Summary
Detta protokoll beskriver en enkel process som använder praktiska mikroformar av plast för enkla mikropräglingsoperationer för att tillverka mikrokanaler på nanofibrillärt cellulosapapper, vilket uppnår en minsta bredd på 200 μm.
Abstract
Nanopapper, som utvinns ur nanofibrillär cellulosa, har väckt stort intresse som ett lovande material för mikrofluidiska tillämpningar. Dess attraktionskraft ligger i en rad utmärkta egenskaper, inklusive en exceptionellt slät yta, enastående optisk transparens, en enhetlig nanofibermatris med porositet i nanoskala och anpassningsbara kemiska egenskaper. Trots den snabba tillväxten av nanopappersbaserad mikrofluidik har de nuvarande teknikerna som används för att skapa mikrokanaler på nanopapper, såsom 3D-utskrift, spraybeläggning eller manuell skärning och montering, som är avgörande för praktiska tillämpningar, fortfarande vissa begränsningar, särskilt känsligheten för kontaminering. Dessutom är dessa metoder begränsade till produktion av millimeterstora kanaler. Denna studie introducerar en enkel process som använder praktiska mikroformar av plast för enkla mikropräglingsoperationer för att tillverka mikrokanaler på nanopapper, vilket uppnår en minsta bredd på 200 μm. Den utvecklade mikrokanalen överträffar befintliga tillvägagångssätt, uppnår en fyrfaldig förbättring och kan tillverkas inom 45 minuter. Dessutom har tillverkningsparametrarna optimerats och en praktisk snabbreferenstabell tillhandahålls för applikationsutvecklare. Proof-of-concept för en laminär blandare, droppgenerator och funktionella nanopappersbaserade analysenheter (NanoPAD) designade för Rhodamine B-avkänning med hjälp av ytförstärkt Raman-spektroskopi demonstrerades. Noterbart är att NanoPAD:erna uppvisade exceptionell prestanda med förbättrade detektionsgränser. Dessa enastående resultat kan tillskrivas de överlägsna optiska egenskaperna hos nanopapper och den nyligen utvecklade noggranna mikropräglingsmetoden, vilket möjliggör integration och finjustering av NanoPAD:erna.
Introduction
På senare tid har nanofibrillär cellulosa (NFC) (nanopapper) dykt upp som ett mycket lovande substratmaterial för olika applikationer såsom flexibel elektronik, energienheter och biomedicin 1,2,3,4. Nanopapper kommer från naturliga växter och är kostnadseffektivt, biokompatibelt och biologiskt nedbrytbart, vilket gör det till ett tilltalande alternativ till traditionellt cellulosapapper 5,6. Dess exceptionella egenskaper inkluderar en ultraslät yta med en ytjämnhet på mindre än 25 nm och en tät cellulosamatrisstruktur, vilket gör det möjligt att skapa mycket strukturerade nanostrukturer7. Rikliga hydroxylgrupper av nanopapper bidrar till dess kompakta och tätt packade nanocellulosastruktur8. Nanopapper uppvisar utmärkt optisk transparens och minimal optisk dis, vilket gör det väl lämpat för optiska sensorer. Dessutom möjliggör dess inneboende hydrofilicitet pumpfritt flöde, även med sin tjocka struktur, vilket ger autonom vätskerörelse 9,10. Nanocellulosa har olika tillämpningar i biologiska sensorer, ledande elektroniska enheter, cellodlingsplattformar, superkondensatorer, batterier och mer, vilket visar dess mångsidighet och potential11,12. Nanocellulosa är särskilt lovande för pappersbaserade analytiska mikrofluidikenheter (μPAD), som erbjuder unika fördelar jämfört med konventionellt kromatografipapper.
