Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Neuroscience

ניתוח מורפולוגי של תסיסנית הזחל היקפיים Neuron דנדריטים חושי האקסונים באמצעות פסיפסים גנטי

doi: 10.3791/3111 Published: November 7, 2011

Summary

Arborization הנוירונים הדנדריטים חושית של

Abstract

התפתחות מערכת העצבים מחייב את המפרט הנכון של נוירון עמדה וזהות, ואחריו התפתחות דנדריטים מדויק בכיתה ספציפית נוירון וחיווט axonal. לאחרונה הדנדריטי (DA) arborization עצב סנסורי של המערכת תסיסנית הזחל העצבים ההיקפית (PNS) הפכו מודלים גנטי חזק שבו להבהיר שני מנגנונים כלליים בכיתה ספציפית של בידול נוירון. ישנם ארבעה הראשי התובע כיתות נוירון (I-IV) 1. הם שם לפי סדר המורכבות הגוברת סוכת דנדריט, יש מעמד ספציפי ההבדלים בשליטה הגנטי של בידול שלהם 20-10. המערכת החושית התובע הוא מודל מעשי לחקור את המנגנונים המולקולריים מאחורי שליטתה של מורפולוגיה הדנדריטים 11-13 כי: 1) הוא יכול לנצל את הכלים גנטי חזק זמין זבוב הפירות, 2) התובע דנדריט נוירון סוכת פורשת רק 2 מימדים מתחת אופטית CLEלציפורן ar הזחל ולכן קל לדמיין עם רזולוציה גבוהה in vivo, 3) את המגוון בכיתה ספציפית במורפולוגיה הדנדריטים מאפשרת ניתוח השוואתי למצוא אלמנטים מרכזיים שליטה על היווצרות של עצים דנדריטים פשוט מול מסועפת מאוד, 4) סוכת הדנדריטים סטריאוטיפיות צורות שונות של נוירונים התובע להקל על ניתוחים סטטיסטיים morphometric.

פעילות התובע נוירון משנה את הפלט של גנרטור דפוס הזחל מרכזי תנועה 14-16. שונה התובע כיתות נוירון יש שיטות שונות חושית, והפעלה שלהם מעוררת תגובות התנהגותיות שונות 14,16-20. מעמדות שונים ועוד לשלוח תחזיות axonal סטריאוטיפי לתוך מערכת הזחל תסיסנית מרכזי העצבים בחוט עצב הגחון (VNC) 21. תחזיות אלו לסיים עם ייצוגים הטופוגרפי של מודליות הן התובע נוירון חושי את המיקום בקיר גוף השדה הדנדריטים 7,22, 23. לפיכך, בחינה של תחזיות התובע axonal יכול לשמש כדי להבהיר המנגנונים מיפוי טופוגרפי 7,22,23, כמו גם את החיווט של תנועה הזחל פשוט ויסות מעגל 14-17.

אנו מציגים כאן מדריך מעשי ליצור ולנתח פסיפסים גנטי 24 נוירונים סימון התובע באמצעות MARCM (ניתוח פסיפס עם מרקר תא Repressible) 1,10,25 ו Flp-out 22,26,27 טכניקות (מסוכם באיור. 1).

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

1.Preparation של ריאגנטים

  1. הכן Ca + + ללא HL3.1 מלוחים 28.
    1. במ"מ: 70 NaCl, KCl 5, 20 MgCl 2, 10 NaHCO 3, 5 HEPES, 115 סוכרוז, ו 5 trehalose; pH 7.2. סנן לעקר ולאחסן ב 4 ° C.
      הערה: Ca + + ללא פתרון המונע התכווצות שרירים במהלך לנתיחה.
  2. הפוך את פולי-L-ליזין (PLL) coverslips.
    1. ממיסים 100 מ"ג PLL במים 4.2ml ולעשות aliquots 300μl צינורות Eppendorf ולהקפיא ב -20 ° C.
    2. לפני coverslips ציפוי, להפשיר הראשונה בה aliquot, ולהביא אותו עד 10 מ"ל ב DDH 2 O ולהוסיף 20μl של Kodak Photo-פלו; ריכוז PLL הסופית היא 0.7 מ"ג / מ"ל.
    3. Coverslips לצלול עבור 30mins בפתרון PLL, להסיר ויבש, ולאחר מכן לשטוף עם מים לזמן קצר ויבש. חזור פעמיים. המטופלים coverslips האחרון כחודש.

