Summary
A arborização dendrítica de neurônios sensoriais da
Abstract
Desenvolvimento do sistema nervoso requer a especificação correta de neurônio posição e identidade, seguido por desenvolvimento precisa dendríticas do neurônio específico de classe e fiação axonal. Recentemente, a arborização dendrítica (DA) neurônios sensoriais da larval Drosophila sistema nervoso periférico (SNP) tornaram-se poderosos modelos genéticos em que para elucidar os mecanismos gerais e específicas de classe de diferenciação neuronal. Há quatro principais classes DA neurônio (I-IV) 1. Eles são nomeados em ordem crescente de complexidade arbor dendrite, e têm diferenças de classe específica no controle genético da sua diferenciação 2-10. O sistema DA sensorial é um modelo prático para investigar os mecanismos moleculares por trás do controle da morfologia dendrítica 13/11 porque: 1) pode aproveitar as poderosas ferramentas genéticas disponíveis na mosca da fruta, 2) o neurônio DA dendrite arbor se espalha em apenas duas dimensões sob uma ótica clear cutícula larval tornando-o fácil de visualizar com alta resolução in vivo, 3) a diversidade de classe específico em morfologia dendrítica facilita uma análise comparativa para encontrar elementos-chave controlando a formação de simples contra altamente ramificados árvores dendríticas, e 4) arbor dendríticas estereotipada formas diferentes de neurônios DA facilitar morfométricas análises estatísticas.
DA atividade do neurônio modifica a saída de um gerador de padrão larval locomoção centrais 14-16. As diferentes classes de DA neurônio têm distintas modalidades sensoriais, e sua ativação provoca diferentes respostas comportamentais 14,16-20. Além disso diferentes classes de enviar projeções stereotypically axonal no sistema central de Drosophila larval nervoso no cordão nervoso ventral (VNC) 21. Essas projeções terminar com representações topográficas dos dois modalidade neurônio sensorial e DA a posição na parede do corpo do campo dendríticas 7,22De 23. Por isso o exame de projeções DA axonal pode ser usado para elucidar os mecanismos subjacentes mapeamento topográfico 7,22,23, bem como a fiação de um circuito simples locomoção larval modulando 14-17.
Nós apresentamos aqui um guia prático para gerar e analisar mosaicos genéticos 24 neurônios marcação DA via MARCM (Análise Mosaic com um marcador de células repressor) 1,10,25 e FLP-out 22,26,27 técnicas (resumidos na Figura 1.).
Protocol
1.Preparação de reagentes
- Prepare Ca + + livre HL3.1 salina 28.
- Em mM: 70 NaCl, KCl 5, 20 MgCl 2, 10 NaHCO 3, 5 HEPES, 115 sacarose, trealose e 5; pH 7.2. Filtro de esterilizar e armazenar a 4 ° C.
Nota: Ca + + livre solução impede a contração muscular durante a dissecção.
- Em mM: 70 NaCl, KCl 5, 20 MgCl 2, 10 NaHCO 3, 5 HEPES, 115 sacarose, trealose e 5; pH 7.2. Filtro de esterilizar e armazenar a 4 ° C.
- Faça poli-L-lisina (PLL) lamínulas.
- Dissolver 100mg PLL em água 4.2ml e fazer alíquotas em tubos de Eppendorf 300 ul e congelar a -20 ° C.
- Antes de lamínulas de revestimento, primeiro degelo uma alíquota, trazê-lo até 10ml em DDH 2 O e adicionar 20μl do Kodak Photo-Flo, a concentração final PLL é de 0,7 mg / ml.
- Lamínulas submergir por 30 minutos em solução PLL, remover e seca, em seguida, lavar rapidamente com água e seca. Repita duas vezes. Lamínulas tratados durar aproximadamente um mês.