Under det senaste decenniet har μPADs fått stor uppmärksamhet på grund av deras prisvärdhet, biokompatibilitet, pumpfria drift och enkla produktion13,14. Dessa enheter har visat sig vara effektiva diagnostiska verktyg för patientnära vård, särskilt i resursbegränsade miljöer15,16,17. Ett betydande framsteg inom detta område var utvecklingen av vaxutskrift, som banades väg av George Whitesides18 och Bingcheng Lin-gruppen19, vilket möjliggjorde skapandet av funktionella μPADs genom att införliva mikrokanaler på kromatografipapper. Därefter utvecklades μPADs snabbt, och olika biosensortekniker, inklusive elektrokemiska metoder 20, kemiluminiscens21 och enzymkopplad immunadsorberande analys (ELISA)22,23,24, implementerades framgångsrikt för detektion av olika biomarkörer såsom proteiner 25,26, DNA 27,28, RNA 29,30 och exosomer31. Trots dessa framsteg står μPADs fortfarande inför utmaningar, inklusive långsamma flödeshastigheter och lösningsmedelsindunstning.
Flera metoder har föreslagits för att skapa mikrokanaler på nanopapper32,33,34. En metod innebär att 3D-printa offeringredienser i materialet, men det kräver en hydrofob beläggning som begränsar pumpfri drift33. En annan teknik innebär att man manuellt staplar kanalskikt mellan nanopappersark med hjälp av lim, vilket är arbetskrävande32. Alternativt kan spraybeläggning av nanocellulosafibrer på förmönstrade formar skapa mikrokanaler, men det innebär tidskrävande och dyr formförberedelse34. Noterbart är att dessa metoder är begränsade till mikrokanaler i millimeterskala, vilket äventyrar fördelarna med mikrofluidiska enheter när det gäller förbrukning och integration av reagensvolym. Att utveckla en enkel mikrokanalmönstringsprocess för nanopapper med upplösning i mikrometerskala är fortfarande en utmaning.
Denna studie presenterar en unik mikrokanalmönstringsmetod för nanopapper baserad på praktisk mikroprägling. Tillvägagångssättet erbjuder flera fördelar jämfört med befintliga metoder, eftersom det inte kräver någon dyr eller specialiserad utrustning, är enkelt, kostnadseffektivt och mycket exakt. En konvex mikrokanalform tillverkas genom laserskärning av en polytetrafluoreten (PTFE) film, känd för sin kemiska tröghet och nonstick-egenskaper. Denna form används sedan för att prägla mikrokanaler på ett nanopappersgelmembran. Ett andra lager nanopappersgel appliceras ovanpå för att skapa slutna ihåliga kanaler. Med hjälp av denna mönstringsteknik utvecklas grundläggande mikrofluidiska enheter på nanopapper, inklusive en laminär mixer och droppgenerator. Dessutom demonstreras tillverkningen av ytförstärkt Raman-mikroskopi (SERS) NanoPAD. In-situ skapande av ett silvernanopartikelbaserat SERS-substrat uppnås genom att introducera två kemiska reagenser (AgNO3 och NaBH4) i kanalerna, vilket resulterar i en anmärkningsvärd prestanda med låga detektionsgränser (LOD).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. Mikropräglingsprocess för mikrokanalmönstring på nanopapper
- Förberedelse av mögel
OBS: Se Yuan et al.12 för detaljer om mögelberedning.- Förbered en PTFE-film enligt anvisningarna i materialförteckningen.
- Laserskär den förberedda PTFE-filmen för att göra en konvex mikrokanalform (Figur 1A-I).
OBS: Måtten på PTFE-formen bestämmer mikrokanaldimensionerna (Figur 2E,F) i ett linjärt första ordningens funktionsförhållande.
- Beredning av nanopapper
- Fördela 4,0 g (2,2,6,6-tetrametylpiperidin-1-yl)oxyl (TEMPO)-oxiderad NFC-gel (se materialtabell) i destillerat vatten (slutlig koncentration 0,1 viktprocent).
- Rör om kraftigt i suspensionen med 120,8 x g i 30 minuter i rumstemperatur tills ingen cellulosaflock är synlig.
- Vakuumfiltrera den genomskinliga suspensionen för att erhålla en nanopappersgel (figur 1A-II).
OBS: I detta exempel är diametern på den erhållna nanopappersgelen 4 cm. NanoPADs kan skräddarsys för olika applikationer genom att välja sugfiltreringsenheter med olika radier, vilket möjliggör design av NanoPADs i olika skalor.
- Prägling av nanopappersgel
- Placera PTFE-formen på nanopappersgelens yta.