2. חוצה גנטית

  1. To ליצור שיבוטים MARCM. הנה דוגמה לחצות באמצעות הנהג הפאן התובע 11,27:
    FRT2A x hsFLP; Gal4 109 (2) 80, כטב"מ-mCD8: ה-GFP, גיגית, Gal80 FRT2A/SM5-TM6B
  2. כדי ליצור Flp-out שיבוטים. הנה דוגמה לחצות באמצעות הנהג IV ספציפיים בכיתה 8:
    פ.פ.ק. Gal4 x-YW, hsFLP; כטב"מ-FRT-CD2, y +-stop-FRT-mCD8: GFP

3. אוסף של עוברים

  1. שמור חוצה תסיסנית בבקבוק אוסף של 25 ° C ו לאסוף עוברים על התפשטות אגר מיץ תפוחים 29 צלחת בשכבה דקה של ממרח שמרים 30,31.

4. הלם חום טיפול של עוברים

  1. מניחים צלחת ריקה בניגוד צלחת אגר מיץ תפוחים שעליו עוברים נקבעו. חותם סביב אלה שתי צלחות עם Parafilm (איור 2).
  2. במהלך הלם חום, לצלול הצלחת דואר באמבט מים והחזק אותו באמצעות משקולת מתכת.
  3. עבור עוברי MARCM
    1. איסוף עוברים 2h ו דגירה בצלחת פטרי 10 ס"מ מוקף לחלח ברקמות של 25 מעלות צלזיוס במשך 2h נוספים.
      הערה: התאמת פרוטוקול הלם החום משנה את התדירות שבה הם שיבוטים שנוצרו.
    2. במשך מספר קטן יותר של שיבוטים, מכוון נוירונים בודדים בודד, לצלול הלם החום באמבט מים 1h ב 38 ° C.
    3. עבור מספר גדול יותר של שיבוטים, הלם חום עבור 45mins ב 38 ° C, ולשחזר את 30mins RT, אז הלם החום שוב 30mins נוספים.
  4. איסוף Flp-out עוברים 24 שעות, ו הלם החום 1h ב 38 ° C.

5. הקרנת עבור שיבוטים

  1. אחרי ההלם חום, להסיר את המכסה של ההסדר האטומה למים והמקום צלחת אגר מיץ תפוחים בצלחת פטרי 10 ס"מ מוקף ברקמות לחלח. התרבות עוברים הזחלים לאחר מכן ב 25 ° C עד לנדודing 3 rd instar.
    הערה: התנאים תרבות, במיוחד תזונה, הוכחו לשנות התובע הדנדריטים מורפולוגיה סוכת 32,33. ודא כי הזחלים גדל גישה להדביק שמרים בכל עת, לפקח לחדש את השמרים להדביק כנדרש.
  2. מנקודה זו ואילך בפרוטוקול, לתמרן בעדינות באמצעות מלקחיים זחלי חרקים.
  3. בקצרה בעדינות ולשטוף את הזחלים במי ברז ולאחר מכן מקום לצלחת אגר.
    הערה: צעד זה מפחית את הקרינה רקע אוטומטי מהמזון או לכלוך על פני הזחל.
  4. בחן את הזחלים תחת מיקרוסקופ פלואורסצנטי חזק לנתח. זיהוי הזחלים עם GFP חיובי נוירונים / תאים בדופן הגוף.

6. הדמיה in vivo של דנדריטים

  1. מניחים את הזחל לתוך כוס שקופית דיכאון עם טיפה קטנה של גליצרול 80%. מניחים coverslip בשקופית כדי לשתק את הזחל. ודא כי לא נותר אוויר בין הזחל לבין coversliעמ '
  2. דחף בעדינות את coverslip לגלגל את הזחל כדי לאפשר ויזואליזציה של הנוירון של עניין. תמונת mCD8: GFP שכותרתו סוכת הדנדריטים באמצעות מיקרוסקופיה confocal.