2. Cruzamentos genéticos
- To gerar clones MARCM. Aqui está um exemplo cruz usando um driver de pan-DA 11,27:
FRT2A x hsFLP; Gal4 109 (2) 80, UAS-mCD8:: GFP; banheira Gal80 FRT2A/SM5-TM6B - Para gerar FLP-out clones. Aqui está uma cruz exemplo usando uma classe de driver específico IV-8:
ppk-Gal4 x yw, hsFLP; UAS-FRT-CD2, + y-stop-FRT-mCD8:: GFP
3. Colheita de embriões
- Mantenha cruza Drosophila em um frasco coletor a 25 ° C e coletar embriões em um suco de maçã espalhar placa agar 29 com uma fina camada de pasta de levedura 30,31.
4. Tratamento de choque térmico de embriões
- Coloque um prato vazio em oposição à placa de ágar suco de maçã sobre a qual os embriões tenham sido estabelecidas. Selo em torno destas duas placas com Parafilm (Fig. 2).
- Durante o choque de calor ª submergir,placa e no banho de água e segure-o para baixo, usando um peso de metal.
- Para embriões MARCM
- Coletar embriões para 2h e incubar em um prato de 10 centímetros de Petri rodeada por lenços umedecidos a 25 ° C para uma 2h adicionais.
Nota: Ajuste o protocolo de choque térmico altera a freqüência em que clones são gerados. - Para um número menor de clones, visando única neurônios isolados, submergir e choque térmico em banho-maria por 1h a 38 ° C.
- Para um maior número de clones, de choque térmico para 45mins a 38 ° C, recuperar a RT 30mins, depois de choque térmico novamente para um 30mins adicionais.
- Coletar embriões para 2h e incubar em um prato de 10 centímetros de Petri rodeada por lenços umedecidos a 25 ° C para uma 2h adicionais.
- Coletar FLP-out embriões para 24h, e de choque térmico por 1h a 38 ° C.
5. Triagem de clones
- Depois de choque térmico, retire a tampa do arranjo à prova d'água e coloque o suco de maçã placa de ágar numa placa de Petri 10 centímetros cercado por lenços umedecidos. Cultura dos embriões e larvas subseqüentes a 25 ° C até vagaring 3 º instar.
Nota: condições de cultura, especialmente nutrição, têm sido mostrados para alterar a morfologia DA arbor dendríticas 32,33. Certifique-se que as larvas crescem têm acesso à pasta de fermento em todos os momentos; monitorar e repor o fermento colar, conforme necessário. - Deste ponto em diante no protocolo, manipular larvas delicadamente usando uma pinça de insetos.
- Brevemente e lave as larvas na água da torneira, em seguida, coloque em uma placa de ágar.
Nota: Este passo reduz de fundo auto-fluorescência de comida ou sujeira na superfície da larva. - Examine as larvas sob um poderoso microscópio de fluorescência de dissecação. Identificar larvas com GFP-positivos neurônios / células da parede do corpo.
6. Imagem in vivo em de dendritos
- Coloque a larva em um vidro corrediça depressão com uma pequena gota de glicerol 80%. Coloque uma lamela em slide para imobilizar a larva. Garantir que nenhum ar permanece entre a larva eo coverslip.
- Empurre cuidadosamente a lamínula para rolar a larva para permitir a visualização do neurônio de interesse. A imagem da mCD8:: GFP-etiquetadas arbor dendríticas através de microscopia confocal.
7. Dissecação das larvas
Nota antes de começar: dendrites DA neurônio degradam rapidamente após o início da dissecção. Dissecar cada larva individuais em menos de 5min para garantir a morfologia dendrite bom.
- Dissecar vagando 3 de larvas em uma placa Sylgard como descrito anteriormente 34 com as seguintes modificações:
- Para a imagem do axônio do neurônio DA termini, certifique-se que o SNC está intacta e os nervos segmentares não são quebradas. Depois de abrir as larvas, primeiro corte cuidadosamente as conexões traqueal contra a parede do corpo e, em seguida, remova cuidadosamente a tripa inteira.
- Se os dendritos de imagem por si só, remova o CNS para permitir um alisador de montagem.
8. Fixation e bloqueio de filetes larval
- Com a larva ainda preso à placa Sylgard, corrigi-lo em PFA 4% em PBS durante 20 minutos à temperatura ambiente em um agitador rotativo delicadamente.
- Remoção de vestígios de tecidos larval (de gordura corporal, traquéia, etc) após a fixação.
- Lavar em PBST (PBS com 0,1% Triton X-100) 10mins 3x na placa Sylgard e shaker. Se examinar termini axônio, manter o filé no prato Sylgard. (Se dendrites coloração é possível transferir os filetes larval a um tubo de 0,5 ml nesta etapa 34)
- Bloquear as larvas de 20mins a RT em 5% de soro normal de burro (NDS) em PBST em um shaker.
9. Coloração dos filetes larval
- Remover a solução de bloqueio e incubar em anticorpo primário (em 5% NDS / PBST) overnight a 4 ° C em um recipiente Tupperware pequena, rodeada por lenços umedecidos.
- Remover os tubos de 4 ° C e incubar uma hora adicional de RT.
- Lavar 10mins 6x no PBST. Adicione o antib secundárioody (em 5% NDS / PBST), e tampa para evitar a foto-branqueamento fluoróforo 34.
- Incubar quer no RT por duas horas, ou durante a noite a 4 ° C seguido por uma hora em temperatura ambiente.
- Lavar a 10mins larvas 6x no PBST e prossiga para a montagem.
10. Montagem de filetes de larvas para exame do arbor dendrite
- Monte cada filé larval tão plana quanto possível, utilizando uma tesoura ou um bisturi de dissecação para cortar a cabeça (incluindo os ganchos na boca), ea posterior (incluindo o espiráculos) 34.
- Coloque o filé larval no slide cutícula voltada para baixo, montado em glicerol 80%, e selar os lados da lamela com unha polonês para um 'quick' mount 34.
- Para uma montagem permanente e uma imagem mais clara
- Coloque o filé dissecados larval músculo lateral-down em uma gota de PBS em uma lamela PLL, ele vai rapidamente aderir à lamínula.
- Remover o líquido que for possível após a montagem, however não permitir que ele para secar completamente.
- Pegue a lamela (com filé larval em anexo) através de uma série de etanol: o etanol 35%, seguido por 50%, 70%, 95% e, finalmente, 2x 100% de etanol para cada 10 minutos (o segundo 100% solução EtOH devem ser mudados frequentemente ) e, finalmente, lavar 2-3x 10 minutos em xileno.
- Coloque uma gota de montagem DPX (Distyrene Xileno plastificante) em uma lâmina limpa e cuidadosamente coloque o filé de lamela lado-down no topo. Manter no escuro, e esperar um dia para o DPX para definir antes de imagem.
11. Montagem de filetes de larvas para exame dos términos axônio
- Manter os nervos segmentares correndo entre o PNS e do SNC intacto durante a fixação, a dissecção e coloração para permitir o rastreamento dos axônios das células sensoriais do corpo de neurônio periférico para o VNC.
- Monte cada larval filé cutícula voltada para baixo em 80% de glicerol em um slide depression. Traçar os axônios do corpo celular para o DAVNC sob o microscópio confocal. Nota: PNS neurônios em cada segmento do corpo do projeto de parede para o segmento de cognato do VNC.
12. Resultados representativos:
Resultados representativos são mostrados nas figuras 3-5. Fig. 3 mostra a arbor inteiro de um neurônio da classe IV, capturado in vivo sob o microscópio confocal. Fig. 4 mostra um close-up de parte da arbor dendrite de um imunohistoquímica rotulados classe III neurônio que foi corretamente fixada para preservar a morfologia. A inserção associados mostra a degradação que pode ocorrer após uma dissecção sem sucesso e fixação (ambos corados com anti-GFP de anticorpos). Fig. 5 mostra uma única classe IV terminal axônio no SNC (anti-GFP, verde); todos os terminais de classe IV são co-corados com anti-CD2 (magenta).
Figura 1 Visão geral do protocolo. a) Coletar e, em seguida, de choque térmico-embriões. b) Selecione uma larva com GFP-positivos DA neurônio clone, e depois a imagem do GFP-etiquetadas dendrite arbor na larva viva. c) dissecam a larva, e depois imunohistoquímica manchar o filé. d) Monte o filé manchado, e depois a imagem da árvore dendrítica e projeções axonal do neurônio DA clones.
Figura 2 Preparação da placa de ágar suco de maçã para o choque térmico. Pegue a placa (seta branca, ab), adicionar uma segunda placa de petri em cima (seta vermelha b) e vedação ao redor com Parafilm (seta azul, b).
Figura 3 na imagem in vivo do arbor dendrite de um mCD8:: GFP-etiquetadas clone MARCM (genótipo como em 2.1), representando uma classe IV (v'ada) neurônio de uma larva instar 3 rd. Barra de escala é de 50 ìm.
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Figura 4 mCD8:: GFP-etiquetadas MARCM clone de um neurônio III classe (ddaA) corado com anticorpos anti-GFP, mostrando boa morfologia após a dissecção de sucesso e fixação (verde). A inserção mostra a degradação dendrite (setas brancas) que ocorram após dissecção sem sucesso e fixação (magenta). Barra de escala é 25μm.
Figura 5 O 3 º instar larval VNC. Um clone FLP-out de uma classe VI único terminal axônio (VDAB) (genótipo como em 2.2) é detectada através de anticorpos anti-GFP (verde). Anti-CD2 rótulos toda a classe IV termini (magenta). Barra de escala é 25μm.
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Discussion
A Drosophila larval DA modelo de neurônio fornece um excelente sistema genético para investigar os mecanismos de controle que a morfologia dos neurônios ea formação do circuito. MARCM é geralmente utilizada para rotulagem e para a geração de clones mutantes DA neurônio. Para MARCM que usar uma pan-neural (por exemplo Gal4 C155) ou DA motorista neurônio-específica. Usando um driver de pan-neural é possível usar diretamente diversas unidades populacionais amplamente disponível a partir de centros de estoque público. No entanto usando um driver de DA-neurônio específico pode ser vantajoso, pois clones marcados não serão gerados no SNC, tais clones e pode complicar a análise de termini DA axonal. A lista dos comumente usados DA-específicas Gal4 linhas pode ser encontrada em Shimono et al (2009) 27. Flp-out pode ser particularmente útil quando os investigadores desejam concomitantemente ectopicamente expressar um gene usando o sistema binário Gal4-UAS 35 e morfologia medida em um único neurônio rotulado. Além disso, a imagemprotocolos aqui apresentados podem ser usados quando os neurônios DA estão marcados usando o sistema Gal4-UAS 35 sozinho.
Se um microscópio de fluorescência boa dissecação não estiver disponível, é possível selecionar larva carregando clones usando em um microscópio fluorescente normal e um objetivo com uma longa distância de trabalho. Durante as imagens ao vivo da arbor dendrite (secção 6) que imobilizar a larva apenas através da força para baixo exercida pela lamela. Na adaptação deste protocolo para os investigadores para outros usos também pode imobilizar larvas através de anestesia 36,37.
Durante a coloração imuno, geralmente usamos anti-GFP ou anti-CD8 para a rotulagem do neurônio. Em flp-out experiências anti-CD2 pode, adicionalmente, marcar todos os neurônios em que a linha do driver Gal4 utilizada é ativa (Fig. 5). Ao examinar os terminais DA axônio no VNC, anti-Fasciclin2 rotulagem de anticorpos pode ser usado para destacar trechos do axônio marco 7,22,38.
32. Além disso, dendrites DA neurônio, especialmente os de classe III e classe IV, irá degradar-se rapidamente após o início da dissecção. Sugerimos dissecação e fixação larva individualmente. Fixação deve ocorrer dentro de 5 minutos de dissecção iniciar para garantir uma boa manutenção da morfologia dendrito. Finalmente, a montagem larvas o mais plano possível será de grande ajuda análise morfométrica subseqüentes.
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Disclosures
Não há conflitos de interesse declarados.
Acknowledgments
Os autores agradecem RIKEN para financiamento. Agradecemos também Cagri Yalgin, Caroline Delandre, e Jay Parrish para discussões sobre protocolos de genética e imuno-histoquímica.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| SZX16 fluorescence dissection microscope (with GFPHQ filter) | Olympus Corporation | SZX16 | |
| Live Insect Forceps | Fine Science Tools | 26030-10 | |
| 26mm x 76mm depression slide glass | Toshinriko Co. | T8-R004 | |
| Sylgard 184 (or Silpot 184) | Dow Corning | 3097358-1004 | |
| Poly-L-lysine | Sigma-Aldrich | P-1524 | This product has proven most effective |
| DPX mounting medium | Sigma-Aldrich | 44581 | |
| Rabbit anti-GFP | Invitrogen | A-11122 | Dilution 1:500 |
| Rat anti-CD8 | Caltag | 5H10 | Dilution 1:200 |
| Mouse anti-CD2 | AbD Serotec | MCA443R | Dilution 1:700 |
| Mouse anti-Fasciclin2 | DSHB | 1D4 | Dilution 1:10 |
References
- Grueber, W. B., Jan, L. Y., Jan, Y. N. Tiling of the Drosophila epidermis by multidendritic sensory neurons. Development. 129, 2867-2878 (2002).
- Crozatier, M., Vincent, A. Control of multidendritic neuron differentiation in Drosophila: the role of Collier. Dev Biol. 315, 232-242 (2008).
- Hattori, Y., Sugimura, K., Uemura, T. Selective expression of Knot/Collier, a transcriptional regulator of the EBF/Olf-1 family, endows the Drosophila sensory system with neuronal class-specific elaborated dendritic patterns. Genes Cells. 12, 1011-1022 (2007).
- Jinushi-Nakao, S. Knot/Collier and cut control different aspects of dendrite cytoskeleton and synergize to define final arbor shape. Neuron. 56, 963-978 (2007).
- Sugimura, K., Satoh, D., Estes, P., Crews, S., Uemura, T. Development of morphological diversity of dendrites in Drosophila by the BTB-zinc finger protein abrupt. Neuron. 43, 809-822 (2004).
- Li, W., Wang, F., Menut, L., Gao, F. B. BTB/POZ-zinc finger protein abrupt suppresses dendritic branching in a neuronal subtype-specific and dosage-dependent. 43, 823-834 (2004).
- Zlatic, M., Landgraf, M., Bate, M. Genetic specification of axonal arbors: atonal regulates robo3 to position terminal branches in the Drosophila nervous system. Neuron. 37, 41-51 (2003).
- Grueber, W. B., Ye, B., Moore, A. W., Jan, L. Y., Jan, Y. N. Dendrites of distinct classes of Drosophila sensory neurons show different capacities for homotypic repulsion. Curr Biol. 13, 618-626 (2003).
- Grueber, W. B., Jan, L. Y., Jan, Y. N. Different levels of the homeodomain protein cut regulate distinct dendrite branching patterns of Drosophila multidendritic neurons. Cell. 112, 805-818 (2003).
- Moore, A. W., Jan, L. Y., Jan, Y. N. hamlet, a binary genetic switch between single- and multiple- dendrite neuron morphology. Science. 297, 1355-1358 (2002).
- Gao, F. B., Brenman, J. E., Jan, L. Y., Jan, Y. N. Genes regulating dendritic outgrowth, branching, and routing in Drosophila. Genes Dev. 13, 2549-2561 (1999).
- Corty, M. M., Matthews, B. J., Grueber, W. B. Molecules and mechanisms of dendrite development in Drosophila. Development. 136, 1049-1061 (2009).
- Moore, A. W. Intrinsic mechanisms to define neuron class-specific dendrite arbor morphology. Cell Adh. Migr. 2, 81-82 (2008).
- Hughes, C. L., Thomas, J. B. A sensory feedback circuit coordinates muscle activity in Drosophila. Mol. Cell. Neurosci. 35, 383-396 (2007).
- Nishimura, Y. Selection of Behaviors and Segmental Coordination During Larval Locomotion Is Disrupted by Nuclear Polyglutamine Inclusions in a New Drosophila Huntington's Disease-Like Model. J Neurogenet. 24, 194-206 (2010).
- Song, W., Onishi, M., Jan, L. Y., Jan, Y. N. Peripheral multidendritic sensory neurons are necessary for rhythmic locomotion behavior in Drosophila larvae. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 104, 5199-5204 (2007).
- Hwang, R. Y. Nociceptive neurons protect Drosophila larvae from parasitoid wasps. Curr Biol. 17, 2105-2116 (2007).
- Xiang, Y. Light-avoidance-mediating photoreceptors tile the Drosophila larval body wall. Nature. 468, 921-926 (2010).
- Cheng, L. E., Song, W., Looger, L. L., Jan, L. Y., Jan, Y. N. The role of the TRP channel NompC in Drosophila larval and adult locomotion. Neuron. 67, 373-380 (2010).
- Babcock, D. T., Landry, C., Galko, M. J. Cytokine signaling mediates UV-induced nociceptive sensitization in Drosophila larvae. Curr Biol. 19, 799-806 (2009).
- Hafer, N., Schedl, P. Dissection of Larval CNS in Drosophila Melanogaster. J. Vis. Exp. (1), e85-e85 (2006).
- Grueber, W. B. Projections of Drosophila multidendritic neurons in the central nervous system: links with peripheral dendrite morphology. Development. 134, 55-64 (2007).
- Merritt, D. J., Whitington, P. M. Central projections of sensory neurons in the Drosophila embryo correlate with sensory modality, soma position, and proneural gene function. J Neurosci. 15, 1755-1767 (1995).
- Blair, S. S. Genetic mosaic techniques for studying Drosophila development. Development. 130, 5065-5072 (2003).
- Lee, T., Luo, L. Mosaic analysis with a repressible cell marker for studies of gene function in neuronal morphogenesis. Neuron. 22, 451-461 (1999).
- Wong, A. M., Wang, J. W., Axel, R. Spatial representation of the glomerular map in the Drosophila protocerebrum. Cell. 109, 229-241 (2002).
- Shimono, K. Multidendritic sensory neurons in the adult Drosophila abdomen: origins, dendritic morphology, and segment- and age-dependent programmed cell death. Neural Dev. 4, 37-37 (2009).
- Feng, Y., Ueda, A., Wu, C. F. A modified minimal hemolymph-like solution, HL3.1, for physiological recordings at the neuromuscular junctions of normal and mutant Drosophila larvae. J Neurogenet. 18, 377-402 (2004).
- Sullivan, W., Ashburner, M., Hawley, R. S. Drosophila Protocols. , Cold Spring Harbor Laboratory Press. (2000).
- Kaczynski, T. J., Gunawardena, S. Visualization of the Embryonic Nervous System in Whole-mount Drosophila Embryos. J. Vis. Exp. (46), e2150-e2150 (2010).
- Featherstone, D. E., Chen, K., Broadie, K. Harvesting and preparing Drosophila embryos for electrophysiological recording and other procedures. J Vis Exp. , (2009).
- Medina, P. M., Swick, L. L., Andersen, R., Blalock, Z., Brenman, J. E. A novel forward genetic screen for identifying mutations affecting larval neuronal dendrite development in Drosophila melanogaster. Genetics. 172, 2325-2335 (2006).
- Mirouse, V., Swick, L. L., Kazgan, N., St Johnston, D., Brenman, J. E. LKB1 and AMPK maintain epithelial cell polarity under energetic stress. J Cell Biol. 177, 387-392 (2007).
- Brent, J., Werner, K., McCabe, B. D. Drosophila Larval NMJ Immunohistochemistry. J. Vis. Exp. 25, e1108-e1108 (2009).
- Brand, A. H., Perrimon, N. Targeted gene expression as a means of altering cell fates and generating dominant phenotypes. Development. 118, 401-415 (1993).
- Sugimura, K. Distinct developmental modes and lesion-induced reactions of dendrites of two classes of Drosophila sensory neurons. J Neurosci. 23, 3752-3760 (2003).
- Zito, K., Parnas, D., Fetter, R. D., Isacoff, E. Y., Goodman, C. S. Watching a synapse grow: noninvasive confocal imaging of synaptic growth in Drosophila. Neuron. 22, 719-729 (1999).
- Landgraf, M., Sanchez-Soriano, N., Technau, G. M., Urban, J., Prokop, A. Charting the Drosophila neuropile: a strategy for the standardised characterisation of genetically amenable neurites. Dev Biol. 260, 207-225 (2003).
