Summary
Dieses Protokoll beschreibt die Etablierung eines dreidimensionalen (3D) ex vivo Modells der Krebszell-Omentum-Interaktion. Das Modell bietet eine Plattform zur Aufklärung von Pro-Tumor-Mechanismen in der Fettnische und zur Erprobung neuartiger Therapien.
Abstract
Eierstockkrebs ist die tödlichste gynäkologische Malignität. Das Omentum spielt eine Schlüsselrolle bei der Bereitstellung einer unterstützenden Mikroumgebung für metastasierende Eierstockkrebszellen sowie bei immunmodulatorischen Signalen, die eine Tumortoleranz ermöglichen. Wir haben jedoch nur begrenzte Modelle, die die Interaktion zwischen Eierstockkrebszellen und fettreichem Gewebe genau nachahmen. Um die zellulären und molekularen Mechanismen, durch die das Omentum eine pro-tumorale Mikroumgebung bietet, besser zu verstehen, haben wir ein einzigartiges 3D-Ex-vivo-Modell der Krebszell-Omentum-Interaktion entwickelt. Mit Hilfe des menschlichen Omentums sind wir in der Lage, Eierstockkrebszellen in dieser fettreichen Mikroumgebung zu züchten und die Faktoren zu überwachen, die für das Tumorwachstum und die Immunregulation verantwortlich sind. Das Modell bietet nicht nur eine Plattform für die Untersuchung dieser fettreichen Tumormikroumgebung, sondern auch eine hervorragende Plattform für die Entwicklung und Bewertung neuartiger therapeutischer Ansätze, um metastasierende Krebszellen in dieser Nische anzugreifen. Das vorgeschlagene Modell ist einfach zu generieren, kostengünstig und auf translationale Untersuchungen anwendbar.
Introduction
Eierstockkrebs ist die tödlichste gynäkologische Malignität weltweit1. Das Lebenszeitrisiko, an diesem Krebs zu erkranken, liegt bei etwa 1 zu 70, wobei das mediane Alter bei der Diagnose bei 63 Jahren liegt2. Primäre Malignome der Eierstöcke werden histologisch entweder als epithelial oder nicht-epithelial klassifiziert. Epitheliale Ovarialkarzinome (EOC) machen über 90 % der Tumoren aus, und der häufigste Subtyp ist das hochgradige seröse Karzinom (HGSC), das etwa 70 % bis 80 % der EOCs ausmacht. Derzeit gibt es keine wirksamen Screening-Methoden, um Krankheiten frühzeitig zu erkennen. Daher werden die meisten Patienten in einem fortgeschrittenen Stadium diagnostiziert (d. h. Fédération Internationale de Gynécologie et d'Obstétrique [FIGO] Stadium III oder IV), nachdem sich der Krebs in der Bauchhöhle ausgebreitet hat2.
Die Standardbehandlung an vorderster Front ist die zytoreduktive Chirurgie, um alle sichtbaren makroskopischen Erkrankungen zu entfernen, gefolgt von einer adjuvanten Chemotherapie auf Platinbasis, um alle verbleibenden mikroskopischen Erkrankungen zu zerstören. Obwohl es in den letzten zwei Jahrzehnten viele Fortschritte in der Behandlung von Eierstockkrebs gegeben hat, erleiden etwa 70 % der Patientinnen mit fortgeschrittener Erkrankung innerhalb von 3 Jahren nach der Behandlung einen Rückfall3. Angesichts der insgesamt schlechten Prognose dieser Patienten zielen laufende und zukünftige translationale Forschungsbemühungen im EOC darauf ab, Biomarker für die Früherkennung zu identifizieren, Metastasen zu verhindern, aktuelle Therapien zu verbessern, um Resistenzen zu umgehen und neue personalisierte Krebsbehandlungen zu entwickeln.
