Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Medicine
Click here for the English version

Medicine

קשירת עורקים כלילית לבין הזרקת Intramyocardial ב מודל Murine של אוטם

Published: June 7, 2011 doi: 10.3791/2581
Automatic Translation
1, 1
1Department of Physiology, Brody School of Medicine, East Carolina University

Summary

מניפולציות גנטיות רבות ו / או זריקות intramyocardial של גנים, חלבונים, תאים, ו / או biomaterials באים על גבי מימד הזמן במחקרים של פגיעה איסכמיה / reperfusion חריפה שיפוץ כרונית בעכברים. וידאו זה ממחיש את הליכי microsurgical עבור איסכמיה / reperfusion, קשירת עורק כלילי קבע, ומחקרים הזרקת intramyocardial.

Protocol

  1. מכשירי ניתוח סטרילי (טבלה 1) ו - 3 "applicators כותנה היטה ממוקמות על underpad סטרילית. מעקר חרוז (Germinator 500) מופעלת.
  2. עכברים (גיל:> 6 שבועות; wt:> 18g) מורדמים עם זריקה ip של 20μl / g BW של tribromoethanol (250mg/kg, משך כ - 40 דקות).
  3. כאשר העכברים אינם מגיבים לצבוט-הבוהן, חומר סיכה סטרילי (דמעות מחודשת) על העיניים כדי להגן עליהם מפני יובש וגם את הצד השמאלי של החזה מצופה מקריח (למשל Nair) כדי להסיר את הפרווה מן העור.
  4. מקריח הוא נשטף עם מים זורמים חמים בבטאדין / אלכוהול בניקוי משמש כדי לחטא את אזור הניתוח.
  5. העכבר מונח על משטח חם מקורר באופן איזוטרמי deltaphase אשר קבוע לטבלה פרספקס. כל איבר משותק באמצעות קלטת חוט עבה ממוקם בצורה אופקית מתחת לשיניים העליונות להחזיק את הלסת העליונה במקום.
  6. הטבלה במאונך אור סיב אופטי הוא זרח ישירות על גבי באזור הצוואר לתאורה הושט. זה דורש המיקום המדויק כזה הפתיחה של הגרון נתפסת פתח מואר היטב, ובכך לאפשר קנה הנשימה כדי להיות דמיינו כדי להקל על החדרת צינורות PE.
  7. צינורות מחוברת למכונת הנשמה לאחר מכן (מחוברת של 95% O 2 / 5% CO 2) לנהל את לחץ מתמיד אוורור חיובי (Topo ההנשמה; שיעור 125 נשימות / דקה; שיא inspiratory 10-12 לחץ CMH 2 O; לב * : הגדרות להשתנות עם זן ומין 1-3). לאחר אוורור הוא אושר על ידי תנועות החזה סינכרוני, החיבור הוא קבוע כרית עם קלטת כדי למנוע האקסטובציה במהלך הניתוח.
  8. בעזרת מלקחיים שיניים למשוך העור למעלה מן החזה, להב אזמל סטרילי # 10 מחוברת ידית # 3 האזמל משמש לביצוע חתך 1.5cm במקביל את העור עצם החזה.
  9. Curved microscissors Vanna משמשים לחתוך את השרירים הפקטוראלי ולעשות חור קטן בשריר צלעי.
  10. סטרייט, microscissors בוטה משמשים לחתוך 3 צלעות.
  11. ספקולום 9mm עיניים ילדים משמש לחזור בו כלוב הצלעות.
  12. באמצעות מלקחיים מעוקל, למשוך את קרום הלב מן הלב להשתמש במלקחיים שיניים בעדינות כדי לקרוע אותו פתוח.
  13. באמצעות בעל מחט Castroviejo, נקודת קוני 6 מ"מ 3 / 8 האשכולות המחט תפר 8-0 פוליאתילן מתחת הקדמי השמאלי היורד לב כלילית (לאורך ציר זמן של הלב) בניצב אליו.
    1. עבור ליגטורה זמני כי ניתן להסיר את reperfusion מתוזמן, פיסת סטרילי 0.5-1cm של PE90 מושם על הלב במקביל העורק הכלילי. תפר, שבה יש היכרות קודמת כרך תחת העורק הכלילי, קשורה מכן בצינור. באותו זמן היא להשתחרר, ליגטורה הוא רופף. זה יכול להיות חזר כרצונכם ואת הזמן של חסימה / reocclusion יכול להיות שונה 4. בהתאם לאורך הפרוטוקול ואת סוג של הרדמה המשמשים, תוספי עשוי להיות נחוץ.
