösning) för att kontrollera om det finns någon potentiell kontaminering.
- Bered blindkontrollen som innehåller morot genom att tillsätta endast 3 g färskt uppsamlade morotsvalster till 10 ml sterilt MS-medium.
- Inkubera 2,4-dibromfenolbehandlingen och kontrollerna för medium och blankprov vid 130 varv per minut och 26 °C i mörker i en inkubator i 120 timmar.
- Ta ut glaskolvarna ur inkubatorn för att samla upp proverna från 2,4-dibromfenolbehandlingen och kontrollerna efter 120 timmars inkubation.
OBS: Alla prover bereddes i tre exemplar.
3. Beredning av prover
- Separera förhårdnaden försiktigt från MS-mediet genom filtrering med glasfiberfilter (0,45 μm) för 2,4-dibromfenolbehandlingen och kontrollerna. Samla upp förhårdnaden efter tvätt med ultrarent vatten tre gånger.
- Frystorka den uppsamlade förhårdnaden med flytande kväve och homogenisera sedan den uppsamlade förhårdnaden (0,2 g) med en vävnadskvarn med hög genomströmning vid 70 Hz i 3 minuter.
- Spetsa den homogeniserade förhårdnaden genom att tillsätta 50 μL 25 mg/L surrogat 4-n-NP-d4 med en mikrospruta av glas och därefter virvla i 1 minut.
- Ultraljudsbehandla proverna med 5 ml metanol/vatten (1:1, v/v) i en ultraljudsapparat (150 W, 40 kHz) fylld med isvatten i 30 minuter för att extrahera 2,4-dibromfenol och metaboliterna.
- Centrifugera suspensionerna vid 8 000 x g vid 4 °C i 10 minuter och samla upp supernatanterna genom pipettering.
- Upprepa extraktionsprocesserna för kallusprovet tre gånger och kombinera extrakten.
- Låt extrakten passera genom hydrofila lipofila balanserade fastfasextraktionspatroner (HLB SPE) med en flödeshastighet på 1 ml/min.
OBS: HLB SPE-patronerna förbehandlades sekventiellt med 6 ml metanol och 6 ml vatten för att avlägsna eventuella störningar. - Eluera analyterna genom att låta 6 ml metanol passera genom HLB SPE-patronerna. Koncentrera sedan de erhållna eluenterna till 1 ml under en mild ström av kvävgas för instrumentell analys.
- Injicera 10 μl av erhållna eluenter i UPLC-Q-TOF-MS för analys av 2,4-dibromfenol och deras metaboliter15.
- Filtrera alla prover med ett 0,22 μm nylonmembran före instrumentell analys.
4. Instrumentell analys
Anm.: Analyserna av 2,4-dibromfenol och deras metaboliter utfördes på en vätskekromatograf med ultraprestanda (UPLC) i kombination med en micrOTOF-QII-masspektrometer utrustad med en elektrosprayjonisering (ESI), som arbetar i positivt och negativt jonläge.
- Öppna kolonnvärmarens lucka och installera UPLC-kolonnen genom att ansluta kolonninloppet till insprutningsventilen och kolonnutloppet till masspektrometerns inlopp.
Anm.: En C18-kolonn (50 mm x 2,1 mm; 1,7 μm partikelstorlek) användes för separation av analyter vid 40 °C. - Anslut mobil fas A (ultrarent vatten) och mobil fas B (metanol av kromatografikvalitet) till instrumentet genom att föra in änden av lösningsmedelsrören A respektive B i motsvarande lösningsmedelsflaskor.
- Filtrera alla mobila faser (500 ml för varje) genom ett 0,22 μm filter och sonikera i mer än 30 minuter.
- I programvarufönstret klickar du på Instrument | Inloppsmetod för att redigera villkoren för vätskekromatogrammet.
- Ställ in lutningsförhållandena för mobil fas B enligt följande: en flödeshastighet på 1,0 ml/min; 0-0,5 min, 5%; 0,5-3,5 min, 5% till 50%; 3,5-6,5 min, 50% till 100%; 6,5-7 min, 100%; 7-10 min, 100% till 5%.
- Ställ in injektionshastigheten för samples i UPLC-Q-TOF-MS till 0.2 ml/min.
OBS: Injektionen av sample programmeras med hjälp av en helautomatisk sampler.
- I programvarufönstret väljer du MS-metod och ställer sedan in parametrarna för Q-TOF-MS: en flödeshastighet för torkgas (N2) på 8 L/min, en temperatur på 300-350 °C; en kapillärspänning på 4 500 V; en kollisionsenergi på 5-45 V; och ett fullt skanningsområde på 40-800 Da.
- Placera provflaskorna på motsvarande platser på provbrickorna efter serienummer och sätt tillbaka provbrickorna i provkammaren.
OBS: Håll provbrickorna plana och se till att luckan till provkammaren är stängd. - I programvarufönstret väljer du Arkiv | Nytt för att skapa en databas. Namnge databasen.
- Ladda exempelprogrammet som skapades ovan genom att välja MS File | Inloppsfil | Injicera volym.
- Spara databasen i projektets exempelmapp genom att klicka på Arkiv | Spara.
- Välj Kör | Starta i programmets huvudfönster och välj sedan Hämta exempeldata och klicka på OK i fönstret för att starta exempellistan för att samla in data.
OBS: Realtidskromatogrammet kan visas genom att klicka på Kromatogram | Uppdatering i realtid under datainsamlingsprocessen. - Bearbeta data i programvaran genom att välja måldataraden och klicka på fönstret Kromatogram för att visa MS-skanningskromatogrammet.
- I fönstret Kromatogram klickar du på Visa | TIC | ScanWaveDS | Lägg till spårning | OK för att få dottern skanna masspektra.
- Identifiera metaboliterna genom att jämföra kromatogrammen för 2,4-dibromfenolbehandlingen med kontrollerna.
- Belysa metabolitkandidaterna med hjälp av retentionstid, massa och fragmenteringsmönster16,17.
Anmärkning: Noggrannhetsfelet mellan de experimentella m/z-värdena för metabolitkandidaternas moderjoner och deras motsvarande teoretiska m/z bör vara mindre än 10 ppm.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Protokollets steg visas i figur 1. I enlighet med protokollet jämförde vi kromatogrammet för morotsvalusextraktet från 2,4-dibromfenolbehandlingen med kontrollerna och fann åtta distinkta toppar som finns i 2,4-dibromfenolbehandlingen men saknas i kontrollerna (figur 2). Detta tyder på att totalt åtta metaboliter av 2,4-dibromfenol (M562, M545, M661, M413, M339, M380, M424 och M187) framgångsrikt detekterades i den 2,4-dibromfenolbehandlade morotsvalusen. Dessutom återfanns inte den maximala nivån av moder-2,4-dibromfenol (retentionstid = 0,85 min) i kromatogrammet för 2,4-dibromfenolbehandlingen (figur 2), vilket tyder på att 2,4-dibromfenol metaboliserades snabbt i morotsvalus under experimentella betingelser.
Den kromatografiska information och massinformation som används för att identifiera metaboliterna av 2,4-dibromfenol i morotsvalus sammanfattas i tabell 1. 2,4-dibromfenol inkuberat i morotsvalus ledde till bildandet av metaboliter genom direkt konjugering med glukos (M562, M545, M661 och M413) och aminosyror (M339, M380 och M424). Till exempel producerade M413 fragment vid m/z 250,8954 och 163,1485, som motsvarar dibutylftalat (DBP) och glukos (C6H11O5). M413 metaboliserades vidare för att bilda disackaridkonjugeringsmetaboliterna M661, M545 och M562 genom tillsats av pentos eller hexos. M339, M380 och M424 spekulerades vara 2,4-dibromfenolalanin, 2,4-dibromfenolacetylalanin och 2,4-dibromfenolacetylaspartinsyra, eftersom de har den karakteristiska neutrala förlusten av aminosyra (C3H 6 NO2), acetylalanin (C 5 H 8 NO3) och acetylaspartinsyra (C6H8NO5), vilket ger motsvarande fragment vid m/z 89.0932, 129.1140 respektive 173.123515. De presenterade resultaten tyder på att förhårdnadskulturer kan användas som ett effektivt och tillförlitligt verktyg för att belysa metabolismen av xenobiotika i grödor.
Figur 1: Metodschematisk. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 2: Kromatogram för 2,4-dibromfenol (den infogade bilden) och metaboliter av 2,4-dibromfenol. Denna figur har anpassats med tillstånd från Sun et al.15. Upphovsrätt (2018) American Chemical Society. Klicka här för att se en större version av denna figur.
| Metabolit | RT (min) | ESI-läge | Observerade m/z |
Beräknad m/z |
Predikad formel | Fragment (m/z) | Konfidensnivå | |||
| M562 (M562) | 0.7 | -H | 562.201 | 562.201 | C18H26Br2O10 | 250,8954(-DBP) | Nivå 2b | |||
| 170.9914(-BR) | MS, MS2 | |||||||||
| M545 (M545) | 1.6 | -H | 545.151 | 545.1506 | C17H22Br2O10 | 250,8954(-DBP) | Nivå 2b | |||
| 170.9914(-BR) | ||||||||||
| 528.1433(-OH) | MS, MS2 | |||||||||
| M661 (M661) | 2.9 | -H | 661.222 | 661.2228 | C21H26Br2O14 | 250,8954(-DBP) | Nivå 2b | |||
| 410.3274(-C15H23O13) | MS, MS2 | |||||||||
| M413 (M413) | 4.1 | -H | 413.036 | 413.036 | C12H14Br2O6 | 250,8954(-DBP) | Nivå 1 | |||
| 163.1485(-C6H11O5) | ||||||||||
| 207.8938(250-CO2) | Syntetisk standard, RT, MS, MS2 | |||||||||
| M339 (M339) | 5.2 | +H | 339.994 | 339.9886 | C9 H9Br2NO3 | 250,8954(-DBP) | Nivå 2b | |||
| 87.0773(-C3H6NO2) | MS, MS2 | |||||||||
| M380 (M380) | 5.5 | -H | 380.01 | 380.0094 | C 11 H11Br2NO4 | 250,8954(-DBP) | Nivå 2b | |||
| 129.1140(-C5H8NO3) | MS, MS2 | |||||||||
| M424 (M424) | 5.8 | -H | 424.012 | 424.0189 | C12H11Br2NO6 | 250,8954(-DBP) | Nivå 2b | |||
| 173.1235(-C6H8NO5) | MS, MS2 | |||||||||
| M187 | 6.1 | -H | 187.995 | 187.9988 | C6H5BrO2 | 109.1027(-Br) | Nivå 1 | |||
| 170.9914(-OH) | Autentisk standard, RT, MS, MS2 | |||||||||
Tabell 1: Sammanfattning av 2,4-dibromfenol och dess metaboliter som upptäckts i extrakt av morotsvalus. Denna tabell har anpassats med tillstånd från Sun et al.15. Upphovsrätt (2018) American Chemical Society.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Detta protokoll utvecklades för att effektivt identifiera biotransformationen av xenobiotika i växter. Det kritiska steget i detta protokoll är odlingen av växtförhårdnaden. Den svåraste delen är differentieringen och underhållet av växtförhårdnaden, eftersom växtförhårdnaden lätt infekteras och utvecklas till växtvävnader. Därför är det viktigt att se till att all utrustning som används är autoklaverad och att alla operationer utförs under aseptiska förhållanden. Differentieringen och underhållet av växtförhårdnaden bör göras i mörker för att undvika autotrofisk tillväxt och överutveckling. Dessutom är dosen och typerna av fytohormoner som tillförs MS-mediet avgörande för skillnaden i växtförhårdnad, vilket bör ta hänsyn till växtarten. En överdos av fytohormoner gör att förhårdnaden utvecklar ett kärlsystem, men otillräckliga fytohormoner begränsar differentieringen av växtens förhårdnad18. Lagren av MS-medium och fytohormon bör beredas färska. Det rekommenderas starkt att autoklavera MS-mediet före införandet av fytohormonerna och den aseptiska hypokotylen.
Pigment som klorofyll i intakta växter är ett generellt problem i LC-HRMS-mätningar19,20. Växten callus kommer från aseptisk hypokotyl och är transparent utan klorofyll. Detta innebär att växtförhårdnadsodling kan optimera matriseffekten av den intakta växten och erbjuda en enkel men effektiv provberedningsteknik utan pigmentborttagningssteg. Analysen av metaboliterna av xenobiotika i förhårdnader i växter uppnåddes med LC-HRMS på ett icke-riktat sätt15. Odlingen av förhårdnader i kombination med icke-riktad analys möjliggör effektiv identifiering av en storskalig profilering av metaboliska föreningar. Dessa fördelar gör metoden idealisk för mekanistisk förståelse av metabolismen av xenobiotika i växter. Det finns dock fortfarande flera begränsningar för protokollet. Till exempel kan protokollet endast användas som en referens för den faktiska situationen som uppstår i anläggningar på fältet, på grund av de komplexa miljöförhållandena. Dessutom, eftersom olika förhårdnader uppvisar olika metaboliska förmågor, kan de identifierade metaboliterna av xenobiotika variera med typen av förhårdnad.
Att känna till den metaboliska omvandlingen av kemikalier i växter är viktigt för deras säkra utveckling och tillämpning. Den metod som föreslås här är effektiv och tillförlitlig för screening av de genererade metaboliterna i växter och kan stödja utvärderingen av de risker som är förknippade med ekosystem och människors hälsa genom överföring av grödor via livsmedelskedjan eller direkt intag av grödor via kosten. Detta protokoll kan undersöka överlevnaden av xenobiotika i växter och hjälpa till att screena nya föroreningar. Med tanke på dess fulla metaboliska kapacitet, med färre kostnader och minskad tid och ansträngning, är växtförhårdnadskulturen ett bra verktyg för att jämföra de metaboliska beteendena hos många föreningar och bygga upp en databas för förutsägelse av möjliga metaboliter av xenobiotika.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna har inget att avslöja.
Acknowledgments
Denna studie stöddes av National Natural Science Foundation of China (21976160) och Zhejiang Province Public Welfare Technology Application Research Project (LGF21B070006).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 2,4-dichlorophenoxyacetic acid | WAKO | 1 mg/L | |
| 20% H2O2 | Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd. | 10011218-500ML | |
| 4-n-NP, >99% | Dr. Ehrenstorfer GmbH | ||
| 4-n-NP-d4 | Pointe-Claire | ||
| 6-benzylaminopurine | WAKO | 0.5 mg/L | |
| 75% ethanol | Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd. | 1269101-500ML | |
| 7890A-5975 gas chromatography | Agilent | ||
| ACQULTY ultra-performance liquid chromatography | Waters | ||
| Amber glass vials | Waters | ||
| Artificial climate incubator | Ningbo DongNan Lab Equipment Co.,LTD | RDN-1000A-4 | |
| Autoclaves | STIK | MJ-Series | |
| C18 column | ACQUITY UPLC BEH | ||
| Centrifuge | Thermo Fisher | ||
| DB-5MS capillary column | Agilent | ||
| Dichloromethane | Sigma-Aldrich | 40071190-4L | |
| Freeze dryer | SCIENTZ | ||
| High-throughput tissue grinder | SCIENTZ | ||
| Methanol | Sigma-Aldrich | ||
| MicrOTOF-QII mass spectrometer | Bruker Daltonics | ||
| Milli-Q system | Millipore | MS1922801-4L | |
| Murashige & Skoog medium | HOPEBIO | HB8469-7 | |
| N-hexane | Sigma-Aldrich | H109658-4L | |
| Nitrogen blowing instrument | AOSHENG | MD200-2 | |
| NP isomers, >99% | Dr. Ehrenstorfer GmbH | ||
| Oasis HLB cartridges | Waters | 60 mg/3 mL | |
| Research plus | Eppendorf | 100-1000 µL | |
| Seeds of Little Finger carrot (Daucus carota var. sativus) | Shouguang Seed Industry Co., Ltd | ||
| Shaking Incubators | Shanghai bluepard instruments Co.,ltd. | THZ-98AB | |
| Solid phase extractor | AUTO SCIENCE | ||
| Ultrasound machine | ZKI | UC-6 | |
| UV-sterilized ultra-clean workbench | AIRTECH |
References
- Chakraborty, P., et al. Baseline investigation on plasticizers, bisphenol A, polycyclic aromatic hydrocarbons and heavy metals in the surface soil of the informal electronic waste recycling workshops and nearby open dumpsites in Indian metropolitan cities. Environmental Pollution. 248, 1036-1045 (2019).
- Abril, C., Santos, J. L., Martin, J., Aparicio, I., Alonso, E. Occurrence, fate and environmental risk of anionic surfactants, bisphenol A, perfluorinated compounds and personal care products in sludge stabilization treatments. Science of the Total Environment. 711, 135048 (2020).
- Xu, Y. W., et al. Determination and occurrence of bisphenol A and thirteen structural analogs in soil. Chemosphere. 277, 130232 (2021).
- Cai, Q. Y., et al. Occurrence of nonylphenol and nonylphenol monoethoxylate in soil and vegetables from vegetable farms in the Pearl River Delta, South China. Archives of Environmental Contamination and Toxicology. 63 (1), 22-28 (2012).
- Wang, S. Y., et al. et al Migration and health risks of nonylphenol and bisphenol a in soil-winter wheat systems with long-term reclaimed water irrigation. Ecotoxicology and Environmental Safety. 158, 28-36 (2018).
- Gunther, K., Racker, T., Bohme, R. An isomer-specific approach to endocrine-disrupting nonylphenol in infant food. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 65 (6), 1247-1254 (2017).
- Van Eerd, L. L., Hoagland, R. E., Zablotowicz, R. M., Hall, J. C. Pesticide metabolism in plants and microorganisms. Weed Science. 51 (4), 472-495 (2003).
- Hillebrands, L., Lamshoeft, M., Lagojda, A., Stork, A., Kayser, O. Evaluation of callus cultures to elucidate the metabolism of tebuconazole, flurtamone, fenhexamid, and metalaxyl-M in Brassica napus L., Glycine max (L.) Merr., Zea mays L., and Triticum aestivum L. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 68 (48), 14123-14134 (2020).
- Macherius, A., et al. Metabolization of the bacteriostatic agent triclosan in edible plants and its consequences for plant uptake assessment. Environmental Science & Technology. 46 (19), 10797-10804 (2012).
- Sun, J. Q., et al. Uptake and metabolism of nonylphenol in plants: Isomer selectivity involved with direct conjugation. Environmental Pollution. 270, 116064 (2021).
- Schymanski, E. L., et al. Identifying small molecules via high resolution mass spectrometry: communicating confidence. Environmental Science & Technology. 48 (4), 2097-2098 (2014).
- Moschet, C., Anumol, T., Lew, B. M., Bennett, D. H., Young, T. M. Household dust as a repository of chemical accumulation: new insights from a comprehensive high-resolution mass spectrometric study. Environmental Science & Technology. 52 (5), 2878-2887 (2018).
- Ren, Z., et al. Hydroxylated PBDEs and brominated phenolic compounds in particulate matters emitted during recycling of waste printed circuit boards in a typical e-waste workshop of South China. Environmental Pollution. 177, 71-77 (2013).
- de Wit, C. A. An overview of brominated flame retardants in the environment. Chemosphere. 46 (5), 583-624 (2002).
- Sun, J. Q., Chen, Q., Qian, Z. X., Zheng, Y., Yu, S. A., Zhang, A. P. Plant Uptake and Metabolism of e,4-Dibromophenol in Carrot: In Vitro Enzymatic Direct Conjugation. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 66 (17), 4328-4335 (2018).
- Chibwe, L., Titaley, I. A., Hoh, E., Simonich, S. L. M. Integrated framework for identifying toxic transformation products in complex environmental mixtures. Environmental Science & Technology Letters. 4 (2), 32-43 (2017).
- Hollender, J., Schymanski, E. L., Singer, H. P., Ferguson, P. L. Nontarget screening with high resolution mass spectrometry in the environment: ready to go. Environmental Science & Technology. 51 (20), 11505-11512 (2017).
- Nafisi, M., Fimognari, L., Sakuragi, Y. Interplays between the cell wall and phytohormones in interaction between plants and necrotrophic pathogens. Phytochemistry. 112, 63-71 (2015).
- Zhang, Q., et al. Multiple metabolic pathways of 2,4,6-tribromophenol in rice plants. Environmental Science & Technology. 53 (13), 7473-7482 (2019).
- Hou, X., et al.