Generalisierte Metastasen in der Peritonealhöhle und die damit verbundene Chemoresistenz sind zwei der Haupteinschränkungen für die Verbesserung der Behandlung von Patientinnen mit Ovarialkarzinom 4,5. Das Omentum, eine fettige, schürzenartige Struktur, die vom Magen über den Darm herabhängt, ist ein Hauptort der Metastasierung von Eierstockkrebs 6,7. Zusätzlich zu seiner Funktion als physikalische Barriere hat das Omentum nachweislich regenerative und angiogene Fähigkeiten und besitzt Immunaktivitäten, die zusammen die Vaskularisierung fördern, die Wundheilung beschleunigen und Infektionen begrenzen8. Es enthält eine hohe Konzentration an Stammzellen, die sich in verschiedene Zelltypen differenzieren und bei der Reparatur von beschädigtem Gewebe helfen können. Das Omentum kann sich als Reaktion auf eine Verletzung oder Infektion entzünden, was die Migration von Immunzellen an die Verletzungsstelle auslöst9. Diese Immunzellen setzen Wachstumsfaktoren und andere Moleküle frei, die dazu beitragen, die Reparatur und Regeneration von geschädigtem Gewebe zu fördern. Immunzellen wie Makrophagen, Lymphozyten und Plasmazellen, die im Omentum lokalisiert sind, sind Strukturen, die als "milchige Flecken" bekannt sind und für die Erkennung und Bekämpfung von Krankheitserregern und die Regulierung der peritonealen Immunität verantwortlich sind. Es wurde auch gezeigt, dass das Omentum eine Rolle bei der Induktion der Immuntoleranz10 spielt, d. h. der Fähigkeit des Immunsystems, Selbstantigene zu tolerieren und gesundes Gewebe nicht anzugreifen. Dieselben immunbezogenen Aktivitäten sind jedoch auch an pathologischen Reaktionen beteiligt, wie z. B. dem Wachstum von omentalen Tumoren, Metastasen und der Flucht aus der Immunüberwachung 9,11. Frühere Studien aus unserem Labor und anderen haben eine einzigartige und aktive Rolle der adipösen Mikroumgebung bei der Hemmung antitumoraler Immunantworten und beim Erwerb von Chemoresistenzen gezeigt12,13,14. Leider haben wir nur begrenzte Informationen über die zellulären und molekularen Mechanismen, durch die das Omentum eine pro-tumorale Mikroumgebung bietet.
Um die Wechselwirkungen zwischen Krebszellen und dem Omentum besser zu verstehen, wurde ein 3D-Kultursystem entwickelt, das aus humanen Ovarialkarzinomzellen und patienteneigenen Omentum-Explantaten besteht. Das hier beschriebene Protokoll stellt ein neuartiges ex vivo Modell der Peritonealkarzinose dar. Dieses Modell ahmt den natürlichen Verlauf der Tumorgenese von Eierstockkrebs in diesem fettreichen Gewebe nach. Das vorgeschlagene Modell ist einfach zu generieren, kostengünstig und potenziell auf translationale Untersuchungen in der Eierstockkrebsforschung anwendbar.
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Protocol
Das folgende Forschungsprotokoll wurde vom Wayne State University Institutional Review Board (IRB) geprüft und genehmigt. Vor der Operation wurde von allen Patienten eine Einverständniserklärung eingeholt. Abbildung 1 veranschaulicht die drei allgemeinen Schritte in diesem Protokoll.
1. Präparation von menschlichem Omentumgewebe
- Omentum-Nährmedien (DMEM/F12 + 10 % fötales Kälberserum + 1 % Penicillin-Streptomycin) vorbereiten und bei 4 °C lagern. Aliquotieren Sie 30-40 ml dieses Mediums in ein steriles konisches 50-ml-Röhrchen oder einen chirurgischen Probenbehälter.
- Erhalten Sie chirurgische Proben aus einer omentalen Biopsie oder einer Omentektomie. Tauchen Sie die sterile Probe unmittelbar nach der Entnahme im Operationssaal in Omentum-Nährmedien ein. Wenn der Arbeitsablauf dies nicht zulässt, legen Sie die Probe so schnell wie möglich in Omentum-Nährmedien. Die Probe wird auf Eis gelegt und bis zur Verarbeitung bei 4 °C gelagert.