    2. לגבי חסימה קבועה, המיתר שילב תחת העורק הכלילי הוא קשור פשוט. לחלוט dyskinesia ניכרים ואת הקצה הארוך של תפר הוא חתך 5-10.
    3. עבור זריקה intramyocardial (ים), מזרק סטרילי המילטון עם מחט סטרילית 30 מד משופעים מוחדר בבסיס הלב מעל אזור הפגיעה בצד ימין של המיתר. המחט היא מתקדמת אז לאזור הפציעה ומסוגר מעט כך שפוע ניתן לראות כ בבית באזור הגבול. חלק מהפתרון של המזרק (2-3μl) מוזרק לתוך הלב מחט מוחזק במקום. מזרק היא נסוגה עוד 1-3mm ושאר הפתרון הוא מוזרק. מזרק נערכת במקום עד בועה כי הוא נוצר על ידי הפתרון מתפוגג. המחט מוסרת אז. אם יש דימום כלשהו, ​​המוליך כותנה שקצהו נלחץ בעדינות על גבי אתר הכניסה מחט עד שהדימום ייפסק 5-7.
  14. לאחר מניפולציות שריר הלב הושלמו, retractors הצלעות יוסרו את חלל בית החזה סגור עם 2-3 תפרים מזרן באמצעות 6-0 תפר surgipro.
  15. שתיים ושלוש התפרים המזרן עשויים אז כדי לסגור את השרירים הפקטוראלי, 1-3 טיפות של 1:10 marcaine 0.25% בשנת מלוחים סטרילית (עכבר 0.1ml/25g) על השריר ואז 2-3 תפרים מזרן נעשים לסגור את העור.
  16. העכבר הוא להסיר את מכונת ההנשמה. הנשימות הקצובות פעם, מהירה, רדודה מאומת, העכבר יכול להיות extubated.
  17. 0.5ml מלוחים חמים סטרילי מוזרק אל תוך החלל התת עורית הגב ואת העכבר מונח על כרית חימום בכלוב עד שהוא חוזר הניידות (1 מינימום שעה).
  18. על הניסויים הישרדות, עכברים ממוקמים בחזרה לתוך כלובים וחזרו ביבר עד הזמן של הקרבה. 2 במהלך הימים הראשונים, לחלח המזוןשהונחו על רצפת הכלוב, כדי להקל על האכלה (ולכן הם לא חייבים להגיע עד אשר עלולים לגרום כאב) ואת עצירות צריכה להינתן כל 6-12hr. הטיפול שלאחר הניתוח כולל גם ניטור יומיומי בשבוע הראשון כדי לוודא ניידות נאותה, טיפוח, והרגלי אכילה.
  19. המכשירים הם כירורגית נמחק עם אתנול ונוסף מעקר את החרוז לפני הניתוח הבא.
  20. בזמנו של הקרבה, עכברים מורדמים עם נתרן pentobarbital (65mg/ml: 55-65 מ"ג / ק"ג). כאשר מטוס נאותה הרדמה מושגת, חלל בית החזה נפתח.
  21. בעוד הלב עדיין פועם, מזרק עם מחט 23 מד המכיל אשלגן כלורי קר (KCl, 30mm) או 2,3-butanedione monoxime (^ נם; 10mm) משמש כדי לנקב את אזור הבסיס האחורי של החדר ואת הפתרון מוזרק באיטיות אל תוך החדר עד הלב הוא נעצר תרויח.
  22. לאחר לב מוסר, מזרק המכיל PBS משמש retrogradely perfuse לשטוף את הלב כדי להסיר כל הדם שנשאר. עבור מחקרים חריפה, בסוף התקופה reperfusion, הנער מחדש ligated בנקודה המקורית של חסימה. פתרון המכיל כחול 1% של אוון מוזרק לתוך האאורטה. לאחר לב מופק, הוא חתך רוחבי לתוך 3 חלקים של עובי שווה, מודגרות ב -1% 2,3,5-triphenyltetrazolium כלוריד, הדמיה עבור ניתוחים morphometric 11. עבור מחקרים כרונית, הלב הוא שקוע אז מקבע, מעובד אז מוטבע על פי נהלים שגרתיים. שקופיות אז יכול להיות מוכתם בהיסטולוגיה הדמיה עבור ניתוחים morphometric (באמצעות Scion, NIH תמונה J, או Image Pro Plus) 9,10,12.