7. הזחל לנתיחה

הערה לפני שמתחילים: התובע דנדריטים נוירון לבזות במהירות לאחר תחילתו של דיסקציה. לנתח כל זחל בודדים פחות 5min כדי להבטיח מורפולוגיה דנדריט טוב.

  1. לנתח נדודים 3 rd הזחלים instar על צלחת Sylgard כפי שתואר לעיל 34 בשינויים הבאים:
    1. עבור הדמיה של התובע נוירון האקסון טרמיני, להבטיח כי מערכת העצבים המרכזית הוא שלם את העצבים סגמנטלי לא שבורים. לאחר פתיחת זחלים, תחילה בזהירות לחתוך את הקשרים קנה הנשימה אל הקיר הגוף ואז בעדינות להסיר את הבטן כולה.
    2. אם הדמיה דנדריטים לבד, להסיר את מערכת העצבים המרכזית לאפשר להחמיא גובר.

8. Fixatיונים חסימת פילה הזחל

  1. עם הזחל ניצח עדיין הצלחת Sylgard, לתקן את זה PFA 4% PBS עבור 20mins ב RT על שייקר בעדינות מסתובב.
  2. הסר עקבות של רקמות הזחל (שומן הגוף, הנשימה וכו ') לאחר קיבוע.
  3. לשטוף ב PBST (PBS עם 0.1% טריטון X-100) 10mins 3x על צלחת Sylgard ו שייקר. אם בוחנים Termini האקסון, לשמור על פילה בצלחת Sylgard. (אם דנדריטים מכתים אפשר להעביר את פילה הזחל אל צינור 0.5 מ"ל בשלב זה 34)
  4. חסום את הזחלים עבור 20mins ב RT ב 5% נורמלי חמור בדם (NDS) ב PBST על שייקר.

9. הכתמה של פילה הזחל

  1. הסר את פתרון חסימת דגירה של הנוגדן הראשוני (ב 5% NDS / PBST) לילה ב 4 מעלות צלזיוס במיכל פלסטיק קטן מוקף לחלח רקמות.
  2. הסר את הצינורות מתוך 4 ° C ו דגירה שעה נוספת ב RT.
  3. לשטוף 10mins 6x ב PBST. מוסיפים את antib משניody (ב 5% NDS / PBST), ומכסים על מנת למנוע צילום הלבנת fluorophore 34.
  4. דגירה או ב RT במשך שעתיים, או לילה ב 4 ° C ואחריו שעה אחת ב RT.
  5. שטפו את 10mins הזחלים 6x ב PBST והמשך גובר.

10. הרכבה של פילה הזחל לבדיקה של סוכת דנדריט

  1. הר כל פילה הזחל ישר ככל הניתן באמצעות מספריים או אזמל מנתחים לנתק את הראש (כולל ווים הפה), ואת האחורי (כולל spiracles) 34.
  2. מניחים את פילה הזחל בשקופית לציפורן בצד למטה, לעלות ב 80% גליצרול ו לאטום את הצדדים של coverslip עם לק על "מהיר" הר 34.
  3. עבור הרכבה קבוע תמונה ברורה יותר
    1. מניחים את פילה גזור הזחל שרירים בצד למטה על ירידה של PBS על coverslip PLL, זה יהיה מהר לדבוק coverslip.
    2. הסר כנוזל רב ככל האפשר לאחר הרכבה, however לא לאפשר לו להתייבש לחלוטין.
    3. קח את coverslip (עם פילה הזחל המצורפת) באמצעות סדרה אתנול: אתנול 35%, ואחריהם 50%, 70%, 95% ו 100% אתנול 2x בסופו של דבר כל אחד במשך 10 דקות (את פתרון 2 100% EtOH צריך להיות שונה לעיתים קרובות ;) סוף סוף, לשטוף 2-3x 10mins ב קסילן.
    4. שים טיפת DPX mountant (קסילן Distyrene plasticizer) בשקופית נקי בזהירות להניח את coverslip פילה בצד למטה למעלה. שמור בחושך, ולהמתין יום אחד עבור DPX להגדיר לפני הדמיה.