HINWEIS: Die Größe der entfernten Omentumprobe bestimmt die Menge des bearbeitbaren Gewebes. - Verarbeiten Sie die Omentumprobe innerhalb von 1-2 Stunden nach der Entnahme mit einer Laminar-Flow-Haube. Stellen Sie sicher, dass alle Materialien und Werkzeuge steril oder sterilisiert sind.
- Nehmen Sie das Omentum aus dem Auffangbehälter und füllen Sie es in eine 100-mm-Kulturschale um. Tauchen Sie die Probe in 1x phosphatgepufferte Kochsalzlösung (1x PBS) und waschen Sie die Probe vorsichtig, um Blutgerinnsel oder Ablagerungen zu entfernen.
- Schneiden Sie das Gewebe in Stücke (0,5 cm x 0,5 cm oder 100-200 mg; Abbildung 2A) entweder mit einer kleinen chirurgischen Schere oder einem 10-15 mm Skalpell. Verwenden Sie eine kleine chirurgische Pinzette, um das Gewebe zu manipulieren und eine Quetschung des Omentums zu vermeiden. Wenn ein Energiegerät verwendet wurde, um die Omentum-Probe chirurgisch zu entfernen, vermeiden Sie es, das verzerrte Gewebe an der versiegelten Kante zu verwenden.
- Geben Sie jedes Stück geschnittenes Omentum in einzelne Vertiefungen einer 24-Well-Kulturplatte und füllen Sie die Vertiefungen mit 500 μl Omentum-Nährmedien oder mit einem Volumen, das ausreicht, um das Omentum zu bedecken, ohne dass das Omentumstück über dem Well-Boden schwebt (Abbildung 2B).
- Omentumstücke in frischem Nährmedium bei 4 °C lagern, bis sie zur Injektion bereit sind.
2. Präparation von Eierstockkrebszellen
- Menschliche Eierstockkrebszellen werden in einem 75 cm2 Kulturkolben bei 37 °C und 5 %CO2 bis zum Tag der Omentumentnahme auf eine Konfluenz von mindestens 75 % kultiviert.
HINWEIS: Dieses Protokoll verwendet mCherry-positive OCSC1-F2-menschliche Eierstockkrebszellen, die zuvor beschriebenwurden 15,16,17,18. Es kann zu jeder Krebszelllinie modifiziert werden, die mit einem Fluoreszenzsignal markiert ist. - Bereiten Sie die Zellen in einer Laminar-Flow-Haube unmittelbar nach der Entnahme der Omentumprobe vor. Stellen Sie sicher, dass alle Materialien und Werkzeuge steril oder sterilisiert sind.
- Geben Sie 10 ml steriles 1x PBS in den Kulturkolben und waschen Sie die Zellen, indem Sie den Kolben vorsichtig schaukeln. Entfernen Sie das 1x PBS und fügen Sie dann 3 ml 0,05% Trypsin-EDTA hinzu.
- Der Kulturkolben wird vorsichtig geschaukelt, um alle Zellen zu bedecken, und dann wird der Kolben nicht länger als 5 Minuten in einen Inkubator (37 °C und 5 % CO2) gestellt. Klopfen Sie auf den Kulturkolben, um die Zellen vollständig zu lösen, und neutralisieren Sie dann Trypsin, indem Sie 3 ml Omentum-Nährmedium hinzufügen.
- Mischen Sie die Zellsuspension durch Pipettieren und überführen Sie die Suspension dann in ein konisches 15-ml-Röhrchen. Die Suspension wird 5 min bei 1.200 x g bei 24 °C zentrifugiert. Entfernen Sie den Überstand und resuspendieren Sie das Zellpellet in 6 ml frischem Omentum-Kulturmedium.