נציג תוצאות:

כאשר נעשה בצורה נכונה, שיעורי ההישרדות של עכברים (זכרים: גיל 8-10 שבועות, 22-28g, נקבה: גיל 10-12 שבועות, 20-26g) הם: מעל 90% ב איסכמיה חריפה / reperfusion וניסויים נפשית מראש איסכמי, על 85% במחקרים קשירת עורק קבוע, וכ -80% עבור זריקות intramyocardial. מאז הפציעה מוקדם יותר בקלות גלוי על ידי שינויים מטבוליים מאשר קביעה המבנית, גודל האוטם ב איסכמיה / reperfusion וניסויים נפשית מראש איסכמי מבוצע על ידי החדרת צבע 1% של אוון כחול אל אבי העורקים אשר perfuse הלב שאינו מסופק על ידי הנער ( איור 1 א). פעם מסירים את הלב וחותכים רוחבי במחצית, הרקמה מודגרות בתמיסה של 1% כלוריד 2,3,5-triphenyltetrazolium למדידת גודל האוטם (איור 1B). האזורים נמדדים באמצעות Scion או NIH תוכנת הדמיה אשר יכולים להיות מכויל באמצעות מיקרומטר הדמיה בהגדלה זהה. מספרים אלה משמשים לחישוב שטח בסיכון / האוטם החדר השמאלי גודל / שטח בסיכון 11. ההבדלים מסננים יכול לגרום לשינויים במשקל הגוף ואת גודל הלב ולכן יש להיזהר לנרמל אמצעים אלה משקל לב, משקל גוף, או אורך השוקה לצורך השוואתי.

קבע קשירת העורק גורמת לשינויים מבניים ברוטו כגון נמק, קיר דליל, והתרחבות קאמרית. השוואה של השפעות של טיפול ו / או זמן על גודל האוטם ו נמק יחסית החדר השמאלי, באזור תא, קיר במחיצה בין החדר השמאלי ואת חינם עובי דופן במודל חסימה קבועה (איור 2 א) ניתן גם למדוד באמצעות Scion או NIH הדמיה התוכנה. מכתים קולגן עם ירוק picrosirius אדום / מהיר (תרשים 2B) ניתן להשתמש כדי למדוד סיסטיק insterstitial אשר וקושרת את המדדים תפקודית של 8-10 קיר התקשות. התמונה באיור 3 מייצג את ההפצה של פתרון 6ul (כחול של אוון) המוזרק לאזור הגבול של הלב בעקבות קשירת עורק קבע. שימו לב כי זה ממשיך בכיוון של הפגיעה, כמו גם לעבר בסיס וגם transmurally.

איור 1
באיור 1. א 'אוון' s כחול מוזרק האאורטה לפני כריתה. תמונה זו מראה את האזורים perfused של הלב (מוכתמים) ואזור occluded (בלא כתם). אוון ב 's כחול מכתים TTC בעקבות פציעה איסכמיה / reperfusion חריפה. זוהי תמונה מייצגת (20x) מראה את התפלגות צבע כחול אשר מוכתם האזורים unoccluded וכן מכתים TTC של רקמת קיימא מבחינה מטבולית (אדום). אזורים נקרוטי לא ללכלך ולכן הם נשארים חיוורים (המפורטים).