- Prägla nanopappersgelen (Figur 1A-III) med PTFE-formen genom varmpress i 10 minuter varje gång under optimerat tryck och temperatur (Figur 2A-D).
OBS: Högre präglingstryck (250 kPa till 1000 kPa) förbättrar tillverkningsnoggrannheten men bör inte överstiga 1000 kPa för att förhindra skador på cellulosastrukturen. Högre präglingstemperaturer (25-100 °C) förbättrar mikrokanalens noggrannhet genom att främja uttorkning och avkolning, men temperaturen bör inte överstiga 75 °C för att undvika gelrynkor och minskad ljusgenomsläpplighet7. I detta exempel var de optimerade präglingsparametrarna 750 kPa och 75 °C.
- Mögel släpper
- Dra av ytterligare ett lager filternanopappersgel från filtermembranet (Figur 1A-IV).
- Bindning
- Fäst det skalade lagret ovanpå det präglade lagret av nanopappersgel och stapla de två lagren för att skapa en ihålig mikrokanalstruktur (Figur 1A-V).
OBS: Den starkare vätebindningen i "gelliknande" nanopapper jämfört med fibersuspension och torkat nanopapper förbättrar sammanflätningen och vidhäftningen av nanocellulosafibrer. Följaktligen kan två lager av "gelliknande" nanopapper binda tätt genom självdiffusion utan yttre kraft.
- Fäst det skalade lagret ovanpå det präglade lagret av nanopappersgel och stapla de två lagren för att skapa en ihålig mikrokanalstruktur (Figur 1A-V).
- Torkning
- Placera de två lagren av nanopappersgel i en torkugn vid 75 °C i cirka 30 minuter (Figur 1A-VI).
2. Konstruktion av grundläggande mikrofluidikkomponenter
- Konstruktion av laminär blandare
- Förbered NanoPAD:erna med raka och böjda kanaler (Figur 3A) enligt steg 1.
OBS: I detta exempel är kanalernas mått 1 mm bredd och 50 μm djup. - Tillsätt röda och blå droppar i inloppszonerna samtidigt, vilket gör att flödet automatiskt kan flöda genom den ihåliga kanalen.
OBS: Det framgångsrika oberoende flödet av de röda och blå lösningarna i en rak kanal och deras blandning i slutet av den krökta kanalen kan tillskrivas det låga Reynolds-talet för skikten i mikrofluidikanordningar och det radiella flödet som induceras av skjuvspänning35.
- Förbered NanoPAD:erna med raka och böjda kanaler (Figur 3A) enligt steg 1.
- Konstruktion av droppgenerator
- Förbered NanoPAD:erna med två inlopp med en T-korsningskanal (figur 3D) enligt steg 1.
- För in vatten och hexadekan (olja), två oblandbara vätskor, i de två inloppszonerna i T-korsningskanalen för att generera droppar (Figur 3E).
OBS: I detta example är måtten på T-korsningskanalen 1 mm bredd, 25 mm längd och 50 μm djup. - Fixera hastigheten för Q 1 till 6 μL/min och hastigheten för Q2 vid n × Q 1 (n =1-6). Använd två sprutpumpar och ställ in dem på ovanstående hastighet för att injicera vatten och olja. Det här beteendet styrs av den enkla skalningsekvationen (anges nedan).
OBS: I detta exempel hälldes olja och färgat vatten i kanalen36.
Där α = 1, β = 1, L är längden, W är droppens bredd och Q1 och Q2 är flödeshastigheterna för vatten respektive hexadekan,37,38.
3. Tillväxt av AgNP på plats
- Förberedelse av NanoPADs
- Förbered NanoPADs med två inlopp med en konvergerande detektionszon (figur 4A) enligt steg 1.
- Successiv adsorptions- och reaktionsprocess för jonskikt
- Bered en 20 mM AgNO3-lösning och en 20 mM NaBH4-lösning (se materialförteckning).
- Droppa 5 μl av 20 mM AgNO3-lösningen i flödeskanalens vänstra inloppszon.
- Låt AgNO3-lösningen stanna kvar i reaktionszonen i 30 s.
OBS: Upprepa steg 3.2.2. och 3.2.3. fem gånger för att säkerställa en jämn fördelning av AgNP utan agglomeration, vilket skulle kunna förklara den högre bandintensiteten. - Släpp 5 μL destillerat vatten i flödeskanalens vänstra inloppszon för sköljning.
OBS: Upprepa steg 3.2.4. tre gånger för att säkerställa att överskott, oadsorberade Ag ioner avlägsnas genom tvättning. - Tillsätt 5 μl av 20 mM NaBH4-lösningen till flödeskanalens högra inloppszon.
OBS: Upprepa steg 3.2.5. tills AgNP genereras jämnt i reaktionszonen. De kemiska reaktionerna som är involverade i steg 3 representeras av följande formel39:
I det här exemplet bildades täta, enhetliga, välstrukturerade AgNP-arrayer på NanoPAD:erna (figur 4B). Den genomsnittliga diametern på AgNP var 55 nm (Figur 4C).
4. SERS-mätning
- Förberedelse av Raman-spektroskopisystem
- Slå på lasern och starta den medföljande programvaran för Raman-spektrometern (se materialförteckning).
- Använd ett 50x objektiv för att fokusera och samla in Raman-signaler och en 532 nm laser för excitation.
- Ställ in den spektrala upplösningen till 2 cm-1 för noggrann mätning. Ställ in Raman-spektrummätningsområdet från 400 cm-1 till 600 cm−1.
- Kalibrera Raman-spektrometern med en kiselskiva12.
OBS: Utför steg 4.1. för steg 4.2.
- Rhodamine B (RhB) mätning
- Lös 4,7 mg RhB (se materialtabell) i 10 ml etanol för att bereda en 1 mM RhB-lösning.
- Bered en serie RhB-lösningar med koncentrationer från 10 μM till 0,1 pM genom att späda 1 mM RhB-lösningen i etanolen.
- Tillsätt 5 μL av RhB-lösningen till inloppszonen på NanoPADs-kanalen och låt den torka.
OBS: Upprepa steg 4.2.3. för RhB-lösningar med olika koncentrationer som anges i steg 4.2.2. - Ställ in excitationstiden på 10 s, gallret på 2 cm−1 och antalet cykler på 1. Ställ in Raman-spektrummätningsområdet från 500 cm-1 till 1800 cm−1.
- Justera den grova fokusskruven och finfokusskruven individuellt för att uppnå korrekt fokus, klicka sedan på stopp för att spara positionen.
- Klicka på start för att påbörja mätningen.
- Upprepa mätningarna sju gånger och spara insamlade data.
- Stäng av lasern.
- Analys av data
- Importera sparade data till dataanalysprogrammet (se Materialförteckning).
- Beräkna det genomsnittliga spektrumet från sparade data.
- Välj alternativet för linjeutkast för att plotta Raman-spektra.
- Använd verktyget Peak analyzer för att ställa in baslinjen för spektra.
- Använd funktionen Signalprocess - Smooth för att jämna ut spektra för slutresultat.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
En unik metod för att skapa mikrokanalmönster på nanopapper har tagits fram med hjälp av de praktiska mikroformarna av plast genom den praktiska mikropräglingstekniken. Noterbart är att denna metod åstadkommer mikrokanalmönster i en skala så liten som 200 μm, vilket representerar en fyrfaldig förbättring jämfört med befintliga metoder32,33,34. Efter finjustering av mönstringsparametrarna uppvisar de tillhandahållna riktlinjerna utmärkt repeterbarhet i tillverkningsprocessen, kännetecknad av minimala standardavvikelser. Den högsta observerade variationen i bredd är bara 2,5 %, medan den för djup är 9 %. Dessutom har figur 2E,F inkluderats för att fungera som en guide för applikationsutveckling.