- Zählen Sie die Zellen mit einem Hämazytometer. Verdünnen Sie die Zellsuspension auf mindestens 100.000 Zellen pro 100-200 μl Suspension. Dies ist das Volumen der Injektion in jedes geschnittene Omentumstück.
- Eine angemessene Anzahl von Zellen wird in einen neuen Kulturkolben überführt, um die Zellpassage fortzusetzen.
3. Injektion von Eierstockkrebszellen
- Verwenden Sie eine 1-ml-Spritze, um die Zellsuspension aufzuziehen, und bringen Sie dann eine 26-G-Nadel an. Ziehen Sie die Zellsuspension nicht mit der Nadel auf, da dies die Zellen fragmentieren kann.
- Verwende eine kleine chirurgische Pinzette, um ein Stück geschnittenes Omentum aufzunehmen. Geben Sie das Omentum in eine separate, sterile Schale, um die Injektion zu erleichtern. Stechen Sie vorsichtig mit der Nadelspitze in das Omentum und injizieren Sie ein kleines Volumen der Zellsuspension in das Gewebe (Abbildung 2C).
- Wiederholen Sie die Injektion über mehrere Bereiche des Omentums bis zu einem Gesamtvolumen von mindestens 100 μl oder 100.000 Zellen. Beachten Sie, dass sich ein Großteil der Zellsuspension um die Probe herum zu sammeln scheint. Wenn Bedenken hinsichtlich der Qualität der Injektion bestehen, wiederholen Sie die Injektion oder injizieren Sie ein größeres Volumen der Zellsuspension in die Probe.
- Die injizierten Omentumproben werden in jede Vertiefung einer 24-Well-Kulturplatte zurückgeführt. Beachten Sie, dass das Volumen der Omentum-Nährmedien ein Niveau erreicht, das das Omentum bedeckt, ohne dass es schwimmt. Behandeln Sie die Platte vorsichtig und legen Sie sie in einen Inkubator (37 °C und 5% CO2).
- OPTIONAL: Verwenden Sie Matrigel (Basalmembranmatrix), um Omentumgewebe in einer festen Matrix zu suspendieren, um eine einfachere Injektion und eine konzentriertere Verabreichung der Zellsuspension zu ermöglichen.
- Die Basalmembranmatrix wird bei 4 °C aufgetaut und unmittelbar vor Gebrauch im Verhältnis 1:1 mit Omentum-Nährmedien vermischt. Lagern Sie die Basalmembran-Matrixmischung bis zur Injektion auf Eis oder bei 4 °C. Füllen Sie leere Vertiefungen mit genügend Basalmembran-Matrix-Mischung, um ein abgeschnittenes Stück Omentum einzutauchen.
- Die Proben werden in die Basalmembran-Matrixmischung gegeben und dann die 24-Well-Kulturplatte für 20 Minuten in einen Inkubator (37 °C und 5 % CO2) gelegt. Sobald das Gemisch erstarrt ist, fahren Sie mit der Injektion wie oben beschrieben fort.
- Bestätigen Sie die erfolgreiche Injektion mit Hilfe der Fluoreszenzbildgebung. Stellen Sie sicher, dass ein Streifen des Fluoreszenzsignals an den Injektionsstellen sichtbar ist (Abbildung 2D). Beachten Sie, dass die tatsächliche Anzahl der Zellen, die nach der Injektion an das Omentum gebunden sind, unvorhersehbar ist.
4. Co-Kultur von humanen Omentum- und Eierstockkrebszellen
- Wechseln Sie das Medium alle 48-72 Stunden, indem Sie 500-2000 μl frisches Omentum-Nährmedium hinzufügen. Pieptieren Sie Medien nicht direkt auf das Omentumgewebe, da dies Krebszellen verdrängen kann. Beachten Sie, dass Sie die Medien ändern müssen, wenn die Medienfarbe gelb wird.
HINWEIS: Die Häufigkeit des Medienwechsels hängt von der Menge der verwendeten Medien und dem Verlauf des Krebszellwachstums ab. Sobald die Krebszellen das Omentum ausgesät haben, ist es nicht mehr wichtig, ob das Omentumstück schwimmt oder nicht. - OPTIONAL: Wenn eine Basalmembranmatrix verwendet wurde, war die Matrix in der Regel zum Zeitpunkt des ersten Medienwechsels aufgelöst.
- Überwachen Sie das Wachstum von Eierstockkrebstumoren mit Hilfe der Fluoreszenzbildgebung. Die Häufigkeit der Bildgebung liegt im Ermessen des Prüfarztes. Rechnen Sie mit dem Nachweis kleiner Tumore nach etwa 14 Tagen (Abbildung 3A-C). Die Ergebnisse können je nach Qualität der Injektion variieren.
- Beenden Sie das Experiment basierend auf dem Endpunkt des Experiments.
HINWEIS: Das Tumorwachstum und die Integrität des Omentumgewebes wurden in den letzten 50 Tagen beobachtet.
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Representative Results
Die erfolgreiche Etablierung von Ovarialkarzinomzellen in Omentumproben war etwa am 14. Tag offensichtlich (Abbildung 3A-C). Mindestens 24 Replikate wurden präpariert und pro entnommener Probe injiziert, um weitere Experimente zu ermöglichen. Das Tumorwachstum wurde durch Fluoreszenzaufnahmen überwacht (Abbildung 3D,E). Die Bilder mussten vorsichtig interpretiert werden, da eine Monoschicht von Krebszellen auch am Boden jeder Vertiefung wuchs, die nicht mit dem Omentum verbunden war. Wir zogen es vor, Bilder des Omentums zu machen, wenn es in Medien suspendiert war, um eine Überlappung der Fluoreszenzsignale mit der Monoschicht der Krebszelle zu vermeiden.
Das Fehlen eines fluoreszierenden Signals bis zum 14. Tag kann als fehlgeschlagene Injektion angesehen werden. Es wurde beobachtet, dass sich die Krebszellen in den ersten 7 Tagen zunächst auf der Oberfläche des Omentums ausbreiteten, sich aber im Laufe der Zeit zu Tumoren zusammenschlossen (Abbildung 3A-D). Ein Surrogatmaß für die Tumorlast zwischen den Proben war die Geschwindigkeit, mit der Omentum-Nährmedien ihre Farbe von rot nach gelb änderten (Abbildung 3F). Wir verwendeten Fluoreszenzbildgebung, histologische Überprüfung und Bruttoinspektion, um das Tumorwachstum und die Lebensfähigkeit des omentalen Gewebes nach 50 Tagen der Kokultur zu bestätigen (Abbildung 4).
Abbildung 1: Veranschaulichung der allgemeinen Schritte im Protokoll. (A) Schritt 1: Herstellung des Omentums; (B) Schritt 2: Injektion von Krebszellen; (C) Schritt 3: Etablierung einer Mikroumgebung zwischen Krebszelle und Omentum. (Abbildung in BioRender.com). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 2: Präparation und Injektion von Krebszellen in das Omentum. (A) Omentum wird in 1x1 cm große Stücke geschnitten. (B) Jedes Stück wird in eine Vertiefung einer 24-Well-Platte gelegt und mit 500 μl Medien bedeckt. (C) Injektion von Krebszellen in das Omentumstück. (D) Nach der Injektion wird ein Streifen fluoreszierender Krebszellen beobachtet. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 3: Repräsentative Bilder nach 14 und 25 Tagen Kokultur. (A-C) Repräsentative Bilder nach 14 Tagen Kokultur: (A) Phase, (B) mCherry-Kanal, (C) zusammengeführt. (D-E) Repräsentative Bilder nach 25 Tagen Co-Kultur. (F) Der Wechsel der Medienfarbe von rosa zu gelb ist ein Hinweis auf eine erfolgreiche Injektion von Krebszellen und die Etablierung von Kokulturen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 4: Bruttomorphologie und Hämatoxylin- und Eosinfärbung (H&E). (A,B) Repräsentative Bruttomorphologie der Kokulturen am Tag 50; Pfeile zeigen auf Wachstumsstellen von mCherry+ Eierstockkrebszellen. (C,D) Repräsentative H&E-Färbung von Co-Kulturen am Tag 50. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
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Discussion
Unter Verwendung dieses Protokolls wurde ein präklinisches Modell der Peritonealkarzinose bei Ovarialkarzinom entwickelt, das eine Kombination aus grundlegenden In-vitro- und Ex-vivo-Techniken verwendet. Ein progressives Tumorwachstum wurde über 50 Tage in Kokultur beobachtet, nachdem Omentumproben mit mCherry+ OCSC1-F2 humanen Ovarialkarzinomzellen ausgesät wurden. Diese Methode wurde in mehreren experimentellen Versuchen mit verschiedenen Omentumproben entwickelt und optimiert. Ein erfolgreiches Tumorwachstum hing von der Qualität des Omentums, der Lebensfähigkeit der Krebszellen und der Wirksamkeit der Injektion ab. In diesem Bericht haben wir nur mCherry+ OCSC1-F2-Zellen und mCherry+ R182 menschliche Eierstockkrebslinien verwendet, über die bereits in mehreren Publikationen berichtet wurde 12,15,16,17,18,19,20,21,22. Bei Verwendung dieser beiden Zelllinien mit unterschiedlichen Verdopplungszeiten (16 h für OCSC1-F2 und 36 h für R182) wurde ein Unterschied in der Zeit bis zum logarithmischen Wachstum im omentalen Gewebe festgestellt. Dennoch ist es uns gelungen, beide Zelllinien im Co-Kultursystem zu etablieren.
Eine effiziente Kommunikation zwischen Forschern, Forschungskoordinatoren und chirurgischen Teams war für die Entnahme und Verarbeitung von Omentum-Proben von entscheidender Bedeutung. Der Prüfarzt identifizierte Protokollkandidaten, die Forschungskoordinatoren holten vor der Operation die Zustimmung der Patienten ein, und der Prüfarzt sammelte die Proben aus dem Operationssaal. Angesichts dieses Arbeitsablaufs musste der Zeitplan des Prüfarztes flexibel sein, da viele patientenseitige Faktoren, die die Entnahme beeinflussten, unvorhersehbar waren (z. B. Operation abgesagt, Zeitpunkt der Operation geändert, unzureichendes oder kein Omentum entfernt). Die direkte Visualisierung und Auswahl von Geweben aus dem Operationssaal gewährleistete die Integrität der Proben, die chirurgische Sterilität und die rechtzeitige Verarbeitung. Zunächst wurde die Probenentnahme an Forschungskoordinatoren delegiert; Nachdem jedoch einige Proben entnommen wurden, stellten wir fest, dass sich die Zeit bis zur Verarbeitung verzögerte (d. h. >4 Stunden) und die Qualität des Omentums stark schlechter war (z. B. das Gewebe war in Stücken). In einer experimentellen Studie wurde omentales Gewebe vor der Injektion 48 Stunden lang bei 4 °C gelagert, da die Krebszellen nicht rechtzeitig bereit waren. Ein ähnliches Tumorwachstum wurde immer noch beobachtet, aber diese Sequenz wurde nicht wiederholt, da bekannt ist, dass Temperaturänderungen die Tumormikroumgebung (TME) beeinflussen.
Vor der Probenentnahme war es wichtig, ausreichend konfluente Krebszellen gemäß dem Operationsplan zu haben. Da die Anzahl der monatlich entnommenen Proben variierte, wurden nicht immer aktive Kulturen von Eierstockkrebszellen erhalten. Die eingefrorenen Zellen wurden mindestens 1 Woche im Voraus aufgetaut, mit einem Standardprotokoll plattiert und dann mindestens einmal durch die Zellen geführt, um die Lebensfähigkeit sicherzustellen. Die in diesem Protokoll verwendeten Zelllinien waren relativ widerstandsfähig; Wir stießen jedoch immer wieder auf Fälle, in denen sich Zellen bis zum Tag der Operation nicht erholt hatten und nicht injiziert werden konnten. In dieser Studie gab es keinen Versuch, Krebszellen zu injizieren, die weniger als 50% konfluent waren. Spätere Verzögerungen im Zusammenhang mit der Zellvorbereitung wurden durch den Einsatz einer guten sterilen Technik und die Teilung der Zellen in Verhältnissen gemildert, um die Konfluenz in Abhängigkeit vom erwarteten Zeitplan für die Probenentnahme aufrechtzuerhalten. Wir haben das Protokoll auf nur zwei fluoreszenzmarkierte Krebszelllinien beschränkt, aber es ist wichtig zu beachten, dass auch andere etablierte Krebszelllinien oder primäre Krebszellen ohne fluoreszierende Proteine verwendet werden können.
Schließlich wurde die Rate des Tumorwachstums mit dem Zusammenfluss von Krebszellen in der Nähe und innerhalb von Adipozyten unmittelbar nach der Injektion korreliert. Dies wurde durch Fluoreszenzaufnahmen aller Omentumproben nach der Injektion bestimmt. Im Vergleich zur Inokulation von Tumorzellen in soliden Organen oder subkutanem Gewebe war die Injektion von Krebszellen in omentales Gewebe eine größere Herausforderung. Die lockere Struktur und die fettige Konsistenz des Omentums verhindern, dass das Gewebe die Volumina der Zellsuspension effektiv halten kann, ohne auszulaufen. Wenn eine kleinere Nadel (d. h. 30 g oder schmaler) zur Injektion verwendet wurde, bestand die Sorge um eine Zellfragmentierung, da die Zellproliferation verringert wurde. Wir testeten verschiedene Injektionstechniken, Zellzahlen und Zellsuspensionsvolumina und fanden konsistente Ergebnisse mit dem oben beschriebenen Protokoll. Gleichzeitig erkennen wir an, dass solche Variationen des Protokolls angesichts der bösartigen Natur der Zellen wahrscheinlich immer noch zu ähnlichen Ergebnissen führen. Die Zugabe von Matrigel erleichterte den Injektionsschritt, da die extrazelluläre Matrix die Zellsuspension besser hielt. Diese Methode ist jedoch teurer und führte nicht durchweg zu einer höheren Tumorlast in den Proben. Insgesamt war es selten, dass eines der Omentum-Präparate keine Tumore bildete, aber die Anzahl der Tumore und die Wachstumsgeschwindigkeit variierten.
Dieses Modell simulierte ein Kennzeichen der Tumorgenese von Eierstockkrebs, indem es frühe Metastasen in fettreiches Peritonealgewebe replizierte. Dieses Protokoll ermöglicht Variationen ohne erforderliche Kenntnisse, ist einfach zu replizieren und erzeugt ein System mit potenziellem Translationswert. Im Vergleich zu bestehenden In-vitro - und Ex-vivo-Modellen bei Eierstockkrebs kombiniert die hier beschriebene Methode mehrere Techniken, um ein Modell zu erstellen, das die Tumorarchitektur und TME über eine lange Lebensdauer beibehält. Darüber hinaus beobachteten wir, dass, wenn eine Omentumprobe mit mehreren Tumoren in eine neue Vertiefung überführt und mit krebsfreiem Omentum kultiviert (d.h. nicht injiziert) wurde, das naive Omentum innerhalb von 7 Tagen mit Krebszellen besiedelt wurde. Dieser Befund deutet darauf hin, dass die replizierten Tumoren ihr metastasierendes Potenzial über den epithelial-mesenchymalen Übergang behalten. Wir konnten in der Literatur keine ähnlichen Ovarialkarzinommodelle identifizieren, die Gewebebiopsien über längere Zeiträume kultivierten. Dieser Ansatz wird durch einen früheren Befund gestützt, dass Mesothelzellen, die aus dem Omentum der Maus isoliert wurden, nach der Entnahme für mehr als 30 Passagen kultiviert werden konnten23.