איור 2
איור 2. א Hematoxylin ו eosin הכתם. זוהי תמונה מייצגת (20x) של H & E מכתים לב העכבר לחתוך רוחבי ב 4 ימים דרך באזור האוטם לאחר MI (20x). * מציין נמק רקמות, החצים מצביעים על רקמת פרור, RV = זכות החדר ואת LV = החדר השמאלי. B. Picrosirius אדום וירוק מהיר הכתם. זהונציג תמונה (20x) של picrosirius אדום / ירוק מכתים מהיר של חתך של הלב העכבר 4 שבועות לאחר אוטם לבבי. הכתמים הציטופלסמה ירוק סיבי קולגן אדומות.

איור 3
איור 3. ההפצה כתם כחול אוואן לצבוע הבאים הזרקה intramyocardial 6ul. זוהי תמונת מראה נציג ההפצה הגלובלית transmural של צבע כחול של אוון בכל לב את הדברים הבאים הזרקה intramyocardial 6ul על אזור הגבול מיד לאחר קשירת עורקים כליליים (12x).

Discussion

מחלת לב כלילית ממשיך להיות בריאות epidemiologically ו כספית משמעותית בעיה ציבורית. מחקר בסיסי ניכרת עדיין יש צורך להבין את המנגנונים שבאמצעותם פציעה שיפוץ להתקדם ואיך הרפוי פוטנציאליים עשויה לווסת את התהליכים האלה, אם הם להיות מפותחים לשימוש קליני. המכרסמים הנפוץ ביותר ואת מגוון רחב של עכברים מהונדסים גנטית זמין עושה את זה מין מודל אטרקטיבי יותר.

אמנם יש הבדלים בין עכברים מינים אחרים, יש יתרונות רבים למודל Murine. שימוש בהיקף לנתח פשוט או זכוכית מגדלת ותנאי מואר היטב כדי לאפשר את vasculature בקלות לראות (ברוטו עבור האנטומיה מפורט של כלי הדם, ראה Salto-Tellez et al. 2004, 13). כדי להפחית את הסיכון לתמותה לאחר הניתוח, חשוב מאוד כדי למנוע ניתוק כלי גדול מאז נפח הדם הכולל של עכבר 25 גרם פחות מ 2ml 14. במקרה של דימום יתר מתרחשת, יישום עדין של לחץ או צריבה לאתר ניתן להשתמש כדי לעצור את הדימום.

הליך זה יכול להיות גם שינוי במגוון של דרכים. למשל, בעכברים ניתן בהרדמה באמצעות isoflurane, קטמין / xylazine, או נתרן pentobarbital ובחירת המתאימה נקבעת על פי משך הזמן של פרוטוקול 15-18. רפלקס הבוהן קמצוץ הוא המדד הנפוץ ביותר של עומק ההרדמה. יתר על כן, כדי לשפר את הסיכוי להישרדות ארוכת טווח, חוקרים אחדים להשתמש בסמים antiarrhythmic כגון לידוקאין כדי להפחית את השכיחות של הפרעות קצב קטלניות 19,20 עם זאת, יש לקחת בחשבון כי זה לאחרונה הראו תכונות antiapoptotic ב חריפה מודל 21. כמו כן, כדי להפחית את הכאב שלאחר הניתוח, משככי כאבים כגון עצירות יכולה להינתן במשך 48 השעות הראשונות לאחר הניתוח 3,16,17,22,23. כדי לשמור על טמפרטורת הגוף בזמן ניתוח (בעיקר בפרוטוקולים יותר), בדיקה רקטלית בסדרה עם כרית חימום משמש לעתים קרובות במקום כרית מקורר באופן איזוטרמי. עבור איסכמיה / reperfusion ו / או איסכמי מראש או postconditioning: את משך הזמן של חסימה (ים) ו reperfusion (ים) ניתן לשנות, כי חסימה קבועה, בגודל של האוטם עשוי להיות שונה על ידי התאמת המיקום של המיתר; עבור זריקות intramyocardial (תאים למשל, חלבונים), לא יכולה להיות במקומות 1-3 הזרקת ונפח לכל זריקה יכול להיות עד 15 24 μl. אם התאים להיות מוזרק, מד המחט בשימוש (בדרך כלל 26-30) 5,25,26 יש לבחור בהתבסס על גודל התאים כך את הקוטר הפנימי של המחט הוא גדול מספיק כדי למנוע את הסתייגותו. כדי למנוע בלבול עקב תהליכים דלקתיים מופעלות על ידי הניתוח, חוקרים אחדים דיווחו על שימוש מוקש כי היא מניפולציה vivo לשעבר כדי לחסום את ליבם ואת reperfuse בעכבר החזה סגור בשלב כלשהו לאחר הניתוח 27-29. לאחרונה, גאו et al. 30 הראו כי חסימה זמניים וקבועים יכול להתבצע ללא צורך אוורור במעבדות ספורות החלו להשתמש אולטרסאונד כדי לבצע סגור החזה intramyocardial זריקות 25,31.

מאז המחקר הראשון הוכחת ההיתכנות של ligating לב כלילית אצל עכברים פורסם על ידי ג 'ונס ו אולסון בשנת 1954 32, ורבים אחרים אימצו את מודל שונה הוא ללמוד היבטים שונים של פגיעה בשריר הלב שיפוץ 3,33-45. טבעו של עכברים מבחינת גודל, יכולת הרבייה, והוצאות יחסית פחות לרכישה ותחזוקה להפוך את זה למין כלי מושך עבור מגוון רחב של מחקרים פיזיולוגי pathophysiologic. ככל המזעור של הטכנולוגיה עבור הדמיה ההתקדמות vivo 46-49, כמו גם האמצעים לבצע ולנתח הגנומיקה בקנה מידה גדול proteomics, הקרנת סמים, היעילות של טיפולים מבוססי תאים ו / או חלבון, כמו גם biomaterials 50-64, בשילוב עם מגוון רחב יותר ויותר של מניפולציות גנטיות המוענקת על ידי רקמה או בכל מקום העכברים הטרנסגניים או מוטציה / בנוקאאוט ספציפי, המודל Murine של אוטם שריר הלב ללא ספק להמשיך להיות כלי רב ערך בהערכת פגיעה לבבית חריפה שיפוץ לטווח ארוך. לכן, יש ערך מוטלת בספק להיות מסוגל לבצע ניסויים אלו אמין reproducibly.

Disclosures

פרוטוקול זה אושר על ידי בעלי חיים והיא בהתאם להנחיות והתקנות שנקבעו על ידי טיפול בבעלי חיים מוסדיים ועדת השתמש ב מזרח קרוליינה האוניברסיטה.

Acknowledgments

הייתי רוצה להכיר מחלקת מחקר ללימודים מתקדמים על מתן כספים כדי לתמוך במחקר שלי ואת המחלקה לרפואה השוואתי על ערנותם וסיוע. אני רוצה גם להכיר את המחלקה לפיזיולוגיה על תמיכתם הדרכה כמו גם סטודנטים וטכנאים במעבדה שלי עזרתם. לבסוף, אני רוצה להודות הרוחני הפוסט דוקטורט שלי, ד"ר צ'רלס א 'מורי, על ההזדמנות הכשרה במהלכן למדתי את microsurgery העכבר.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Long Vanna Scissors George Tiemann & Co. 160-159
Micro Dissecting Scissors George Tiemann & Co. 160-161
Forceps – straight, 1x2 teeth George Tiemann & Co. 105-205
Scalpel handle #3 George Tiemann & Co. 105-64 #10 sterile blade
Forceps – half curved serrated George Tiemann & Co. 160-19
Tissue Scissors George Tiemann & Co. 105-410
Castroviejo Needle Holder Miltex Inc. 18-1828
Cook Eye Speculum Miltex Inc. 18-63
Surgipro II 8-0 Suture Express VP-900-X
Prolene 6-0 Suture Express 8776
Germinator 500 Bead Sterilizer Cellpoint Scientific 65369-1
Deltaphase isothermal pad Braintree Scientific, Inc. 39DP
Hamilton syringe - 25μl Hamilton Co 80430
30 gauge beveled needle Hamilton Co 7803-07
Ventilator Kent Scientific TOPO

