Name: Caracterização dos receptores acoplados à proteína por uma mobilização de cálcio Ensaio baseado em fluorescência (Vídeo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-07-28T14:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 49 s
Description: Aprenda a caracterizar receptores acoplados à proteína G por meio de um ensaio de mobilização de cálcio baseado em fluorescência. Este método permite triagem de médio rendimento para identificar ligantes ativadores de GPCRs órfãos em células HEK293T.

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Os autores agradecem o Research Foundation Flanders (FWO-Vlaanderen, Bélgica, G.0601.11) eo KU Leuven Research Foundation GOA/11/002. IB, TJ e LT beneficiar de uma bolsa da FWO-Vlaanderen.

Nota: Todas as acções em que são envolvidas as células devem ser realizadas num ambiente estéril de trabalho em um fluxo laminar. 1. Manutenção da Linha HEK293T celular <ol><li> Crescer as células HEK293T em um frasco T-75, a 37 ° C numa atmosfera de 5% de CO2 umidificada. </li><li> Passagem das células quando uma confluência de 80% seja atingido. Nota: Isto normalmente leva de 3 a 4 dias. As células em cultura contínua permitir 20-25 passagens utilizáveis ​​para a seleção. <ol><li> Coloque salina tamponada com fosfato da Dulbecco (PBS) sem cloreto de cálcio e cloreto de magnésio, PBS-tripsina-etilenodiaminotetracético ácido acético (EDTA) (500 ml de PBS suplementado com 10 ml de solução de tripsina-EDTA e 4,5 ml de 4% de EDTA) e meio de crescimento (500 ml meio de Eagle modificado por Dulbecco - alta concentração de glicose [DMEM], suplementado com 10% de soro fetal de bovino [FBS] e 1 mM de penicilina-estreptomicina [PS]) à temperatura ambiente, meia hora antes. </li><li> Removero meio de crescimento a partir das células de idade. Lavar as células mortas com 3 ml de PBS e retire a PBS novamente. </li><li> Adicionar 3 ml de PBS com tripsina-EDTA, incubar durante 1 minuto à temperatura ambiente e remover a solução Nota: A morfologia das células irá mudar de a em forma de esfera em forma de estrela. </li><li> Soltar as células do fundo do balão, agitando ligeiramente e recolher as células por lavagem dos vários tempos de fundo com 10 ml de meio de crescimento fresco. </li><li> Transferir 1 ml da cultura celular para um novo frasco T-75 contendo 14 mL de meio de crescimento fresco, e incubar a 37 ° C numa atmosfera de 5% de CO2 umidificada. </li></ol></li></ol> 2. Transfecção transiente de células HEK293T <ol><li> Crescer as células HEK293T em um frasco T-75 3 dias antes do ensaio real mobilização de cálcio ocorre. Certifique-se usar três T-75 frascos, um para a transfecção com a construção receptor, um para transfecção com um vetor vazio expressão, como controle negativo, e one para o controlo de transfecção. Nota: O passaging das células é realizada tal como descrito na etapa 1.2. Quando várias placas de 96 poços têm de ser rastreados, T-150 frascos pode ser usado para obter um maior rendimento de células (para fazer isso, duplos todas as quantidades listados nas etapas 1.2.5, 2.3, 3.1.3 e 3.1.4) . </li><li> Incubar os frascos a 37 ° C numa atmosfera de 5% de CO 2 incubadora humidificada, durante 20-24 horas até que as culturas de células aproximar 50-70% de confluência. </li><li> Co-transfectar uma população de células com o vector de expressão que codifica o GPCR de interesse e o constructo Gu 16, o segundo frasco com o vector vazio e o constructo Gu 16, e a terceira com o controlo da transfecção e o Gu 16 construto. Nota: Neste protocolo, o receptor Drosophila SNPF foi clonado num vector de expressão mamífero pcDNA3.1 13. JetPRIME foi utilizado para realizar a transfecção, mas outros reagentes de transfecção podem ser usados ​​também. <ol><li> Adicione pelootal de 7,8 mg de DNA (3,9 mg construção receptor ou vazio vetor, e 3,9 mg Gu 16 construção de expressão) para um tubo de microcentrífuga de 1,5 ml e adicionar 500 mL de buffer JetPRIME. Misture bem em vortex o tubo, e girar para baixo em breve. </li><li> Adicionar 37.5 ul de reagente JetPRIME, vortex e girar durante 1 min a 14.000 x g. Incubar a mistura de transfecção de 10 min à temperatura ambiente. </li><li> Adicionar gota a gota mix transfecção para o meio de cultura celular e certifique-se pipetar diretamente no meio de evitar o contato com as paredes da garrafa de cultura. Incubar os frascos a 37 ° C numa atmosfera de 5% de CO 2 incubadora humidificada, durante 20-24 horas. </li></ol></li></ol> 3. Ensaio de Mobilização de Cálcio <ol><li> Recolher as células transfectadas e semear-los em placas, de fundo claro, preto de parede de 96 poços. <ol><li> Coloque o PBS, PBS-tripsina-EDTA e o meio de transferência de DMEM (500 ml de DMEM suplementado com 10% de FBS dialisadoe 1% PS) à temperatura ambiente, meia hora antes. </li><li> Cubra a 96 poços negros de parede, placas claras de fundo com 60 mL de PBS com fibronectina (0,0025%) por poço (5,85 ml de PBS e 150 mL de fibronectina [0,1%] por placa). Incubar as placas à temperatura ambiente durante 1 hora com a tampa colocada. Remover a solução a partir dos poços e incuba-se as placas mais uma vez durante 1 hora, sem a tampa, à temperatura ambiente. Em alternativa, é possível utilizar placas pré-revestidas durante a fixação das células reforçada. </li><li> Tire o meio de crescimento de idade das células e lavar as células mortas fora com 3 ml de PBS e remover o PBS. </li><li> Adicionar 3 ml PBS-tripsina-EDTA, incubar por 1 min, em seguida, retire a solução. Nota: A morfologia das células a partir de alterações em forma de estrela, em forma de esfera para. </li><li> Soltar as células do fundo do balão, agitando ligeiramente e recolhê-las, por lavagem várias vezes com 10 ml de meio de transferência de DMEM. Transferência das células para um tubo Falcon de 50 ml. </li><li> Contar onúmero de células por ml (feita com um NucleoCounter aqui, mas de uma câmara de Burker é aceitável). Adicionar 100 ul da cultura de células em um tubo de microcentrífuga de 1,5 ml. Adicionar 100 mL de tampão de lise e misture tocando no tubo. Adicionar 100 ul de tampão de estabilização e misture tocando. </li><li> Encher um NucleoCassette com a suspensão de células e contagem das células com o contador. Multiplicar o número de células por três, como as células foram diluídas por um factor de três, ao adicionar a lise e estabilização em tampão passo 3.1.6. </li><li> Dilui-se as células a uma concentração final de 600.000 células / ml e 150 ul de semear as células por poço em placas revestidas para obter uma densidade de células de cerca de 90.000 células por / poço. Evitar as bolhas de ar e bata a placa para espalhar as células uniformemente de forma a obter uma camada de células contíguas. Incubar as placas a 37 ° C numa atmosfera de 5% de CO 2 incubador humidificado durante 16-24 horas. </li></ol></li><li> Carregar as células com o corante fluorescente e preparar o coplaca mpound. <ol><li> Preparar a solução salina balanceada de Hank (HBSS) / HEPES / Ca 2 + / albumina sérica bovina (BSA) buffer: adicionar 165 mL de solução stock de CaCl2 (1 M de CaCl2 em água destilada [dH 2 O] - armazenar à temperatura ambiente), solução estoque 500 HEPES ul (1 M HEPES em dH 2 O, pH 7,4 - armazenar à temperatura ambiente), e 0,05 g de BSA a 50 ml HBSS. Note-se que o ácido gordo livre de BSA é utilizado para os ensaios de cálcio, como os ácidos gordos podem activar receptores específicos, prejudicando o sinal de cálcio do receptor de interesse. </li><li> Preparar a solução probenecida (100x, 250 mm): dissolver 0,71 g de probenecide em NaOH 5 ml (1 m) e adicionar 50 ul HEPES solução estoque e 5 ml da / HEPES / Ca 2 + tampão HBSS / BSA - sempre preparar nova solução. Nota: O probenecid inibe transportadores de aniões inorgânicos que podem desalojar Fluo-4 a partir do citoplasma, reduzindo, assim, o sinal fluorescente. Recomenda-se a realização da carga de corante nasa presença e ausência de probenecid para determinar se transportadores de aniões inorgânicos apresentam um problema potencial nas linhas celulares particulares sob investigação, como probenecida pode mesmo diminuir o sinal mediada por agonista. </li><li> Preparar o tampão de lavagem: adicionar 500 uL de solução probenecida para 50 ml de HBSS / HEPES / Ca 2 + / tampão de BSA, ajustar o pH para 7,4 e filtra a solução tampão. Sempre preparar tampão fresco, e 50 ml de solução tampão por placa é necessária. </li><li> Prepare uma solução de ácido plurónico a 10%: misturar 50 mL de ácido plurónico (20% w / v em dimetil-sulfóxido [DMSO]) com 50 ul de DMSO - se ocorrer a cristalização, de calor a 37 ° C e sempre preparar uma solução fresca. </li><li> Preparar uma solução de Fluo-4 AM (1 mM): adicionar 44 ul solução de 10% de ácido plurónico a um frasco que contém 50 ug de Fluo-4 AM e vortex até que esteja completamente dissolvido. Evitar a exposição à luz para evitar o branqueamento do fluoróforo. </li><li> Prepare tampão de carregamento: adicionar 8,8 ml DMEM supplemented com 10 mM de HEPES e 2,5 mM de probenecid (pH 7,4) à solução de Fluo-4 AM (44 ul) e vortex. Sempre use tampão fresco. </li><li> Descartar meio das células, lavar as células com 200 ul de PBS por poço, e remover o PBS. </li><li> Adicionar 55 ul de tampão de carga por poço e incubar durante 1 hora à temperatura ambiente. Envolva a placa em folha de alumínio para evitar a exposição da chapa para iluminar. </li><li> Seque os compostos antes da tela, se forem solúveis em solventes que são prejudiciais (por exemplo, acetonitrilo) para o sistema de expressão celular. </li><li> Solubiliza-se os peptídeos em tampão de lavagem em tubos siliconizados de 1,5 ml de microcentrífuga. Prepara-se uma série de diluições para realizar uma análise de concentração-resposta e determinação do valor de EC 50 de um ligando. Adicionar 70 ml da ligante no correspondente poço da placa de composto (placas de 96 poços em forma de V) e incluem controles positivos (agonista endógeno) e negativos (tampão de lavagem) em cada placa. Não<html> e: Se um composto não é solúvel na solução de lavagem, pode-se experimentar outros solventes que não sejam prejudiciais para as células sob investigação, tais como água ou soluções que emulsionar e solubilizar óleos e outras substâncias insolúveis em água (por exemplo, Kolliphor EL) . </li><li> Medir todas as amostras em triplicado. Tenha em atenção que 50 ul de um ligando a partir da placa de composto vai ser transferido para um poço com 100 ul de tampão de lavagem de placa de células durante o ensaio, de modo a preparar os compostos de 3x a concentração final desejada. </li><li> Descartar o tampão de carregamento da placa de células e adicionar tampão de lavagem de 100 ul a cada poço. Incubar a placa de 15 min à temperatura ambiente, e evitar a exposição à luz. </li><li> Descartar o tampão de lavagem de placa de células e adicionar 100 ul de tampão de lavagem de novo a cada poço. </li><li> Incubar a placa de células, a placa composta, e uma cremalheira de ponta (96 cavidades, as pontas das pipetas dispositivo estação) durante 15 min a 37 ° C. </li></ol></li></ol>título &quot;&gt; 4. Ensaio sobre o dispositivo Estação <ol><li> Criar e carregar o arquivo de protocolo desejado com o software e ativar a unidade de controle de temperatura para a câmara de leitura. Aqui, medir a resposta de cálcio a 37 ° C durante 2 min numa linha de cada vez com 1,52 segundos de intervalo entre as leituras sucessivas (uma medição completa da placa de 96 poços demora aproximadamente 25 min) a 525 nm. Definir a excitação de Fluo-4 a 488 nm e transferir um volume total de 50 ul de composto para a placa de células, 18 segundos após o início da leitura, com a velocidade de distribuição fixada em 26 ul / seg e uma altura pipeta de 135 uL. </li><li> Posicione o composto e placa de células, eo rack ponta nas gavetas apropriadas do dispositivo estação. </li><li> Realizar uma única leitura da placa de células, ao mesmo comprimento de onda de excitação e de emissão no modo terminal, antes de iniciar a tela real no modo FLEX. Nota: Esta medida dá unidade fluorescência relativa valores (RFU) e permite a detecção de variabilidade entre nóslls da placa. Valores entre 20.000 e 40.000 são consideradas aceitáveis. </li><li> Iniciar o ensaio e analisar os dados com o software. </li></ol>

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</ol>

Os autores não têm nada a revelar.

O ensaio de mobilização de cálcio à base de fluorescência foi aplicado com êxito para confirmar a caracterização funcional do sistema de sinalização peptidérgica Drosophila SNPF, que já foi realizada por Mertens et al. com um ensaio de bioluminescência e por Feng et al. com 13,15 ensaio eletrofisiológico. Os valores de EC 50 obtidos com o ensaio de fluorescência em células HEK293T são cerca de 10 vezes menos do que os obtidos com o ensaio de bioluminescência realizadas em células CHO (Drome-SNPF-1: fluo = 2,04 nM, lumi = 51 nM; Drome-SNPF- 2: fluo = 5,89 nM, lumi = 42 nM; Drome-SNPF-3: fluo = 5,55 nM, lumi = 31 nM; Drome-SNPF-4: fluo = 0,50 nM, lumi = 75 nM). Estas variações podem ser explicada por vários factores, incluindo o facto de um dos sistemas de expressão utilizados podem ser mais adequados para a expressão funcional de um determinado receptor, ou a dobragem de alguns receptores podem ser menos eficiente na ctipos celulares ertain. Os valores de EC50 de todos os quatro peptídeos Drome-SNPF estão na gama nanomolar, quando testado no seu receptor tanto com a fluorescência e a bioluminescência, geralmente suportar a relevância fisiológica da sua interacção-receptor do peptídeo in vivo. Note-se que qualquer controlo de transfecção com um receptor para o qual o ligando de activação é conhecido foi incluído no ecrã apresentado aqui, porque o sistema de sinalização de Drosophila SNPF é normalmente o controlo de transfecção em montagens experimentais. O controlo positivo com um ligando endógeno das células HEK293T (PAR 1) e o controlo negativo (tampão de lavagem) foram incluídos na tela. Os resultados do PAR 1 mostrou que as células estavam numa boa condição. O controlo negativo (tampão de lavagem) não provocou um sinal de fluorescência, o que indica que o meio em que os péptidos são dissolvidos era livre de quaisquer contaminantes que possam influence os resultados. O sistema de sinalização de Drosophila SNPF previamente caracterizados foi aqui utilizado para explicar o ensaio de mobilização de cálcio baseados em fluorescência. Para esta finalidade, a série de concentração de ligantes activantes foram testados imediatamente. No entanto, quando um receptor órfão é trazido para a sobre-expressão de um ensaio de rastreio para testar uma biblioteca contendo centenas de compostos, recomenda-se a primeira tela relativamente elevadas concentrações finais dos ligantes (por exemplo,., 10 ou 1 uM). Após a detecção de um composto de activação, uma série de diluições do composto que podem ser rastreados de modo a compor uma curva de concentração-resposta e determinação do valor de EC 50. Uma vez que o ligando de activação de um receptor é determinada, a via de sinalização intracelular pode ser investigada através da adaptação do protocolo. O ensaio pode ser realizado como descrito acima, mas sem a co-transfecção do L ^5, 16 subunidade. Quando uma resposta de cálcio é medida, isso significa que os pares de receptor com um endógeno Gu q subunidade do sistema de expressão celular. Quando nenhum sinal fluorescente é observada, os protocolos para medir mudanças nas concentrações de outros mensageiros secundários (por ex., Campo) pode ser aplicada. Da relação estrutura-actividade (SAR) estudos também pode ser levada a cabo para definir sequência do núcleo do péptido requerida para a activação do receptor. Em primeiro lugar, sequências truncadas são avaliados para definir a sequência mínima de aminoácidos do péptido que ainda é capaz de activar o receptor. Em seguida, os péptidos podem ser testados em que sistematicamente cada aminoácido foi substituído por um resíduo de alanina. Testando série alanina-substituição sintética sobre o receptor, que permite determinar a importância de cada um dos aminoácidos para a activação do receptor de 24,25. Apesar de seu uso freqüente e eficiência comprovadacácia, deve ser enfatizado que o ensaio descrito aqui pode precisar de algumas adaptações para obter os melhores resultados para os receptores específicos de interesse. A subunidade Gu 16 tem a vantagem de que ele se liga a maior parte dos GPCRs, mas também pode ter um efeito negativo dominante sobre os receptores que par via Gu q 22 endogenamente. Neste caso, pode ser útil para testar diversas combinações de proteínas G durante a optimização de um novo ensaio de cálcio e para comparar os resultados para os receptores acoplados à q Gu na ausência ou na presença de Gu 16. Ensaios alternativos que são independentes da proteína G interagindo para detectar a activação do receptor também pode ser realizada, tal como a translocação de arrestina marcada com GFP, ou a detecção de alterações no potencial de membrana (p. ex., Pelo FLIPR Membrana Assay Kit Potencial). Além do Fluo-04:00 usado aqui, uma grande variedade de outros fluoróforos sensível ao cálcio, cada um com seu próprio espectral e isquêmicapropriedades ai, está disponível. O fluoróforo mais adequado pode ser seleccionado com base na GPCR, tipo de célula e o leitor de placas disponível, mas a verificação experimental é necessário. As quantidades de ADN transfectado e o ADN / transfecção razão reagente necessidade de ser determinado para cada combinação de linha de células-reagente receptor de transfecção. Finalmente, deve-se ter em mente que as células em cultura contínua permitir apenas 20-25 passagens utilizáveis ​​para executar os ensaios de rastreio.

Receptores acoplados à proteína (GPCRs) constituem uma das maiores e mais diversas famílias entre todas as proteínas da superfície celular. A sua presença em vertebrados, invertebrados, plantas, leveduras e fungo, assim como em Protozoa e os primeiros diploblásticos Metazoa indica que GPCRs estão entre as mais antigas moléculas ligadas a transdução de sinal 1. Ativando seus ligantes naturais integram uma grande diversidade de estímulos externos, incluindo peptídeos, aminas biogênicas, odores, glicoproteínas, e fótons 2. Como tal, estes sistemas de sinalização de receptor-ligando estão envolvidas numa grande variedade de processos fisiológicos. O espectro funcional ampla torna idealmente adequada para o desenvolvimento de medicamentos terapêuticos, que cobrem uma vasta gama de doenças humanas. Sobre 50-60% das metas de drogas atuais são representados por GPCRs 3,4. Além de sua grande importância na indústria farmacêutica, GPCRs também estão no centro das atenções para o desenvolvimento de umnova geração de inseticidas específicos da espécie 5,6 e pesticidas em geral. Porque os ligantes naturais de muitos GPCRs ainda não são identificados, eles são classificados como GPCRs órfãos. O deorphanization desses receptores irá melhorar a compreensão de seus papéis fisiológicos em organismos e pode descobrir alvos putativos para novas aplicações de drogas 7. Desde a era genômica, a estratégia de farmacologia reversa é amplamente aplicado para o deorphanization de GPCRs 8. A abordagem implica que um receptor órfão é usado como um &quot;gancho&quot; de &#39;peixe fora »o seu ligando de activação a partir de um extracto biológico ou a partir de uma biblioteca de compostos sintéticos. O GPCR de interesse é, por conseguinte, clonado e subsequentemente transfectadas em um sistema de expressão celular. Nos métodos mais utilizados, a activação do receptor é determinada medindo as alterações na concentração de moléculas de segundo mensageiro 9 </sup&gt;. Os principais ensaios de rastreio do receptor de contar com proteínas bioluminescentes sensível ao cálcio (por exemplo, aquorina) 10 ou fluorescentes indicadores de cálcio (por exemplo, Fluo-4) 11. Os ensaios baseados em fluorescência, em que as células que expressam receptores são carregados com um indicador fluorescente de cálcio antes de rastreio de ligando, tem a vantagem de que eles permitem o rastreio de alto rendimento, devido à sua facilidade de uso, o tempo de leitura curto, e a flexibilidade de triagem vários receptores órfãos sobre uma única placa 12. Aqui, o ensaio de mobilização de cálcio baseados em fluorescência é completamente descrita e ilustrada pelo processo deorphanization da Drosophila melanogaster curto neuropeptídeo F receptor (SNPF). Este sistema de sinalização neuropeptidérgicas foi inicialmente caracterizado por Mertens et al. em 2002 13 com um ensaio de bioluminescência cálcio realizada em células de ovário de hamster chinês (CHO)14 e por Feng et al., Em 2003, com um ensaio eletrofisiológico utilizando oócitos Xenopus 15. A presença do sistema de sinalização SNPF parece estar limitada ao filo dos artrópodes, em que está implicado numa ampla variedade de processos, incluindo a regulação da alimentação, o crescimento, as reacções de stress, a locomoção, e ritmos circadianos 16. A pesquisa sobre sistemas de sinalização neuropeptidérgicas em insetos podem não só levar a novos alvos para o desenvolvimento de inseticidas, mas o conhecimento do seu funcionamento também podem ser extrapolados para outros organismos como muitos sistemas de sinalização foram geralmente bem conservados ao longo da evolução 17. Na última década, um grande progresso tem sido feito no processo deorphanization de GPCRs neuropeptídeo insetos. Apesar destes esforços, apenas um pequeno número de receptores foram acompanhados ao seu ligando cognato, e muita informação de seqüência paranovos GPCRs órfãos tornou-se disponível, devido à expansão da genômica 18. A disponibilidade de médio / alto throughput abordagens de triagem, como o teste de mobilização de cálcio à base de fluorescência que tem provado ser uma técnica amplamente aplicado 9,18, é, portanto, de valor inestimável. O ensaio de mobilização de cálcio à base de fluorescência, tal como descrito aqui é realizada na embrionária 293T de rim humano (HEK293T) A linha de células e utiliza uma sonda fluorescente para determinar as alterações na concentração intracelular de cálcio após a activação do receptor. Para garantir a elevada expressão e os níveis de tradução do receptor, uma sequência de consenso de Kozak 19 é adicionado à extremidade 5 &#39;da sequência de codificação do receptor, a qual é subsequentemente clonado num vector de expressão (por exemplo, séries vector pcDNA para linhas de células de mamíferos). Como é difícil prever o endógeno de proteína G-acoplamento de um GPCR órfãos com base em informação da sequênciasozinho, o segundo mensageiro moléculas (por exemplo, cálcio ou cAMP) que são modulados depois de activação do receptor muitas vezes permanecem desconhecidos antes da identificação do ligando. Para contornar este problema, as proteínas G promíscuos da família G q (por exemplo, murino Gu Gu humano 15 ou 16 [usado aqui]) ou as proteínas G quiméricos (por exemplo, Gu qi5) que interagem com a maior parte dos GPCRs e induzir a libertação de cálcio pode ser co-expressa 20,21,22. Após a ligação do ligando ao seu receptor, o GPCR sofre uma alteração conformacional que conduz à activação de vias intracelulares específicos. A molécula de guanosina difosfato (GDP), com destino em condições de repouso para o Gu 16 subunidade, será substituído por um trifosfato de guanosina (GTP) molécula. Isto provoca a dissociação da proteína G heterotrimérica num Gu 16 e Gβγ subunidade. O Gu 16 subunidade ativa a fosfolipase C &amp;º 946; (PLCβ), que por sua vez hidrolisa o difosfato de fosfatidilinositol ligada à membrana (PIP 2), resultando em diacilglicerol (DAG) e trifosfato de inositol (IP 3). IP 3 irá espalhar ao longo do citoplasma e activa os canais de cálcio de IP 3-dependentes presentes na membrana do retículo endoplasmático, o qual induz a libertação de cálcio para o interior do citoplasma. A libertação de cálcio após a activação do receptor ocorre dentro de segundos e pode ser detectado através do carregamento de células antes do ensaio de rastreio com um corante sensível ao cálcio, Fluo-4, como acetoximetilo (AM) 11. O grupo éster AM permite o fluoróforo para atravessar a membrana celular e é clivada por esterases citoplasmáticas, uma vez no interior da célula. Consequentemente, as cargas negativas do corante fluorescente é desmascarado, impedindo-o de difundir para fora da célula e que lhe permite interagir com os iões de cálcio. O sinal o fluorescentef Fluo-4 é insignificante em células sob condições de repouso apenas contêm as concentrações de cálcio na gama nanomolar. No entanto, quando o cálcio é libertado após a activação do receptor, o sinal pode aumentar a concentração de forma dependente a mais de 100 vezes, este meio garantindo uma grande relação de sinal-para-ruído. Fluo-4 também apresenta uma larga gama dinâmica para relatar [cálcio] em torno de um K d (cálcio) de 345 nM, tornando-o adequado para medir alterações de cálcio fisiologicamente relevantes em uma ampla variedade de células. A excitação de Fluo-4 ocorre a 488 nm e a emissão de fluorescência é medida a 525 nm 11. Fluorimeters como o leitor de placas de imagiologia por fluorescência (FLIPR) 23, o NOVOSTAR, ou o FlexStation (dispositivo de estação) 12 / são sistemas de alto rendimento médio que permitem adição simultânea composto e a detecção do sinal de Fluo-4, mediante a activação do receptor por cada poço em uma placa de ensaio. O ensaio de mobilização de cálcio descrito aqui baseia-se na estaçãodispositivo do sistema de microplacas de 96 poços. O software SoftMax Pro (software) é usado para operar o dispositivo de estação, assim como para análise dos dados. O programa imediatamente exibe os resultados na forma de gráficos de formato de 96 poços. Vários poços podem ser seleccionados simultaneamente para comparar os resultados destes poços no mesmo gráfico. A unidade fluorescente relativa (RFU) valores de poços em cada coluna são medidos simultaneamente para um período de dois minutos, a começar antes da adição de compostos aos poços e continuada depois da medição do sinal de fluorescência após a activação do receptor. Tipicamente, a tendência de uma curva agonista alinha com a linha de base até um composto de activação é adicionado às células, o que resulta num rápido aumento do sinal fluorescente. A altura do pico é correlacionada com a concentração de agonista final no poço. Após o pico, o sinal fluorescente cai lentamente até ao nível da linha de base. O medições RFU can ser convertidos em curvas de concentração-resposta para determinar o valor de EC50 (concentração eficaz semi-máxima) de um ligando. Em geral, pelo menos três crivos independentes, cada um incluindo três réplicas de uma série de concentração, deve ser realizada para compor uma curva de concentração-resposta fiável. Recomenda-se incluir vários controles positivos e negativos no projeto experimental. Primeiro de tudo, um controlo de transfecção, ou seja, a aplicação de um receptor com um ligando conhecido, deve ser testado. Isto permite verificar se o agente de transfecção foi operacional. A incorporação de uma experiência de controlo com um agonista para um receptor endógeno de a linha de células e um controlo negativo (por exemplo, tampão de lavagem) são também recomendado para monitorizar a saúde e viabilidade das células e para excluir a possibilidade de que o tampão de lavagem foi contaminada com um fator que pode desencadear uma auto-fluoreresposta perfume. Agonistas utilizados com frequência são de um péptido derivado a partir do-activated receptor-1 da protease (PAR 1), que actua como um agonista de PAR 1 selectivo, ou carbacol, que activa o receptor de acetilcolina. Células transfectadas com um vector de expressão vazio também devem ser testados para excluir que os compostos activos interagem com os receptores endógenos da célula. Optimização de vários parâmetros descritos no protocolo abaixo pode ser necessário para os diferentes sistemas de sinalização. A figura esquemática do ensaio de mobilização de cálcio completo à base de fluorescência é apresentada na Figura 1. <img alt="Figura 1" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51516/51516fig1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51516/51516fig1.jpg" /> Figura 1. Esquema geral do ensaio de mobilização de cálcio baseados em fluorescência. Automatizado de manuseamento de líquido e de fluorescência simultânea medições são realizadas com a estaçãoleitor de microplacas dispositivo, accionado pelo software. O dispositivo estação contém três gavetas: uma para a placa de celular, placa composto e rack ponta. Os compostos de transferências pipetador embutidas de uma coluna da placa de composto para a coluna correspondente da placa de células (passo 1). Cada poço da placa de células contém uma monocamada de células HEK293T que foram co-transfectadas com o GPCR de interesse e o promíscuo Gu 16 subunidade. Quando um composto activa o receptor, o PIB Gu 16 ligado é substituído por GTP. A subunidade Gu 16 dissocia-se, posteriormente, a partir do complexo Gβγ e activa a fosfolipase Cp (PLCβ), que por sua vez hidrolisa o fosfatidilinositol bifosfato (PIP 2), resultando em diacilglicerol (DAG) e trifosfato de inositol (IP 3). IP 3 ativa IP canais de cálcio de 3-dependente presente na membrana do retículo endoplasmático, induzindo a libertação de cálcio into citoplasma. A interacção do cálcio com Fluo-4 (com a qual as células são carregadas previamente para o composto de adição) resulta num sinal de fluorescência (passo 2). O software apresenta os resultados como a unidade fluorescente relativa (RFU) valores em função do tempo, e as alturas dos picos correlacionar com a concentração de ligando de um modo dependente da concentração. Estes dados podem então ser convertidos em uma curva de concentração-resposta para determinar o valor de EC 50 de um par receptor-ligando (passo 3).

<table><tbody><tr><td>HEK293T células</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Dulbecco's Phosphate Buffered Saline (PBS)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D8537</td><td></td></tr><tr><td>Solução de tripsina-EDTA (0,25%)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T4049</td><td></td></tr><tr><td>Sal dissódico de ácido etilenodiaminotetracético di-hidratado (EDTA)</td><td>MP Biomedicals</td><td>195173</td><td></td></tr><tr><td>Dulbecco's Modified Eagle's Medium - glicose alta&nbsp; (DMEM)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D5796</td><td></td></tr><tr><td>Soro Fetal Bovino (FBS)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F7524</td><td></td></tr><tr><td>Penicilina-Estreptomicina (P-S)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P4333</td><td></td></tr><tr><td>jetPRIME</td><td>Polyplus transfecção</td><td>114-01</td><td>FuGENE HD Transfecção Reagente (Promega); Lipofectamina LTX & Mais reagente (tecnologias de vida)</td></tr> <tr><td>Soro bovino fetal dialisado (FBS)</td> <td>Sigma-Aldrich</td><td>F0392</td><td></td></tr><tr><td>Fibronectina de plasma humano</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F0895</td><td></td></tr><tr><td>Reagente A100, tampão de lise</td><td>Chemometec</td><td>910-0003</td><td></td></tr><tr><td>Reagente B, tampão estabilizador</td><td>Chemometec</td><td>910-0002</td><td></td></tr><tr><td>CaCl2</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C3881</td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H4034</td><td></td></tr><tr><td>Albumina de soro bovino (BSA)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A4503</td><td></td></tr><tr><td>HBSS tampão: Solução salina balanceada de Hank</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H8264</td><td></td></tr><tr><td>Probenecid</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P8761</td><td></td></tr><tr><td>NaOH (1 M)</td><td>Vel</td><td>2781</td><td></td></tr><tr><td>Ácido plurônico</td><td>Invitrogen</td><td>P-3000MP</td><td></td></tr><tr><td>Dimetilsulfóxido (DMSO)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D8418</td><td></td></tr><tr><td>Fluo-4 AM</td><td>Invitrogen</td><td>F14201</td><td>Fluo-3, Rhod-2, Fluo-5, Cálcio Green-1, ... (Invitrogen)</td></tr><tr><td>Frascos de cultura de tecidos TPP (T-75 e T-150)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>Z707503 e Z707554</td><td></td></tr><tr><td>dispositivo</td><td>FlexStation Molecular Devices</td><td></td><td>NOVOstar (BMG Labtechnologies); FLIPR (Fluorometric Imaging Plate Reader) (Dispositivos Moleculares)</td></tr><tr><td>Placas de poliestireno de paredes pretas (96 poços) com fundo transparente</td><td>Greiner Bio-One</td><td>655090</td><td>Microplacas revestidas de poliestireno preto de poliestireno preto de 96 poços</td></tr><tr><td>NucleoCassette</td><td>Chemometec</td><td>941-0001</td><td></td></tr><tr><td>NucleoCounter NC-100</td><td>Chemometec</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tubos de microcentrífuga, siliconizados</td><td>BioCision</td><td>BCS-2470</td><td></td></tr><tr><td>Placas de poliestireno em forma de V de 96 poços</td><td>Greiner Bio-One</td><td>651101</td><td></td></tr><tr><td>96 poços, ponteiras de pipeta FlexStation</td><td>Molecular Devices</td><td>9000-0912</td><td></td></tr><tr><td>Software Soft Max Pro</td><td>Molecular Devices</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

caracterização dos receptores acoplados à proteína por uma mobilização de cálcio ensaio baseado em fluorescência

Characterization of G Protein-coupled Receptors by a Fluorescence-based Calcium Mobilization Assay

Durante mais de 20 anos, a farmacologia inversa tem sido a estratégia mais proeminente para descobrir os ligandos activadores de órfãos receptores acoplados à proteína (GPCRs). O início de um ensaio de farmacologia inversa é a clonagem e subsequente transfecção de um GPCR de interesse num sistema de expressão celular. O receptor heterólogo expresso é então desafiados com uma biblioteca de compostos de ligandos candidatos para identificar o ligando (s) de activação do receptor. A activação do receptor pode ser avaliada por medição das alterações da concentração de moléculas de segundo mensageiro repórter, como o cálcio ou o cAMP. O ensaio mobilização de cálcio à base de fluorescência descrito aqui é um meio-de transferência freqüentemente utilizado teste de reversão farmacologia. O GPCR órfãos é expressa de forma transiente em rim embrionário humano 293T (células HEK293T) e um constructo promíscuo Gu 16 é co-transfectado. Após ligação do ligante, a ativação do Gu 16 subunidade induz a liberação de cálcio from do retículo endoplasmático. Antes do rastreio do ligando, as células que expressam receptores são carregados com um indicador de cálcio fluorescente Fluo-4 acetoximetilo. O sinal de fluorescência de Fluo-4 é insignificante em células sob condições de repouso, mas pode ser amplificado mais do que uma dobra de 100 sobre a interacção com iões de cálcio, que são libertados após activação do receptor. A técnica descrita não requer o estabelecimento demorada das linhas de células transfectadas de forma estável, em que o material genético transfectada é integrado no genoma da célula hospedeira. Em vez disso, uma transfecção transiente, gerando expressão temporária do gene alvo, é suficiente para realizar o ensaio de rastreio. A configuração permite-throughput screening meio de centenas de compostos. A co-transfecção da promíscuo Gu 16, a qual acopla a maior parte dos GPCRs, permite que a via de sinalização intracelular a ser reorientada para a libertação de cálcio, independentemente da via de sinalização nativa no pavimento endógenomentos. As células HEK293T são fáceis de manusear e provaram a sua eficácia ao longo dos anos em ensaios deorphanization receptores. No entanto, a otimização do ensaio para receptores específicos podem permanecer necessário.

Série de concentrações que variam de 50 uM para 0,001 nM foram testadas para todos os quatro peptídeos de Drosophila SNPF (Drome-SNPF-1: AQRSPSLRLRFamide, Drome-SNPF-2: SPSLRLRFamide, Drome-SNPF-3: PQRLRWamide, Drome-SNPF-4: PMRLRWamide) em células HEK293T transientemente que expressam o receptor de Drosophila SNPF eo promíscuo Gu 16 subunidade. O GPCR foi activado por todos os quatro péptidos em concentrações finais até 0,1 nM, e a activação do receptor foi dependente da concentração. Figura 2 mostra os gráficos correspondentes a uma das três réplicas da série de concentração Drome-SNPF-1. O controlo negativo (tampão de lavagem) não induziu um sinal de fluorescência, enquanto que o controlo positivo (PAR 1 - 1 uM) induziu forte activação do receptor-1, conduzindo a um sinal de alta fluorescente (± 30.000 RFU) activado por proteases endógenas. Deve notar-se que um desvio dea curva típica pode indicar anomalias. Por exemplo, um aumento contínuo da curva sem retornar à linha de base pode ser relacionada com sinais não mediados por receptores, tais como a presença de ionóforo de cálcio, ou uma bicamada lipídica interrompido causando escapes de cálcio. O software permite a entrada de fórmulas para determinar a porcentagem de ativação ou os erros padrão das diferentes concentrações entre outros. Os dados resultantes são utilizados para compor as curvas de concentração-resposta preliminares para estimar os valores de EC 50, como mostrado para os quatro peptídeos Drome-SNPF na Figura 3. As curvas da Figura 3 também incluem dados para o controlo negativo, onde a concentração de série os péptidos Drome-SNPF foram testados em células HEK293T transfectadas com um vector pcDNA3.1 vazio. Os resultados indicam que a adição de péptidos a estas células não têm nenhum efeito sobre os receptores endógenos, mas, de facto activcomeu o receptor de interesse. O ensaio de mobilização de cálcio à base de fluorescência foi então repetido três vezes de forma independente. Com base nas curvas de concentração-resposta preliminares do ecrã inicial, as concentrações testadas foram adaptadas para cobrir a gama dinâmica da curva (Figura 4). Os valores de EC50 de Drome-SNPF-1 (2,04 ± 1,48 nM [intervalo de confiança de 95%]), Drome-SNPF-2 (5,89 ± 3,74 nM), Drome-SNPF-3 (5,55 ± 3,95 nM) e Drome-SNPF- 4 (0,50 ± 1,01 nM) são semelhantes, o que indica que eles são igualmente potentes para activar o receptor. <img alt="Figura 2" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51516/51516fig2highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51516/51516fig2.jpg" /> Figura 2. Gráfica saída do software para uma resposta mediada por receptores de fluorescência de uma série de concentração. Doze concentrações finais que variam de 50 (iM a 0,001 nM) of Drome-SNPF-1 péptido foram testados no receptor Drome-SNPF. A ativação é expressa em unidade fluorescente relativa valores (RFU). O gráfico superior mostra os resultados de seis concentrações mais elevadas e o gráfico inferior das seis concentrações mais baixas. O controlo positivo (+) é um PAR (1 uM) e o controlo negativo (-) é o tampão de lavagem. <img alt="Figura 3" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51516/51516fig3highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51516/51516fig3.jpg" /> Figura 3. Curvas de concentração-resposta preliminares de péptidos Drosophila SNPF determinados por um único ensaio de mobilização de cálcio baseados em fluorescência. As curvas de concentração-resposta do receptor de Drosophila SNPF expresso transitoriamente em células HEK293T para os quatro peptídeos de Drosophila SNPF são mostrados em azul. Para os controlos negativos (a vermelho), os péptidos foram testados em HEK293TAs células transfectadas com um vector pcDNA3.1 vazio. As respostas fluorescentes são mostrados como relativa (%) para o valor mais elevado (100% de activação). As curvas são o resultado de uma experiência em que cada série de concentração foi avaliada em triplicado. As barras verticais representam os erros padrão da média (SEM), que por vezes são menores do que os símbolos utilizados (neste caso, apenas os símbolos estão representados). <img alt="Figura 4" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51516/51516fig4highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51516/51516fig4.jpg" /> Figura 4. Curvas de concentração-resposta e valores de EC 50 correspondentes de péptidos Drosophila SNPF determinados por três ensaios de mobilização de cálcio e de fluorescência baseada independentes. As curvas de resposta à concentração do receptor Drosopihla SNPF expressos transitoriamente em células HEK293T para os quatro peptídeos de Drosophila SNPF são o resultado de três me independenteasurements cada realizadas em triplicata (n ≥ 9). As respostas fluorescentes são mostrados como relativa (%) para o valor mais elevado (100% de activação). Os asteriscos indicam as concentrações para as quais barras de erro n ≤ 9. Indicam SEM, que por vezes são menores do que os símbolos utilizados (neste caso, apenas os símbolos estão representados). CE 50 valores são mostrados com seus intervalos de confiança de 95%.

O ensaio de mobilização de cálcio e de fluorescência baseada aqui descrito é um sistema de rastreio inverso farmacologia de médio rendimento para a identificação de ligandos funcionalmente activação (s) de órfãos receptores acoplados à proteína (GPCRs).

Caracterização dos receptores acoplados à proteína por uma mobilização de cálcio Ensaio baseado em fluorescência

For more than 20 years, reverse pharmacology has been the preeminent strategy to discover the activating ligands of orphan G protein-coupled receptors ...

O objetivo geral do experimento a seguir é identificar ligantes ativadores funcionalmente de receptores órfãos acoplados à proteína G ou G PCRs. Isso é conseguido por meio da transfeção transitória de um G-P-C-R-A de interesse e da transfeção cotransiente de uma construção promíscua de G alfa 16 em um sistema celular de expressão, a fim de obter expressão heteróloga temporária de ambas as proteínas. Como segundo passo, as células transfectadas são carregadas com o corante sensível ao cálcio flu oh quatro, que detecta a liberação de cálcio dos depósitos intracelulares por meio de um aumento no sinal fluorescente após a interação com cálcio.Em seguida, o ensaio de mobilização de cálcio baseado em fluorescência é realizado desafiando o receptor heterologamente expresso com uma biblioteca de compostos de ligantes candidatos, a fim de identificar compostos que ativam o receptor e desencadeiam uma cascata de sinalização intracelular, resultando na liberação de cálcio do retículo endoplasmático, o que pode ser medido como um sinal fluorescente. São obtidos resultados que mostram uma curva de resposta à concentração com a concentração efetiva máxima pela metade de um ligante ativador, baseada na detecção de diferentes sinais fluorescentes conforme as concentrações administradas do ligante ao sistema celular de expressão. A principal vantagem de realizar transfeção transitória para obter expressão temporária do seu RCPG em comparação com o uso de linhagens celulares clonais estáveis é que ela não exige o estabelecimento demorado dessas linhagens celulares estavelmente transfectadas.A transfeção da subunidade G alfa 16, que é promíscua, pode redirecionar a via de sinalização intracelular da maioria dos RCPGs para a liberação de cálcio, independentemente da via de sinalização nativa em condições endógenas. Assim, essa configuração permite a triagem em média escala de centenas de compostos sobre RCPGs de interesse em um curto espaço de tempo, demonstrando que o procedimento será realizado por Yellow Gas, estudante de doutorado, e Nick Su, técnico do nosso laboratório. Cultive as células HEK 293T em frascos T-75 três dias antes de realizar o ensaio de mobilização de cálcio; subcultive as células quando atingirem uma confluência de 80%. Prepare um frasco T-75 para transfeção com a construção do receptor e outro para transfeção com um vetor de expressão vazio, utilizado como controle negativo.Incube os frascos a 37 graus Celsius em uma estufa umidificada com 5% de CO2 por 20 a 24 horas, até que os cultivos celulares alcancem de 50 a 70% de confluência, conforme mostrado aqui. Em seguida, adicione 3,9 microgramas do construto do receptor ou vetor vazio e 3,9 microgramas do construto de expressão da G alfa 16 a um tubo microfuga de 1,5 mililitro. Adicione 500 microlitros do tampão jet prime.Agite bem por meio de vortex na tubo, seguido por uma centrifugação breve. Em seguida, adicione 37,5 microlitros do reagente jet prime, agite em vortex e centrifugue por um minuto em velocidade máxima. Incube a mistura de transfeção por 10 minutos.À temperatura ambiente, rotule uma população de células como transfectadas com o vetor de expressão, codificando o RCPG de interesse e a construção G alfa 16, e o segundo frasco com o vetor vazio e a construção G alfa 16. Após a incubação, adicione a mistura de transfeção gota a gota ao meio de cultura celular, certificando-se de pipetar diretamente no meio e evitando o contato com as paredes do frasco de cultura. Incube os frascos a 37 graus Celsius em uma incubadora umidificada com 5% de CO2 por 20 a 24 horas para o ensaio de mobilização de cálcio.As células transfectadas são coletadas e semeadas em placas de 96 poços com paredes pretas e fundo transparente. Primeiro, revista as placas com 60 microlitros por poço, à temperatura ambiente.Solução salina tamponada com fosfato contendo fibronectina. Incube as placas à temperatura ambiente por uma hora com a tampa colocada. Remova a solução dos poços e incube as placas novamente por uma hora sem a tampa, à temperatura ambiente.Enquanto isso, remova o meio de crescimento antigo das células. Lave as células mortas com três mililitros de PBS e remova o PBS. Em seguida, adicione três mililitros de PBS à temperatura ambiente com EDTA e incube por um minuto antes de remover a solução.Neste ponto, a morfologia das células muda de estrelada para esférica. Soltar as células do fundo do frasco mediante leve batida e coletá-las lavando várias vezes com 10 mililitros de meio de transferência DM à temperatura ambiente.Transfira as células para um tubo cônico de 50 mililitros. Para contar o número de células por mililitro, adicione 100 microlitros da cultura celular a um tubo microcentrífuga de 1,5 mililitro. Em seguida, adicione 100 microlitros de tampão de lise e misture batendo levemente no tubo.Por fim, adicione 100 microlitros de tampão estabilizante e homogeneíze batendo levemente. Encha uma cassete nucleo com a suspensão celular e conte as células com o contador. O software nucleo view multiplica automaticamente o número de células por três, já que as células foram diluídas por um fator de três.Ao adicionar o tampão de lise e estabilização, dilua as células até uma concentração final de 600.000 células por mililitro e semeie 150 microlitros das células por poço em placas revestidas. Para obter uma densidade celular de cerca de 90.000 células por poço, evite bolhas de ar e bata levemente na placa para distribuir as células uniformemente. A fim de obter uma camada celular contínua, incube as placas a 37 graus Celsius em um incubador umidificado com 5% de CO₂ por 16 a 24 horas.Descarte o meio das células. Lave as células com 200 microlitros de PBS por poço e remova o PBS. Observe que todos os passos seguintes que envolvem operações com as células devem ser realizados no escuro, pois a partir deste ponto as células estarão carregadas com o fluoro four.Adicione 55 microlitros de tampão de carregamento por poço, envolva a placa com papel alumínio para evitar a exposição da placa à luz e incube por uma hora à temperatura ambiente. Em seguida, use tampão de lavagem para solubilizar os peptídeos secos em tubos microcêntrifugos de 1,5 mililitro silanizados. Prepare uma série de diluições para realizar uma análise de resposta em função da concentração e determinar o valor de CE 50 de um ligante.Leve em consideração que 50 microlitros de um ligante da placa de compostos serão transferidos para um poço com 100 microlitros de tampão de lavagem na placa de células durante o ensaio; portanto, prepare os compostos em uma concentração três vezes maior que a concentração final desejada. Em seguida, adicione 70 microlitros do ligante no poço correspondente da placa de compostos em triplicata. Inclua controles positivo e negativo em cada placa.Descarte o tampão de carga da placa de células e adicione 100 microlitros de tampão de lavagem a cada poço, evitando exposição à luz. Incube a placa por 15 minutos em temperatura ambiente. Descarte o tampão de lavagem da placa de células e adicione 100 microlitros de tampão de lavagem novo a cada poço.Incube bem a placa de células, a placa de compostos e um suporte de ponteiras por 15 minutos. A 37 graus Celsius, crie e carregue o arquivo de protocolo desejado com o software e ative a unidade de controle de temperatura para a câmara de leitura aqui. As respostas de cálcio são medidas a 37 graus Celsius durante dois minutos, uma linha por vez, com um intervalo de 1,52 segundo entre leituras sucessivas a 525 nanômetros.Defina a excitação do flu oh four em 488 nanômetros e transfira um volume total de 50 microlitros do composto para a placa de células. 18 segundos após a leitura. Inicie com a velocidade de dispensação ajustada em 26 microlitros por segundo e uma altura da pipeta de 135 microlitros.Posicione o composto e a placa de células e o suporte de ponteiras nas gavetas apropriadas do dispositivo da estação. Realize uma única leitura da placa de células no mesmo comprimento de onda de excitação e emissão no modo de ponto final antes de iniciar a tela real no modo flex. Inicie o ensaio e prossiga para analisar os dados utilizando o software apresentado.Aqui estão os gráficos correspondentes a uma das três réplicas da série de concentração única de doofus short NPF. O controle negativo não induziu um sinal fluorescente. Enquanto isso, o controle positivo provocou uma ativação forte do receptor endógeno ativado por protease um, levando a um sinal fluorescente elevado.O software permite a inserção de fórmulas para determinar a porcentagem de ativação ou os erros padrão das diferentes concentrações, entre outros. Os dados resultantes são utilizados para compor curvas preliminares de resposta à concentração, com o objetivo de estimar os valores de CE 50, conforme mostrado para os quatro peptídeos curtos de NPF do esôfago. As curvas também incluem os dados do controle negativo, no qual a série de concentrações dos peptídeos curtos de NPF de drosófila foi testada em células transfectadas com um vetor vazio.Os resultados indicam que a adição dos peptídeos a essas células não tem efeito sobre os receptores endógenos, mas realmente ativa o receptor de interesse. Foram realizadas curvas preliminares de resposta à concentração no ensaio de mobilização de cálcio baseado em fluorescência, e as concentrações testadas foram ajustadas para abranger a faixa dinâmica da curva. Os valores de CE50 das proteínas drosófila short npf 1, 2, 3 e 4 são semelhantes, indicando que são igualmente potentes para ativar o receptor seguindo este procedimento.Outros métodos, como estudos de relação entre estrutura e atividade, podem ser realizados para responder perguntas adicionais, como quais aminoácidos do peptídeo são cruciais para a ativação do receptor. Após assistir a este vídeo, você deverá ter uma boa compreensão de como realizar uma mobilização de cálcio baseada em fluerescência para identificar ligantes funcionalmente ativadores de receptores acoplados à proteína G. Isso inclui a manutenção de sistemas de expressão celular seguida pela transfeção transiente do sistema celular com o receptor de interesse.Após isso, o ensaio de mobilização rígida de cálcio pode ser realizado.

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Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

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Em Quantificação in vivo de proteínas G Interações Receptor Acoplado usando espectral Resolvido Microscopia de dois fótons

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