För att demonstrera de praktiska tillämpningarna av de utvecklade SERS-NanoPAD:erna valdes Rhodamine B (RhB), en vanlig miljöförorening och organisk kemikalie med låg toxicitet, som ett exempel. RhB-molekyler blandades direkt med etanol. I detta exempel fylldes 5 μL av analytlösningen i inloppszonen på NanoPAD:er, och Raman-signalen i reaktionszonen mättes sedan. Ramanspektra för RhB-prover vid olika koncentrationer i etanol (från 0,1 pM till 10 μM) visas i figur 5A, med ren etanol som blindkontroll. Tydliga RhB-band observeras i de uppmätta spektra, inklusive C-O-C-sträckning (1280 cm-1), xantenringrynkningsläge (1200 cm-1), C-N-sträckning (1384 cm-1), C-C-sträckning (1350 cm-1), C-H-sträckning (1520 cm-1) och aromatisk C-C-sträckning (1646 cm-1)40,41. På grund av känsligheten hos toppintensiteten på 1646 cm-1 för RhB-koncentration med minimalt bakgrundsbrus valdes den som avläsningsparameter42. Beräkningen av detektionsgränsen (LOD) innebar bestämning av den RhB-koncentration som motsvarar blindkontrollens intensitet plus tre gånger standardavvikelsen för Raman-intensiteten för blankprovet. Denna beräkning gav en LOD på 0,019 pM. Figur 5B visar kalibreringskurvan för RhB-detektion.
Figur 1: Schematisk representation av mikropräglingsprocessen för mönstring av mikrokanaler på nanopapper. (A) Mikropräglingsprocessen består av sex steg: formberedningar, nanopappersfiltrering, prägling, formsläppning, bindning och slutlig torkning. (B) Tvärsnittsbild av mikropräglingsprocessen. Figuren återges med tillstånd från Yuan et al. Upphovsrätt 2023 American Chemical Society12. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 2: Optimering av prägling med mikrokanaler. Tillverkningsnoggrannheten för bredder och djup påverkas av (A,B) präglingstryck respektive (C,D) torkningstemperatur. Designkrav för (E) kanalbredder och (F) djup i mikrofluidikkomponenter av nanopapper (n = 5). (Den riktade: bredderna och djupen på mikrokanalen som förväntas; den erhållna: bredderna och djupen på tillverkade mikrokanaler; den designade: bredderna och djupen på PTFE-formar). Figuren återges med tillstånd från Yuan et al. Upphovsrätt 2023 American Chemical Society12. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 3: Grunderna för fluidiskt beteende i nanopapperets mikrokanal. (A) Fotografier av nanopapperets mikrofluidiska blandare och laminära flödesanordning. Skalstänger = 5 mm. (B) Flödesavledande på olika avstånd längs den ihåliga kanalen. Skalstreck = 2 mm. (C) Kapillärverkan längs den ihåliga kanalen (n=5). (D) Schematisk illustration av dropparna inuti T-korsningskanalen och den präglade anordningen med inloppsrören. (E) Droppgenerator som arbetar vid olika frekvenser. Skalstänger = 5 mm. (F) Linjärt beroende av flödeshastigheterna Q1/Q2 och L/W (n = 5). Figuren återges med tillstånd från Yuan et al. Upphovsrätt 2023 American Chemical Society12. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 4: Känslig SERS-avkänning av små molekyler på NanoPAD:er. (A) Schematisk bild av AgNP-tillväxt på NanoPAD:s detektionszon. (B) Fotografi av NanoPADs efter AgNPs tillväxt och schematisk bild av den SERS-baserade molekyldetektionen. Skalstreck = 1 cm. (C) SEM-bild av in-situ odlade AgNPs på NanoPADs visar en tät och organiserad AgNPs-array. Skalstapel = 500 nm; infälld = 100 nm. Figuren återges med tillstånd från Yuan et al. Upphovsrätt 2023 American Chemical Society12. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 5: SERS-baserad detektion av RhB. (A) Ramanspektra av RhB vid koncentrationer på 0,1 pM till 10 μM. (B) Kalibrering av RhB vid 1646 cm-1 (n=5). Figuren återges med tillstånd från Yuan et al. Upphovsrätt 2023 American Chemical Society12. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Det primära fokuset för denna studie är att utveckla en enkel metod för att tillverka mikrokanaler på nanopapper. En effektiv präglingsteknik utarbetades med PTFE som form för att ta itu med denna utmaning12. Genom att optimera temperaturen och präglingstrycket genomfördes en serie experiment för att etablera en tillförlitlig tillverkningsprocess för NanoPAD:er. Dessutom demonstrerades användningen av en snabbreferenstabell för att justera tillämpningarna av NanoPADs inom olika områden. Även om denna metod är effektiv och stabil har vissa utmaningar uppstått. Till en början användes metaller som formar på grund av deras jämnhet, men svårigheter uppstod när de skulle avlägsnas från den vidhäftande nanopappersgelen. I slutändan valdes PTFE för dess nonstick-egenskaper och användarvänlighet i präglingsprocessen. En annan utmaning som togs upp var tillverkningen av ihåliga kanaler. De starka vätebindningarna i "gelliknande" nanopapper8 möjliggjorde självdiffusion och vidhäftning av två lager, vilket resulterade i kompakt bindning utan yttre krafter.
Även om den utvecklade metoden är enkel, tidsbesparande och minimerar kontaminering vid tillverkning av pumpfria mikrokanaler på nanopapper, finns det fortfarande begränsningar. Precisionen vid laserskärning begränsar bredden på PTFE-formar till 200 μm, vilket begränsar mikrokanalernas uppnåeliga precision till 200 μm. För att övervinna denna begränsning planeras implementering av en nanoskrivare för 3D-utskriftsformar i framtida strävanden, som utnyttjar dess kapacitet för att uppnå en precision på 50 μm. Ett annat område som behöver förbättras ytterligare är tillverkningen av 3D-mikrokanaler. Medan 3D-mikrokanaler33,34 har funnit omfattande användning inom biomedicinsk, kemisk och elektrisk detektering med hjälp av material som PDMS och vanliga pappersbaserade enheter, är tillverkning av 3D-mikrokanaler på nanopapper fortfarande ett framväxande område. Att lösa denna utmaning kommer att bidra avsevärt till utvecklingen av NanoPAD.
Denna studie fokuserade på att använda molekyler som Raman-rapportörer för SERS-detektion. SERS-teknik42 erbjuder många fördelar, inklusive minimal reagensanvändning, hög selektivitet, enkel provberedning och utmärkt stabilitet, vilket gör den till en avgörande metod för biokemisk detektion. De designade NanoPAD:erna har potentiella tillämpningar i SERS-immunanalyser. Dessutom finns det ett ökande intresse för selektiva och skräddarsydda SERS-plasmoner. Att utforska metoder för att generera dessa plasmoner på NanoPADs för selektiv SERS-detektion representerar en spännande väg för framtida utveckling inom nanopappersområdet.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna har inget att avslöja.
Acknowledgments
Författarna erkänner det ekonomiska stödet från programmen för Natural Science Foundation of the Jiangsu Higher Education (22KJB460033) och Jiangsu Science and Technology Programme - Young Scholar (BK20200251). Detta arbete stöds också delvis av XJTLU AI University Research Centre, Jiangsu Province Engineering Research Centre of Data Science and Cognitive Computation vid XJTLU och SIP AI innovation platform (YZCXPT2022103). Stödet från State Key Laboratory for Manufacturing Systems Engineering via det öppna projektet (SKLMS2023019) och Key Laboratory of Bionic Engineering, utbildningsministeriet, är också erkända.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| AgNO3 | Hushi (Shanghai, China) | 7761-88-8 | >99% |
| Ethanol | Hushi (Shanghai, China) | 64-17-5 | >99% |
| Hexadecane | Macklin (Shanghai, China) | 544-76-3 | >99% |
| LabSpec software | Horiba (Japan) | LabSpec5 | |
| Melamine | Macklin (Shanghai, China) | 108-78-1 | >99% |
| NaBH4 | Aladdin (Shanghai, China) | 16940-66-2 | >99% |
| Origin lab software | OriginLab (USA) | ||
| Polyethylene terephthalate (PET) | Myers Industries (Akron, USA) | ||
| Polytetrafluoroethylene films | Shenzhen Huashenglong plastic material Co., Ltd. (Shenzhen, China) | Teflon film | |
| PVDF filter membrane | EMD Millipore Corporation (USA) | VVLP04700 | pore size: 0.1 μm |
| Raman spectrometer | Horiba (Japan) | Xplo RA | |
| Rhodamine B | Macklin (Shanghai, China) | 81-88-9 | >95% |
| Scanning electron microscopy (SEM) | FEI(USA) | Scios 2 HiVac | |
| Silicon wafer | Horiba (Japan) | diameter: 5 mm | |
| TEMPO-oxidized NFC slurry | Tianjin University of Science and Technology | 1.0 wt% solid, carboxylate level 2.0 mmol/g solid, average nanofiber diameter: 10 nm |
References
- Zhu, H., Fang, Z., Preston, C., Li, Y., Hu, L. Transparent paper: fabrications, properties, and device applications. Energy & Environmental Science. 7 (1), 269-287 (2013).
- Nogi, M., Iwamoto, S., Nakagaito, A. N., Yano, H.
- Li, X., et al. Three-dimensional sulfated bacterial cellulose/gelatin composite scaffolds for culturing hepatocytes. Cyborg and Bionic Systems. 4, 0021 (2023).
- Barhoum, A., Samyn, P., Öhlund, T., Dufresne, A. Review of recent research on flexible multifunctional nanopapers. Nanoscale. 9 (40), 15181-15205 (2017).
- Dufresne, A. Nanocellulose: a new ageless bionanomaterial. Materials Today. 16 (6), 220-227 (2013).
- Martin-Martinez, F. J. Designing nanocellulose materials from the molecular scale. Proceedings of the National Academy of Sciences. 115 (28), 7174-7175 (2018).
- Sehaqui, H., Liu, A., Zhou, Q., Berglund, L. A. Fast preparation procedure for large, flat cellulose and cellulose/inorganic nanopaper structures. Biomacromolecules. 11 (9), 2195-2198 (2010).
- Fang, Z., et al. Novel nanostructured paper with ultrahigh transparency and ultrahigh haze for solar cells. Nano Letters. 14 (2), 765-773 (2014).
- Zheng, G., et al. Nanostructured paper for flexible energy and electronic devices. MRS Bulletin. 38 (4), 320-325 (2013).
- Chen, L., Ying, B., Song, P., Liu, X. A nanocellulose-paper-based sers multiwell plate with high sensitivity and high signal homogeneity. Advanced Materials Interfaces. 6 (24), 1901346 (2019).
- Koga, H., et al. Transparent, conductive, and printable composites consisting of tempo-oxidized nanocellulose and carbon nanotube. Biomacromolecules. 14 (4), 1160-1165 (2013).
- Yuan, W., et al. Facile microembossing process for microchannel fabrication for nanocellulose-paper-based microfluidics. ACS Applied Materials & Interfaces. 15 (5), 6420-6430 (2023).
- Rolland, J. P., Mourey, D. A. Paper as a novel material platform for devices. MRS Bulletin. 38 (4), 299-305 (2013).
- Martinez, A. W., Phillips, S. T., Butte, M. J., Whitesides, G. M. Patterned paper as a platform for inexpensive, low-volume, portable bioassays. Angewandte Chemie International Edition. 46 (8), 1318-1320 (2007).
- Chin, C. D., Linder, V., Sia, S. K. Lab-on-a-chip devices for global health: past studies and future opportunities. Lab on a Chip. 7 (1), 41-57 (2006).
- Chin, C. D., et al. Microfluidics-based diagnostics of infectious diseases in the developing world. Nature Medicine. 17 (8), 1015-1019 (2011).
- Martinez, A. W., Phillips, S. T., Whitesides, G. M., Carrilho, E. Diagnostics for the developing world: microfluidic paper-based analytical devices. Analytical Chemistry. 82 (1), 3-10 (2010).
- Carrilho, E., Martinez, A. W., Whitesides, G. M. Understanding wax printing: a simple micropatterning process for paper-based microfluidics. Analytical Chemistry. 81 (16), 7091-7095 (2009).
- Lu, Y., Shi, W., Qin, J., Lin, B. Fabrication and characterization of paper-based microfluidics prepared in nitrocellulose membrane by wax printing. Analytical Chemistry. 82 (1), 329-335 (2010).
- Li, X., Zhao, C., Liu, X. A paper-based microfluidic biosensor integrating zinc oxide nanowires for electrochemical glucose detection. Microsystems & Nanoengineering. 1 (1), 1-7 (2015).
- Nie, Z., et al. Electrochemical sensing in paper-based microfluidic devices. Lab on a Chip. 10 (4), 477-483 (2010).
- Cai, T., et al. A paper-based microfluidic analytical device with a highly integrated on-chip valve for autonomous ELISA. 2022 IEEE 35th International Conference on Micro Electro Mechanical Systems Conference (MEMS). , 271-274 (2022).
- Murdock, R. C., et al. Optimization of a paper-based ELISA for a human performance biomarker). Analytical Chemistry. 85 (23), 11634-11642 (2013).
- Cheng, C. M., et al.
- Holstein, C. A., et al. Immobilizing affinity proteins to nitrocellulose: a toolbox for paper-based assay developers. Analytical and Bioanalytical Chemistry. 408 (5), 1335-1346 (2016).
- Tenda, K., et al. Paper-based antibody detection devices using bioluminescent bret-switching sensor proteins. Angewandte Chemie International Edition. 57 (47), 15369-15373 (2018).
- Gong, M. M., Nosrati, R., San Gabriel, M. C., Zini, A., Sinton, D. Direct DNA Analysis with paper-based ion concentration polarization. Journal of the American Chemical Society. 137 (43), 13913-13919 (2015).
- Gan, W., et al. A filter paper-based microdevice for low-cost, rapid, and automated DNA extraction and amplification from diverse sample types. Lab on a Chip. 14 (19), 3719-3728 (2014).
- Liu, Y., et al. Fluorescent paper-based analytical devices for ultra-sensitive dual-type RNA detections and accurate gastric cancer screening. Biosensors and Bioelectronics. 197, 113781 (2022).
- Yuan, H., et al. Microfluidic-assisted Caenorhabditis elegans sorting: current status and future prospects. Cyborg and Bionic Systems. 4, 0011 (2023).
- Kim, H., et al. Origami-paper-based device for microvesicle/exosome preconcentration and isolation. Lab on a Chip. 19 (23), 3917-3921 (2019).
- Ying, B., et al. NanoPADs and nanoFACEs: an optically transparent nanopaper-based device for biomedical applications. Lab on a Chip. 20 (18), 3322-3333 (2020).
- Shin, S., Hyun, J. Matrix-assisted three-dimensional printing of cellulose nanofibers for paper microfluidics. ACS Applied Materials & Interfaces. 9 (31), 26438-26446 (2017).
- Browne, C., Garnier, G., Batchelor, W. Moulding of micropatterned nanocellulose films and their application in fluid handling. Journal of Colloid and Interface Science. 587, 162-172 (2021).
- Paul, R., et al. Shear stress related blood damage in laminar couette flow. Artificial Organs. 27 (6), 517-529 (2003).
- Thuo, M. M., et al. Fabrication of low-cost paper-based microfluidic devices by embossing or cut-and-stack methods. Chemistry of Materials. 26 (14), 4230-4237 (2014).
- Garstecki, P., Fuerstman, M. J., Stone, H. A., Whitesides, G. M. Formation of droplets and bubbles in a microfluidic T-junction-scaling and mechanism of break-up. Lab on a Chip. 6 (3), 437-446 (2006).
- Nisisako, T., Torii, T., Higuchi, T. Droplet formation in a microchannel network. Lab on a Chip. 2 (1), 24-26 (2002).
- Wang, Y., Zhang, X., Wen, G., Liang, A., Jiang, Z. Facile synthesis of a highly SERS active nanosilver sol using microwaves and its application in the detection of E. coli using Victoria blue B as a molecular probe. Analytical Methods. 8 (24), 4881-4887 (2016).
- Pham, T. T. H., Dien, N. D., Vu, X. H. Facile synthesis of silver/gold alloy nanoparticles for ultra-sensitive rhodamine B detection. RSC Advances. 11 (35), 21475-21488 (2021).
- Li, D., Li, D. W., Li, Y., Fossey, J. S., Long, Y. T. Cyclic electroplating and stripping of silver on Au@SiO2 core/shell nanoparticles for sensitive and recyclable substrate of surface-enhanced Raman scattering. Journal of Materials Chemistry. 20 (18), 3688-3693 (2010).
- Sun, C. H., Wang, M. L., Feng, Q., Liu, W., Xu, C. X. Surface-enhanced Raman scattering (SERS) study on Rhodamine B adsorbed on different substrates. Russian Journal of Physical Chemistry A. 89 (2), 291-296 (2015).