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Reinhard, C. Inbred strain variation in lung function. Mamm Genome. 13, 429-437 (2002).
  2. Schulz, H. Respiratory mechanics in mice: strain and sex specific differences. Acta Physiol Scand. 174, 367-375 (2002).
  3. Tarnavski, O. Mouse cardiac surgery: comprehensive techniques for the generation of mouse models of human diseases and their application for genomic studies. Physiol Genomics. 16, 349-360 (2004).
  4. Klocke, R., Tian, W., Kuhlmann, M. T., Nikol, S. Surgical animal models of heart failure related to coronary heart disease. Cardiovasc Res. 74, 29-38 (2007).
  5. Murry, C. E. Haematopoietic stem cells do not transdifferentiate into cardiac myocytes in myocardial infarcts. Nature. 428, 664-668 (2004).
  6. Nussbaum, J. Transplantation of undifferentiated murine embryonic stem cells in the heart: teratoma formation and immune response. Faseb J. 21, 1345-1357 (2007).
  7. Reinecke, H., Minami, E., Virag, J. I., Murry, C. E. Gene transfer of connexin43 into skeletal muscle. Hum Gene Ther. 15, 627-636 (2004).
  8. Virag, J. A. Attenuation of Myocardial Injury in Mice with Functional Deletion of the Circadian Rhythm Gene mPer2. Am J Physiol Heart Circ Physiol. , (2008).
  9. Virag, J. A. Fibroblast growth factor-2 regulates myocardial infarct repair: effects on cell proliferation, scar contraction, and ventricular function. Am J Pathol. 171, 1431-1440 (2007).
  10. Virag, J. I., Murry, C. E. Myofibroblast and endothelial cell proliferation during murine myocardial infarct repair. Am J Pathol. 163, 2433-2440 (2003).
  11. Cozzi, E. Ultrafine particulate matter exposure augments ischemia-reperfusion injury in mice. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 291, 894-903 (2006).
  12. Virag, J. A. Attenuation of myocardial injury in mice with functional deletion of the circadian rhythm gene mPer2. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 298, 1088-1095 (2010).
  13. Salto-Tellez, M. Myocardial infarction in the C57BL/6J mouse: a quantifiable and highly reproducible experimental model. Cardiovasc Pathol. 13, 91-97 (2004).
  14. Diehl, K. H. A good practice guide to the administration of substances and removal of blood, including routes and volumes. J Appl Toxicol. 21, 15-23 (2001).
  15. Lichtenberger, M., Ko, J. Anesthesia and analgesia for small mammals and birds. Vet Clin North Am Exot Anim Pract. 10, 293-315 (2007).
  16. Davis, J. A. Mouse and rat anesthesia and analgesia. Curr Protoc Neurosci. Appendix 4, Appendix 4B-Appendix 4B (2008).
  17. Flecknell, P. A. Anaesthesia of animals for biomedical research. Br J Anaesth. 71, 885-894 (1993).
  18. Kolk, M. V. LAD-ligation: a murine model of myocardial infarction. J Vis Exp. , (2009).
  19. Kinoshita, H. T-type Ca2+ channel blockade prevents sudden death in mice with heart failure. Circulation. 120, 743-752 (2009).
  20. Mulder, P. Increased survival after long-term treatment with mibefradil, a selective T-channel calcium antagonist, in heart failure. J Am Coll Cardiol. 29, 416-421 (1997).
  21. Kaczmarek, D. J. Lidocaine protects from myocardial damage due to ischemia and reperfusion in mice by its antiapoptotic effects. Anesthesiology. 110, 1041-1049 (2009).
  22. Blaha, M. D., Leon, L. R. Effects of indomethacin and buprenorphine analgesia on the postoperative recovery of mice. J Am Assoc Lab Anim Sci. 47, 8-19 (2008).
  23. Flecknell, P. A. Analgesia of small mammals. Vet Clin North Am Exot Anim Pract. 4, 47-56 (2001).