Das in dieser Studie beschriebene Modell kann verwendet werden, um die Auswirkungen der direkten Interaktion zwischen Ovarialkarzinomzellen und den Zellen innerhalb des fettreichen Omentums besser zu verstehen. Krebszellen können aus dem Omentumgewebe dissoziiert und für die transkriptomische oder immunhistochemische (IHC) Analyse gewonnen werden. Darüber hinaus können Zellen für Studien zum Ansprechen auf Arzneimittel verwendet werden.
Die Haupteinschränkungen dieses Modells bestehen darin, dass die Anzahl der Tumore, die Geschwindigkeit des Tumorwachstums und die Lage der Tumore unvorhersehbar waren. Mangelnde Standardisierung und Variationen zwischen den Stichproben könnten die Anwendung dieses Modells einschränken. Wir haben auch mehrere Beobachtungen gemacht, die während der Entwicklung dieses Protokolls weiter untersucht werden müssen. Zum Beispiel waren die "Kontroll"-Replikate in einem Experiment nicht wirklich krebsfrei, da bei der Patientin anschließend omentale Mikrometastasen diagnostiziert wurde; Die nicht injizierten Tumoren blieben jedoch während des gesamten Versuchszeitraums lebensfähig. Zukünftige Anwendungen dieses Modells werden molekulare Studien des TME während der frühen Tumorgenese, die Manipulation des TME durch die Injektion von Immunzellen und Untersuchungen des Ansprechens auf Medikamente umfassen. Zusammenfassend glauben wir, dass das hier beschriebene präklinische Modell das Repertoire bestehender Forschungsinstrumente erweitern und zur Aufklärung der molekularen Mechanismen der TME bei Ovarialkarzinomen beitragen wird.
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Disclosures
Die Autoren haben nichts zu verraten.
Acknowledgments
Diese Studie wird zum Teil von der Janet Burros Memorial Foundation finanziert. Wir danken den Patienten und der Abteilung für gynäkologische Onkologie des Karmanos Cancer Institute für die Entnahme von Omentumproben. Wir danken auch dem Biobank and Correlative Sciences Core am Karmanos Cancer Institute für die Koordination der Patientenrekrutierung und die Vorbereitung von Pathologie-Objektträgern. Der Biobank and Correlative Sciences Core wird teilweise durch das NIH Center Grant P30 CA22453 an das Karmanos Cancer Institute an der Wayne State University unterstützt.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.05% Trypsin-EDTA (1x) | Gibco | 25300054 | |
| 1 mL Insulin Syringe with 26 G detachable needle | BD | 329652 | |
| 10 mL Serological Pipets | CELLTREAT | 229010B | |
| 100 mm Tissue Culture Dish | Fisherbrand | FB012924 | |
| 15 mL Centrifuge Tube | CELLTREAT | 229411 | |
| 24 Well Cell Culture Plate | Costar | 3524 | |
| 50 mL Centrifuge Tube | CELLTREAT | 229421 | |
| 75 cm2 Tissue Culture Flask | CELLTREAT | 229341 | |
| Corning Cell Counter | Corning | 9819000 | |
| Cytation 5 imager | Biotek | ||
| DMEM/F12 (1:1) (1x), +L-Glutamine, +2.438 g/L Sodium Bicarbonate | Gibco | 11320033 | |
| Fetal Bovine Serum, Qualified | Gibco | 1043028 | |
| Matrigel | Corning | 356230 | Basement membrane matrix |
| No. 10 Stainless Steel Disposable Scalpel | Integra-Miltex | 4410 | |
| Penicillin Streptomycin | Gibco | 15140122 | |
| Phosphate Buffered Saline, pH 7.4 (1x) | Gibco | 10010023 | |
| Revolve microscope | Echo |
References
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