11. הרכבה של פילה הזחל לבדיקה של Termini האקסון

  1. שמור את העצבים סגמנטלי רץ בין PNS ו CNS ללא פגע במהלך קיבעון לנתיחה, והכתים כדי לאפשר מעקב של אקסונים מן הפריפריה גוף תא עצב תחושתי על VNC.
  2. הר כל הזחל פילה לציפורן בצד למטה גליצרול 80% שקופית דיכאון. עקוב אחר אקסונים מגוף התא אל התובעVNC תחת מיקרוסקופ confocal. הערה: PNS הנוירונים בכל פרויקט קיר גוף קטע לקטע מאותו מקור של VNC.

12. נציג תוצאות:

תוצאות נציג מוצגות דמויות 3-5. איור. 3 מציג את סוכת שלמה של IV בכיתה דה נוירון, שנתפסו in vivo תחת מיקרוסקופ confocal. איור. 4 מראה תקריב של חלק סוכת דנדריט של המעמד השלישי שכותרתו immunohistochemically נוירון כי תוקנה כראוי כדי לשמור על המורפולוגיה. הבלעה הקשורים מציגה את השפלה שעלול להתרחש לאחר דיסקציה כושל ועל קיבעון (שניהם מוכתמים נוגדן אנטי-GFP). איור. 5 מראה בכיתה אחת IV האקסון הסופית של מערכת העצבים המרכזית (אנטי GFP, ירוק); כל IV Termini בכיתה הם שיתוף מוכתם אנטי CD2 (מג'נטה).

איור 1
איור 1 סקירת הפרוטוקול. א) איסוף ולאחר מכן חום עוברים זעזוע. ב) בחר הזחל עם GFP חיובי התובע נוירון לשבט, ואז התמונה GFP שכותרתו דנדריט סוכה הזחל לחיות. ג) מנתחים את הזחל, ולאחר מכן immunohistochemically הכתם פילה. ד) הר פילה מוכתם, ואז התמונה סוכת הדנדריטים ותחזיות axonal של נוירון התובע שיבוטים.

איור 2
איור 2 הכנת צלחת אגר מיץ תפוחים להלם חום. קחו את הצלחת (חץ לבן, א.ב.), להוסיף המנה השנייה פטרי על גבי (אדום חץ ב) ו חותם מסביב עם Parafilm (חץ כחול, ב).

איור 3
איור 3 בתמונה vivo של סוכת דנדריט של mCD8: GFP שכותרתו שיבוט MARCM (גנוטיפ כמו 2.1) המייצג הרביעי בכיתה (v'ada) הנוירון של הזחל instar 3 rd. סרגל קנה המידה 50μm.

d/3111/3111fig4.jpg "/>
איור 4 mCD8: GFP שכותרתו שיבוט MARCM של המעמד השלישי נוירון (ddaA) מוכתם נוגדן אנטי-GFP, מראה מורפולוגיה טוב לאחר דיסקציה קיבעון מוצלח (ירוק). מראה הבלעה השפלה דנדריט (חצים לבנים) המתרחשים לאחר דיסקציה קיבעון נכשל (מג'נטה). סרגל קנה המידה 25μm.

איור 5
איור 5 3 rd instar הזחל VNC. שיבוט Flp, מתוך מסוף יחיד בכיתה ו האקסון (vdaB) (גנוטיפ כמו 2.2) הוא זוהה באמצעות נוגדן אנטי-GFP (ירוק). Anti-CD2 כל התוויות IV בכיתה טרמיני (מג'נטה). סרגל קנה המידה 25μm.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

הזחל תסיסנית מודל התובע נוירון מספקת מערכת אחת גנטי מעולה לחקור מנגנוני בקרה נוירון מורפולוגיה היווצרות מעגל. MARCM משמש בדרך כלל עבור תיוג ליצירת מוטציה התובע שיבוטים נוירון. עבור MARCM אנו משתמשים או מחבת-עצביים (למשל Gal4 c155) או התובע נוירון ספציפי הנהג. בעזרת הנהג הפאן עצביות אפשר להשתמש ישירות במניות מספר הנפוצה ממרכזי מניות לציבור. זאת באמצעות הנהג DA-נוירון מסוים יכול להיות יתרון, כי שיבוטים מסומן לא יופק במערכת העצבים המרכזית, ואת שיבוטים כזה עלול לסבך את הניתוח של התובע axonal טרמיני. רשימה של נפוץ DA-ספציפיים Gal4 קווי יכולים למצוא שימונו et al (2009) 27. Flp החוצה עשוי להיות שימושי במיוחד כאשר החוקרים מבקשים במקביל ectopically לבטא את הגן באמצעות המערכת Gal4-כטב"מ בינארי 35 ומורפולוגיה למדוד נוירון תווית אחת. בנוסף ההדמיה הפרוטוקולים שהוצגו כאן ניתן להשתמש כאשר נוירונים התובע מסומנים באמצעות מערכת Gal4-כטב"מ 35 בלבד.

אם מיקרוסקופ טוב לנתח פלורסנט אינו זמין, ניתן לבחור זחל על ביצוע שיבוטים באמצעות מיקרוסקופ פלואורסצנטי נורמלי אובייקטיבית עם מרחק עבודה ארוך. במהלך הדמיה חיה של סוכת דנדריט (סעיף 6) אנו לשתק את הזחל אך ורק באמצעות כוח כלפי מטה המופעל על ידי coverslip. בשנת עיבוד של פרוטוקול זה החוקרים שימושים אחרים יכולים גם לשתק הזחלים דרך הרדמה 36,37.

במהלך מכתים immunohistological, אנו משתמשים בדרך כלל אנטי GFP או אנטי CD8 עבור תיוג נוירון. ב-Flp ניסויים אנטי CD2 בנוסף ניתן לסמן את כל הנוירונים שבו נהג קו Gal4 בשימוש פעיל (איור 5). כאשר בוחנים התובע מסופי האקסון של VNC, אנטי Fasciclin2 תיוג נוגדן ניתן להשתמש כדי להבליט שטחי האקסון ציון 7,22,38.

"Jove_content"> כאשר בתחילה להקים את הטכניקות האלה, יש לציין כי התנאים תרבות עני יכול לשנות את המורפולוגיה הנוירון 32. יתר על כן, התובע דנדריטים נוירון, במיוחד אלה של המעמד השלישי המעמד הרביעי, יהיה לבזות במהירות לאחר תחילת לנתיחה. אנו ממליצים לנתח ולתקן הזחל בנפרד. קיבוע אמור להתרחש בתוך 5mins של דיסקציה ליזום כדי להבטיח תחזוקה טובה של מורפולוגיה דנדריט. לבסוף, הרכבה הזחלים ישר ככל הניתן יהיה מאוד סיוע ניתוח morphometric הבאים.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

אין ניגודי אינטרסים הכריז.

Acknowledgments

המחברים מודים RIKEN למימון. אנו מודים גם Cagri Yalgin, קרוליין Delandre, וג'יי פריש לדיונים על פרוטוקולים גנטיים אימונוהיסטוכימיה.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
SZX16 fluorescence dissection microscope (with GFPHQ filter) Olympus Corporation SZX16
Live Insect Forceps Fine Science Tools 26030-10
26mm x 76mm depression slide glass Toshinriko Co. T8-R004
Sylgard 184 (or Silpot 184) Dow Corning 3097358-1004
Poly-L-lysine Sigma-Aldrich P-1524 This product has proven most effective
DPX mounting medium Sigma-Aldrich 44581
Rabbit anti-GFP Invitrogen A-11122 Dilution 1:500
Rat anti-CD8 Caltag 5H10 Dilution 1:200
Mouse anti-CD2 AbD Serotec MCA443R Dilution 1:700
Mouse anti-Fasciclin2 DSHB 1D4 Dilution 1:10

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Grueber, W. B., Jan, L. Y., Jan, Y. N. Tiling of the Drosophila epidermis by multidendritic sensory neurons. Development. 129, 2867-2878 (2002).
  2. Crozatier, M., Vincent, A. Control of multidendritic neuron differentiation in Drosophila: the role of Collier. Dev Biol. 315, 232-242 (2008).
  3. Hattori, Y., Sugimura, K., Uemura, T. Selective expression of Knot/Collier, a transcriptional regulator of the EBF/Olf-1 family, endows the Drosophila sensory system with neuronal class-specific elaborated dendritic patterns. Genes Cells. 12, 1011-1022 (2007).
  4. Jinushi-Nakao, S. Knot/Collier and cut control different aspects of dendrite cytoskeleton and synergize to define final arbor shape. Neuron. 56, 963-978 (2007).
  5. Sugimura, K., Satoh, D., Estes, P., Crews, S., Uemura, T. Development of morphological diversity of dendrites in Drosophila by the BTB-zinc finger protein abrupt. Neuron. 43, 809-822 (2004).
  6. Li, W., Wang, F., Menut, L., Gao, F. B. BTB/POZ-zinc finger protein abrupt suppresses dendritic branching in a neuronal subtype-specific and dosage-dependent. 43, 823-834 (2004).
  7. Zlatic, M., Landgraf, M., Bate, M. Genetic specification of axonal arbors: atonal regulates robo3 to position terminal branches in the Drosophila nervous system. Neuron. 37, 41-51 (2003).
  8. Grueber, W. B., Ye, B., Moore, A. W., Jan, L. Y., Jan, Y. N. Dendrites of distinct classes of Drosophila sensory neurons show different capacities for homotypic repulsion. Curr Biol. 13, 618-626 (2003).
  9. Grueber, W. B., Jan, L. Y., Jan, Y. N. Different levels of the homeodomain protein cut regulate distinct dendrite branching patterns of Drosophila multidendritic neurons. Cell. 112, 805-818 (2003).
  10. Moore, A. W., Jan, L. Y., Jan, Y. N. hamlet, a binary genetic switch between single- and multiple- dendrite neuron morphology. Science. 297, 1355-1358 (2002).
  11. Gao, F. B., Brenman, J. E., Jan, L. Y., Jan, Y. N. Genes regulating dendritic outgrowth, branching, and routing in Drosophila. Genes Dev. 13, 2549-2561 (1999).
  12. Corty, M. M., Matthews, B. J., Grueber, W. B. Molecules and mechanisms of dendrite development in Drosophila. Development. 136, 1049-1061 (2009).
  13. Moore, A. W. Intrinsic mechanisms to define neuron class-specific dendrite arbor morphology. Cell Adh. Migr. 2, 81-82 (2008).
  14. Hughes, C. L., Thomas, J. B. A sensory feedback circuit coordinates muscle activity in Drosophila. Mol. Cell. Neurosci. 35, 383-396 (2007).
  15. Nishimura, Y. Selection of Behaviors and Segmental Coordination During Larval Locomotion Is Disrupted by Nuclear Polyglutamine Inclusions in a New Drosophila Huntington's Disease-Like Model. J Neurogenet. 24, 194-206 (2010).
  16. Song, W., Onishi, M., Jan, L. Y., Jan, Y. N. Peripheral multidendritic sensory neurons are necessary for rhythmic locomotion behavior in Drosophila larvae. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 104, 5199-5204 (2007).
  17. Hwang, R. Y. Nociceptive neurons protect Drosophila larvae from parasitoid wasps. Curr Biol. 17, 2105-2116 (2007).
  18. Xiang, Y. Light-avoidance-mediating photoreceptors tile the Drosophila larval body wall. Nature. 468, 921-926 (2010).
  19. Cheng, L. E., Song, W., Looger, L. L., Jan, L. Y., Jan, Y. N. The role of the TRP channel NompC in Drosophila larval and adult locomotion. Neuron. 67, 373-380 (2010).
  20. Babcock, D. T., Landry, C., Galko, M. J. Cytokine signaling mediates UV-induced nociceptive sensitization in Drosophila larvae. Curr Biol. 19, 799-806 (2009).