  24. Dries, J. L., Kent, S. D., Virag, J. A. Intramyocardial administration of chimeric ephrinA1-Fc promotes tissue salvage following myocardial infarction in mice. J Physiol. 589, 1725-1740 (2011).
  25. Springer, M. L. Closed-chest cell injections into mouse myocardium guided by high-resolution echocardiography. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 289, 1307-1314 (2005).
  26. Wang, C. C. Direct intramyocardial injection of mesenchymal stem cell sheet fragments improves cardiac functions after infarction. Cardiovasc Res. 77, 515-524 (2008).
  27. Nossuli, T. O. A chronic mouse model of myocardial ischemia-reperfusion: essential in cytokine studies. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 278, 1049-1055 (2000).
  28. Kim, S. C. Toll-like receptor 4 deficiency: smaller infarcts, but no gain in function. BMC Physiol. 7, 1472-6793 (2007).
  29. Fazel, S. S. Activation of c-kit is necessary for mobilization of reparative bone marrow progenitor cells in response to cardiac injury. Faseb J. 22, 930-940 (2008).
  30. Gao, E. A novel and efficient model of coronary artery ligation and myocardial infarction in the mouse. Circ Res. 107, 1445-1453 (2010).
  31. Fujii, H. Ultrasound-targeted gene delivery induces angiogenesis after a myocardial infarction in mice. JACC Cardiovasc Imaging. 2, 869-879 (2009).
  32. Johns, T. N., Olson, B. J. Experimental myocardial infarction. I. A method of coronary occlusion in small animals. Ann Surg. 140, 675-682 (1954).
  33. Frangogiannis, N. G. The immune system and cardiac repair. Pharmacol Res. 58, 88-111 (2008).
  34. Dobaczewski, M., Frangogiannis, N. G. Chemokines and cardiac fibrosis. Front Biosci (Schol Ed). 1, 391-405 (2009).
  35. Willis, M. S., Townley-Tilson, W. H., Kang, E. Y., Homeister, J. W., Patterson, C. Sent to destroy: the ubiquitin proteasome system regulates cell signaling and protein quality control in cardiovascular development and disease. Circ Res. 106, 463-478 (2010).
  36. Nithipatikom, K., Gross, G. J. Review article: epoxyeicosatrienoic acids: novel mediators of cardioprotection. J Cardiovasc Pharmacol Ther. 15, 112-119 (2010).
  37. Palaniyandi, S. S., Sun, L., Ferreira, J. C., Mochly-Rosen, D. Protein kinase C in heart failure: a therapeutic target. Cardiovasc Res. 82, 229-239 (2009).
  38. Michael, L. H. Myocardial ischemia and reperfusion: a murine model. Am J Physiol. 269, 2147-2154 (1995).
  39. Patten, R. D. Ventricular remodeling in a mouse model of myocardial infarction. Am J Physiol. 274, 1812-1820 (1998).
  40. Paigen, K. A miracle enough: the power of mice. Nat Med. 1, 215-220 (1995).
  41. Kogan, M. E., Belov, L. N., Leont'eva, T. A., Zolotareva, A. G. Modeling of myocardial pathology in mice with the surgical methods. Kardiologiia. 17, 125-128 (1977).
  42. Tarnavski, O. Mouse surgical models in cardiovascular research. Methods Mol Biol. 573, 115-137 (2009).
  43. Wong, R., Aponte, A. M., Steenbergen, C., Murphy, E. Cardioprotection leads to novel changes in the mitochondrial proteome. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 298, 75-91 (2010).
  44. Dobaczewski, M., Gonzalez-Quesada, C., Frangogiannis, N. G. The extracellular matrix as a modulator of the inflammatory and reparative response following myocardial infarction. J Mol Cell Cardiol. 48, 504-511 (2010).
  45. Zhao, Z. Q. Inhibition of myocardial injury by ischemic postconditioning during reperfusion: comparison with ischemic preconditioning. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 285, 579-588 (2003).
  46. Thibault, H. Acute myocardial infarction in mice: assessment of transmurality by strain rate imaging. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 293, 496-502 (2007).
  47. Scherrer-Crosbie, M. Three-dimensional echocardiographic assessment of left ventricular wall motion abnormalities in mouse myocardial infarction. J Am Soc Echocardiogr. 12, 834-840 (1999).
  48. Stypmann, J. Echocardiographic assessment of global left ventricular function in mice. Lab Anim. 43, 127-137 (2009).
  49. Pistner, A., Belmonte, S., Coulthard, T., Blaxall, B. Murine echocardiography and ultrasound imaging. J Vis Exp. , (2010).
  50. Zimmermann, W. H. Heart muscle engineering: an update on cardiac muscle replacement therapy. Cardiovasc Res. 71, 419-429 (2006).
  51. Mangi, A. A. Mesenchymal stem cells modified with Akt prevent remodeling and restore performance of infarcted hearts. Nat Med. 9, 1195-1201 (2003).
  52. Chavakis, E., Koyanagi, M., Dimmeler, S. Enhancing the outcome of cell therapy for cardiac repair: progress from bench to bedside and back. Circulation. 121, 325-335 (2010).
  53. Mirotsou, M., Jayawardena, T. M., Schmeckpeper, J., Gnecchi, M., Dzau, V. J. Paracrine mechanisms of stem cell reparative and regenerative actions in the heart. J Mol Cell Cardiol. , (2010).
  54. Fromstein, J. D. Seeding bioreactor-produced embryonic stem cell-derived cardiomyocytes on different porous, degradable, polyurethane scaffolds reveals the effect of scaffold architecture on cell morphology. Tissue Eng Part A. 14, 369-378 (1089).
  55. Lee, R. J. Stem cells for myocardial repair and regeneration: where are we today. Methods Mol Biol. 660, 1-6 (2010).
  56. Segers, V. F., Lee, R. T. Protein Therapeutics for Cardiac Regeneration after Myocardial Infarction. J Cardiovasc Transl Res. , (2010).
  57. Webber, M. J. Capturing the stem cell paracrine effect using heparin-presenting nanofibres to treat cardiovascular diseases. J Tissue Eng Regen Med. 10, (2010).
  58. Kofidis, T. Novel injectable bioartificial tissue facilitates targeted, less invasive, large-scale tissue restoration on the beating heart after myocardial injury. Circulation. 112, I173-1177 (2005).
  59. Vunjak-Novakovic, G. Challenges in cardiac tissue engineering. Tissue Eng Part B Rev. 16, 169-187 (2010).
  60. Guyette, J. P., Cohen, I. S., Gaudette, G. R. Strategies for regeneration of heart muscle. Crit Rev Eukaryot Gene Expr. 20, 35-50 (2010).
  61. Menasche, P. Cardiac cell therapy: Lessons from clinical trials. J Mol Cell Cardiol. , (2010).
  62. Ott, H. C., McCue, J., Taylor, D. A. Cell-based cardiovascular repair--the hurdles and the opportunities. Basic Res Cardiol. 100, 504-517 (2005).
  63. Terrovitis, J. V., Smith, R. R., Marban, E. Assessment and optimization of cell engraftment after transplantation into the heart. Circ Res. 106, 479-494 (2010).
  64. Nelson, T. J. Repair of acute myocardial infarction by human stemness factors induced pluripotent stem cells. Circulation. 120, 408-416 (2009).

Tags

רפואה גיליון 52 האוטם איסכמיה / reperfusion עכברים הזרקת intramyocardial עורקים כליליים לב השתלת
קשירת עורקים כלילית לבין הזרקת Intramyocardial ב מודל Murine של אוטם
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Virag, J. A., Lust, R. M. Coronary… More

Virag, J. A., Lust, R. M. Coronary Artery Ligation and Intramyocardial Injection in a Murine Model of Infarction. J. Vis. Exp. (52), e2581, doi:10.3791/2581 (2011).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter