26 июля 2012 г.
Эта статья подробно описывает протокол electroporate внутриутробно коры головного мозга и гиппокампа в E14.5 у мышей. Мы также показываем, что это ценный метод изучения дендритов и игл в этих двух мозговой регионах.
Целью этой процедуры является использование в утробе матери, электропорации, для визуализации и генетической манипулирования дендритами и шипами в коре головного мозга и гиппокампе мыши. Это достигается путем предварительного введения желаемого раствора плазмиды ДНК в боковой желудочек эмбрионов внутриутробно. Далее, используя разные положения электродов Palo.
Согласно инъекции ДНК, кора головного мозга или гиппокамп подвергаются электропоре, затем происходит желаемая постнатальная или взрослая стадия. Мышей перфузируют и собирают мозги. Наконец, мозг разрезается с помощью вибрама.
В конечном счете, дендриты и шипики могут быть визуализированы с помощью конфокальной микроскопии. Методика унитарной электропорации имеет ряд преимуществ по сравнению с методами исследования неправого рта и позвоночника. Действительно, эта методика позволяет сначала изучить этот аспект непосредственно in vivo.
Более того, по сравнению с генерацией нокаутных мышей в электроработе используется быстрый подход к изучению влияния подавления генов или экспрессии генов и позвоночника не только на специфическую клеточную структуру, но и на конкретный момент развития. Использование индуцируемой системы в межэлектроэнергетическом режиме также является полезным инструментом для определения функционального взаимодействия между генами, участвующими в письменном виде и развитии позвоночника. Действительно, в отличие от вирусов, например, нам тесно совместить несколько генов HNA или несколько тонн в одной популяции клеток Для начала разбавьте ДНК до нужных концентраций в воде и добавьте быстрый зеленый краситель до конечной концентрации 0,05%Используйте микроперпет-пуллер, чтобы вытащить стеклянные иглы для инъекций.
Поместите беременную мышь в анестезиологическую индукционную камеру с использованием изофтора и откройте кислород до двух литров в минуту. Когда животное теряет письменный рефлекс, переложите его на предоперационную маску. Нанесите каплю IGEL на каждый глаз и с помощью электрической бритвы сбрейте волосы на животе.
Один раз очистите выбритый участок хлоргексидином, чтобы собрать летящие волосы. Переложите животное во вторую маску в операционную зону, положив его спиной на грелку. Начинайте операцию, когда лепестковый рефлекс был утрачен
.Наденьте маску и стерильные перчатки и накройте животное стерильной простыней. Очистите выбритый участок не менее трех раз хлоргексидином. С помощью скальпеля сделайте вертикальный разрез по средней линии кожи через кожу.
С помощью ножниц. Сделайте аналогичный разрез на мышце живота вдоль линейного локтя. Выбор наиболее доступных эмбрионов.
Поместите кольцевые щипцы между двумя эмбрионами и осторожно вытяните эмбриональную цепь из брюшной полости. С этого момента поддерживайте гидратацию эмбрионов с помощью стерильного предварительного подогрева PBS. С помощью кольцевых щипцов.
Аккуратно манипулируйте положением эмбриона внутри амниотического мешка и стабилизируйте голову между кольцами. Слегка сожмите, чтобы подтолкнуть эмбрион ближе к стенке матки. Другой рукой возьмите держатель капилляра и осторожно введите иглу в середину полушария, чтобы нацелиться на боковой желудочек.
Стараясь свести к минимуму перемещение иглы по поверхности стенки матки и не допуская прокалывания кровеносных сосудов, нажмите на педаль, чтобы ввести около 0,5 микролитров зеленого раствора ДНК. Поместите электроды по бокам головы эмбриона с положительной педалью на той же стороне, что и инъецируемый желудочек для электропорации коры головного мозга, или на противоположной стороне инъецируемого желудочка, на гиппокампе. Затем подайте пять электрических импульсов напряжением 30 вольт длительностью 50 миллисекунд с интервалом в одну секунду.
Чтобы увеличить шансы на выживание, сделайте инъекцию и электрооперацию всех эмбрионов менее чем за 30 минут после завершения в PBS, брюшной полости, и используйте кольцевые щипцы для замены маточного рога на его первоначальном месте. Используйте викриловые рассасывающиеся швы, чтобы закрыть живот, стенку и кожу. Поместите животное в камеру восстановления до тех пор, пока оно не проснется.
Затем переложите его в клетку на грелке через 24 и 48 часов после операции. Проверьте поведение мыши, чтобы оценить боль, страдания или дистресс, и взвесьте животное, чтобы проанализировать мозг. На постнатальных этапах используйте вибратор для срезов ранее перфузированных и постфиксных мозговых срезов в aqua poly mount для изображения дендритов и шипиков.
На этом рисунке показаны примеры электропорирования клеток в коре головного мозга, ca one и зубчатой извилине гиппокампа, в то время как мыши типа были электропорированы в точке E 14.5, где конструкция GFP и мозг были собраны на 14-й день после рождения. При введении небольшого объема раствора ДНК несколько клеток мечаются, что позволяет визуализировать дендритную арборизацию изолированных GFP-положительных клеток, а также их шипиков при большем увеличении. Пытаясь провести эту процедуру, важно помнить о введении небольшого объема ДНК, чтобы нацелиться только на несколько клеток, а также иметь возможность визуализировать и количественно оценить то, что не нужно писать в позвоночнике или электронейросах.
В данной статье описан протокол для ин utero электропорации коры головного мозга и гиппокампа у мышей на E14.5. Этот метод ценен для изучения дендрит и шипиков в этих областях мозга.
In utero electroporation (IUE) enables rapid, in vivo genetic manipulation and visualization of neuronal structures in the developing mouse brain, directly addressing the need for physiologically relevant models in early CNS drug discovery. This approach supports mechanistic de-risking and target validation by allowing precise temporal and spatial gene modulation in the cerebral cortex and hippocampus. IUE's flexibility accelerates hypothesis testing and portfolio triage for neurodevelopmental and synaptic function targets.
IUE integrates at the interface of early discovery and preclinical research, bridging in vitro findings with in vivo validation for CNS targets.