  21. Hafer, N., Schedl, P. Dissection of Larval CNS in Drosophila Melanogaster. J. Vis. Exp. (1), e85-e85 (2006).
  22. Grueber, W. B. Projections of Drosophila multidendritic neurons in the central nervous system: links with peripheral dendrite morphology. Development. 134, 55-64 (2007).
  23. Merritt, D. J., Whitington, P. M. Central projections of sensory neurons in the Drosophila embryo correlate with sensory modality, soma position, and proneural gene function. J Neurosci. 15, 1755-1767 (1995).
  24. Blair, S. S. Genetic mosaic techniques for studying Drosophila development. Development. 130, 5065-5072 (2003).
  25. Lee, T., Luo, L. Mosaic analysis with a repressible cell marker for studies of gene function in neuronal morphogenesis. Neuron. 22, 451-461 (1999).
  26. Wong, A. M., Wang, J. W., Axel, R. Spatial representation of the glomerular map in the Drosophila protocerebrum. Cell. 109, 229-241 (2002).
  27. Shimono, K. Multidendritic sensory neurons in the adult Drosophila abdomen: origins, dendritic morphology, and segment- and age-dependent programmed cell death. Neural Dev. 4, 37-37 (2009).
  28. Feng, Y., Ueda, A., Wu, C. F. A modified minimal hemolymph-like solution, HL3.1, for physiological recordings at the neuromuscular junctions of normal and mutant Drosophila larvae. J Neurogenet. 18, 377-402 (2004).
  29. Sullivan, W., Ashburner, M., Hawley, R. S. Drosophila Protocols. Cold Spring Harbor Laboratory Press. (2000).
  30. Kaczynski, T. J., Gunawardena, S. Visualization of the Embryonic Nervous System in Whole-mount Drosophila Embryos. J. Vis. Exp. (46), e2150-e2150 (2010).
  31. Featherstone, D. E., Chen, K., Broadie, K. Harvesting and preparing Drosophila embryos for electrophysiological recording and other procedures. J Vis Exp. (2009).
  32. Medina, P. M., Swick, L. L., Andersen, R., Blalock, Z., Brenman, J. E. A novel forward genetic screen for identifying mutations affecting larval neuronal dendrite development in Drosophila melanogaster. Genetics. 172, 2325-2335 (2006).
  33. Mirouse, V., Swick, L. L., Kazgan, N., St Johnston, D., Brenman, J. E. LKB1 and AMPK maintain epithelial cell polarity under energetic stress. J Cell Biol. 177, 387-392 (2007).
  34. Brent, J., Werner, K., McCabe, B. D. Drosophila Larval NMJ Immunohistochemistry. J. Vis. Exp. 25, e1108-e1108 (2009).
  35. Brand, A. H., Perrimon, N. Targeted gene expression as a means of altering cell fates and generating dominant phenotypes. Development. 118, 401-415 (1993).
  36. Sugimura, K. Distinct developmental modes and lesion-induced reactions of dendrites of two classes of Drosophila sensory neurons. J Neurosci. 23, 3752-3760 (2003).
  37. Zito, K., Parnas, D., Fetter, R. D., Isacoff, E. Y., Goodman, C. S. Watching a synapse grow: noninvasive confocal imaging of synaptic growth in Drosophila. Neuron. 22, 719-729 (1999).
  38. Landgraf, M., Sanchez-Soriano, N., Technau, G. M., Urban, J., Prokop, A. Charting the Drosophila neuropile: a strategy for the standardised characterisation of genetically amenable neurites. Dev Biol. 260, 207-225 (2003).
ניתוח מורפולוגי של<em> תסיסנית</em> הזחל היקפיים Neuron דנדריטים חושי האקסונים באמצעות פסיפסים גנטי
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Karim, M. R., Moore, A. W. Morphological Analysis of Drosophila Larval Peripheral Sensory Neuron Dendrites and Axons Using Genetic Mosaics. J. Vis. Exp. (57), e3111, doi:10.3791/3111 (2011).More

Karim, M. R., Moore, A. W. Morphological Analysis of Drosophila Larval Peripheral Sensory Neuron Dendrites and Axons Using Genetic Mosaics. J. Vis. Exp. (57), e3111, doi:10.3791/3111 (2011).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter