Summary
13 C-marquage isotopique est une technique utile pour déterminer le métabolisme de la cellule centrale pour divers types de microorganismes. Après les cellules ont été cultivées sur un substrat spécifique marqué, GC-MS de mesure peut révéler des voies métaboliques fonctionnelles basées sur les modèles d'étiquetage unique dans protéinogènes acides aminés.
Abstract
Les microbes ont des voies métaboliques complexes qui peuvent être étudiés en utilisant des méthodes de biochimie et fonctionnelles en génomique. Une technique important d'examiner le métabolisme des cellules centrales et de découvrir de nouvelles enzymes est de 13 C-analyse assistée par le métabolisme 1. Cette technique est basée sur le marquage isotopique, par lequel les microbes sont nourris avec un substrats C 13 étiquetés. En retraçant les chemins de transition entre les atomes de métabolites dans le réseau biochimique, nous pouvons déterminer les voies fonctionnelles et découvrir de nouvelles enzymes.
Comme une méthode complémentaire à la transcriptomique et la protéomique, les approches de isotopomère analyse assistée par des voies métaboliques contiennent trois grandes étapes 2. Tout d'abord, nous faisons pousser des cellules avec des substrats étiquetés C 13. Dans cette étape, la composition du milieu et la sélection des substrats marqués sont deux facteurs clés. Pour éviter les bruits de mesure à partir de carbone non-étiquetées dans les suppléments nutritifs, Un milieu minimal avec une seule source de carbone est nécessaire. En outre, le choix d'un substrat marqué est basé sur l'efficacité avec laquelle il élucider la voie en cours d'analyse. Parce que de nouvelles enzymes impliquent souvent la stéréochimie réaction différente ou des produits intermédiaires, en général, substrats carbonés individuellement étiquetés sont plus informatifs pour la détection de nouvelles voies que celles marqué uniformément pour la détection de trois nouvelles voies, 4. Deuxièmement, nous analysons les modèles d'étiquetage aminés acides par GC -SM. Les acides aminés sont abondants dans les protéines et peuvent ainsi être obtenus par hydrolyse de la biomasse. Les acides aminés peuvent être dérivés par la N-(tert-butyldiméthylsilyl)-N-methyltrifluoroacetamide (TBDMS) avant la séparation GC. TBDMS dérivés des acides aminés peuvent être fragmentés par MS et aboutir à des tableaux différents de fragments. Basé sur la masse à charge (m / z) Le ratio des fragmentée et non fragmentés d'acides aminés, on peut en déduire les motifs possibles de l'étiquette centrale métabolites qui sontprécurseurs des acides aminés. Troisièmement, nous traçons les transitions de carbone 13C dans les voies proposées et, sur la base de données isotopomère, confirmer si ces voies sont deux actifs. Mesure des acides aminés fournit des informations de marquage isotopique environ huit métabolites précurseur crucial dans le métabolisme central. Ces nœuds métaboliques clés peuvent refléter les fonctions des associés voies centrales.
13 Analyse du métabolisme C-assistés par l'intermédiaire protéinogènes acides aminés peuvent être largement utilisés pour la caractérisation fonctionnelle du métabolisme microbien mal caractérisé 1. Dans ce protocole, nous allons utiliser Cyanothece 51142 que la souche modèle pour démontrer l'utilisation de substrats de carbone marqué pour la découverte de nouvelles fonctions enzymatiques.
Protocol
1. La culture cellulaire (figure 1)
- Cultiver des cellules dans un milieu minimal avec des oligo-éléments, sels, vitamines, et les substrats de carbone spécifiquement étiquetés qui sont les meilleurs pour enquête voie. Utilisez soit des flacons secouant ou bioréacteurs pour la culture cellulaire. Nutriments organiques, tels que l'extrait de levure, peuvent interférer avec la mesure de l'étiquetage des acides aminés et ne peuvent donc pas être présents dans le milieu de culture.
- Surveiller la croissance cellulaire par la densité optique de la culture à une longueur d'onde optimale (par exemple, OD 730 pour Cyanothece 51142) avec un spectrophotomètre UV / VIS.
- Les cellules peuvent d'abord être cultivées dans un milieu non-étiquetés. Les cellules du Moyen-log phase de croissance sont à utiliser de préférence pour l'inoculation (3% (v / v) par rapport inoculation volume) de la moyenne étiquetés. La culture doit être étiqueté sous-cultivé (3% Ratio d'inoculation v / v) dans le même milieu étiquetés pour éviter l'introduction de la non-étiquetés de carbone de l'inoculum initial.
- Récolte des sous-cultures de cellules (10 mL) en phase de croissance moyenne log par centrifugation (10 min, 8000 xg).
- Reprendre le culot dans 1,5 ml de HCl 6M et le transférer sur un verre clair, vis-dessus du flacon GC. Cap les flacons et les placer dans un four à 100 ° C pendant 24 heures pour hydrolyser les protéines en acides aminés de la biomasse. L'hydrolyse de la biomasse granulés peuvent produire 16 des 20 acides aminés communs (figure 2) 5. La cystéine et le tryptophane sont dégradées, et la glutamine et l'asparagine sont convertis au glutamate et d'aspartate, respectivement.
- Centrifuger la solution d'acide aminé à 20 000 × g pendant 5 min à l'aide de 2 ml tubes Eppendorf, et de transférer les surnageants de nouveaux flacons GC. Cette étape élimine les particules solides dans la solution d'hydrolyse.
- Retirez le couvercle flacon GC et sécher les échantillons complètement sous un courant d'air en utilisant un Thermo Scientific Reacti-Vap évaporateur (note: un lyophilisateur peut également être utilisé to échantillons secs). Cette étape peut être fait durant la nuit.
3. Dérivatisation des acides aminés et GC-MS des conditions
L'analyse des acides aminés ou chargé / hautement métabolites polaires par CG exige que ces métabolites être dérivé, de sorte que les acides aminés sont volatils et peuvent être séparés par chromatographie en phase gazeuse 2.
- Dissoudre les échantillons séchés avec 150 pi de tétrahydrofuranne (THF) et 150 pi de N-(tert-butyldiméthylsilyl)-N-methyltrifluoroacetamide réactif de dérivatisation.
- Incuber tous les échantillons dans un four ou un bain d'eau entre 65 et 80 ° C pendant 1 heure. Vortex occasionnellement pour s'assurer les métabolites dans le flacon sont dissous.
- Centrifuger les échantillons à 20 000 × g pendant 10 min, puis transférer le surnageant dans de nouveaux flacons GC. Le surnageant doit être une solution claire et jaunâtre. En raison de la saturation des détecteurs, la précision de mesure GC-MS peut être affectée par la haute concentration d'injecter TBDMS dérivés des acides aminés (ces échantillons montre souvent de couleur brun foncé), par conséquent, nous devrions diluer ces échantillons en utilisant du THF avant la GC-MS de mesure 6.
- Analyser les échantillons par GC-MS (utiliser une division de 1:5 ou de 1:10 injection de volume, 1 = pl, gaz vecteur hélium = 1,2 mL / min). Utilisez le programme de température suivant GC: maintenir à 150 ° C pendant 2 minutes, d'augmenter de 3 ° C par minute à 280 ° C, augmenter à 20 ° C par minute à 300 ° C, puis maintenez pendant 5 minutes. Délai solvant peut être défini comme ~ 5 min (pour une colonne de 30 mètres de GC). La gamme de rapport masse sur charge (m / z) dans la SEP peut être réglée entre 60 et 500.
4. GC-MS analyse des données
- TBDMS de mesure dérivés d'acides aminés peuvent également être touchés par la discrimination isotopique dans la séparation GC. Isotopes légers déplacer légèrement plus rapide que soulèvent les isotopes dans la colonne GC. Afin de réduire les biais de mesure potentiel, nous pouvons en moyenne le spectre de masse de l'ensembleaminés large pic de l'acide 6
- Le GC et MS spectres de métabolites dérivés TBDMS ont été signalés avant le 7. Le temps de rétention GC et l'unique m / z des pics pour chaque acide aminé sont illustrés dans la Figure 3.
- Dérivatisation des acides aminés ou des métabolites centrale introduit d'importantes quantités d'isotopes naturels étiquetés, y compris 13 C (1,13%), 18 O (0,20%), 29 Si (4,70%), et 30 Si (3,09%). Le bruit de mesure des isotopes naturels dans le spectre de masse isotopomère premières peut être corrigé en utilisant le logiciel publié 5, 8. Les données finales de marquage isotopique sont déclarés en fractions de masse, par exemple, M 0, M 1, M 2, M 3 et M 4 (représentant des fragments contenant zéro à quatre carbones 13 C étiquetés).
- Mesure des acides aminés peut fournir des informations de marquage isotopique environ huit métabolites précurseur cruciale: 2-oxo-glutarmangé, 3-P-glycérate, l'acétyl-CoA, érythrose-4-P, l'oxaloacétate, phosphoénolpyruvate, du pyruvate et le ribose-5-P. Les schémas d'étiquetage de ces métabolites peuvent être utilisées pour identifier plusieurs voies métaboliques centrales (figure 2) 9. Le résultat des expériences d'étiquetage peut être confirmée en utilisant des méthodes de biochimie d'autres (par exemple, la RT-PCR).
5. L'analyse des voies à l'aide de données étiquetées acide aminé
En examinant seulement quelques acides aminés clés produite à partir de 13 bien conçu expériences de traçage C, nous pouvons révéler plusieurs voies uniques ou des activités enzymatiques sans effectuer une analyse du flux sophistiqués 13 C-métabolique du métabolisme central entier.
- Entner-Doudoroff voie: [1 - 13 C] glucose peut être utilisé comme source de carbone. Si la voie est active, l'étiquetage sérine sera sensiblement inférieur à l'étiquetage de l'alanine 10.
- Ramifiée cycle de Krebs: [1 - 13 C]pyruvate peut être utilisé comme source de carbone. Si le cycle de Krebs est cassé, l'aspartate peut être marqué par deux carbones, tandis que le glutamate est étiqueté avec un seul carbone 11, 12.
- Fixation du CO2 par Calvin-Benson-Bassham cycle dans un métabolisme mixotrophes: non étiquetés CO 2 et substrats marqués au carbone sont tous deux utilisés comme sources de carbone. Si le cycle de Calvin est fonctionnel, la sérine et l'histidine étiquetage sera considérablement diluée, comparé à d'autres acides aminés. Une telle méthode permet de déterminer le CO 2 relativement fixation lorsque les sources de carbone organique sont présents dans les 13 moyennes.
- Oxydatif voie des pentoses phosphates: [1 - 13 C] glucose peut être utilisé comme source de carbone. Si la voie est active, l'alanine non étiqueté sera> 50% 12.
- Anaplerotic voie (par exemple, le PEP + CO oxaloacétate A 2): 13 CO 2 et non étiquetés de carbone substrats (par exemple, la glycérine, pyruvate) peut être utilisé comme source de carbone. Si la voie est active, l'étiquetage aspartate sera considérablement enrichi, en comparant à l'alanine et la sérine 13.
- Re citrate synthase: [1 - 13 C] pyruvate peut être utilisé comme source de carbone. Si l'enzyme est active, le glutamate est étiqueté en β-carboxyle du groupe 3, 4.
- Voie Citramalate: [1 - 13 C] pyruvate [2 - 13 C] glycérol, ou [1 - 13 C] acétate peut être utilisé comme source de carbone. Si la voie est active, les montants étiquetage leucine et l'isoleucine sont identiques 14.
- Serine-isocitrate lyase cycle de: [1 - 13 C] pyruvate ou [1 - 13 C] lactate peut être utilisé comme source de carbone. Si la voie est active, le carbone troisième position dans la sérine seront étiquetés 15.
- L'utilisation des nutriments (par exemple, acides aminés exogènes): un milieu de culture avec des substrats carbonés dûment étiquetés et non étiquetés acides aminéspeuvent être utilisés. Si les cellules de manière sélective utilisent ces nutriments complétées non étiquetés, nous allons voir une dilution significative étiquetage de ces acides aminés dans la biomasse. Cette méthode peut être utilisée pour étudier ce qui suppléments nutritifs sont préférés par la cellule 16.
6. Les résultats représentatifs
Des études récentes ont relancé la bioénergie intérêt dans l'utilisation de microorganismes phototrophes roman pour la production de bioénergie et de captage du CO 2. Dans les dernières années, un assez grand nombre 13C-métabolisme des analyses, y compris les analyses avancées de flux métaboliques 13C (13C-AMF), ont été appliquées pour enquêter sur les métabolismes central dans les bactéries phototrophes, car la connaissance biochimique des voies métaboliques central n'est pas bien fondée dans ces organismes non-modèles 10, 11, 17-20. Ici, nous présentons un exemple de la découverte d'une voie de remplacement dans l'isoleucine Cyanothece 51142 21. Cyanothece 51142 ne contient pas les enzymes (EC 4.3.1.19, la thréonine ammonia-lyase), qui catalyse la conversion de la thréonine à 2-cétobutyrate dans la voie de synthèse de l'isoleucine typique. Pour résoudre la voie isoleucine, nous grandissons Cyanothece 51142 (20 ml) en moyenne 22 ASP2 avec 54 mM de glycérol (2-13C,> 98%). Cyanothece 51142 utilise 2 e position du glycérol étiquetés comme source de carbone principale. Nous observons que la thréonine et alanine ont une étiquette carbone, tandis que l'isoleucine est étiqueté avec trois carbones. Par conséquent, la synthèse dans Cyanothece 51142 ne peut pas être dérivée de la route thréonine employé par la plupart des organismes (figure 4). D'autre part, la leucine et l'isoleucine ont des modes d'étiquetage identique, basé sur des fragments (M-15) + et de fragment (M-159) +. Par exemple, les données isotopomère de [M-15] + (contenant des acides aminés non fragmentés) montrent étiquetage identique pour la leucine (M0 = 0,01, M1 = 0,03, = 0,21 M2, M3 = 00,69) et l'isoleucine (M0 = 0,01, M1 = 0,03, = 0,24 M2, M3 = 0,67). Ainsi leucine et l'isoleucine doivent être synthétisés à partir des mêmes précurseurs (à savoir, le pyruvate et l'acétyl-CoA). Cette observation est cohérente avec la transition de carbone marqué dans la voie de synthèse citramalate isoleucine. Pour confirmer cette voie, on recherche le génome commun de bases de données Institut et de trouver la présence d'une synthase citramalate Cima (cce_0248) dans Cyanothece.
Figure 1. Le 13 C-assistés étapes analyse des voies.
Figure 2. Les acides aminés utilisés pour acquérir le modèle d'étiquetage de leurs précurseurs métaboliques. L'APECA, l'acétyl-CoA; AKG, α-cétoglutarate; C5P, le ribose 5-phosphate; CIT, le citrate; E4P, érythrose 4-phosphate; G6P, glucose-6-phosphate; OAA, oxaloacétate; PEP, phosphoénolpyruvate; PGA, la 3-phosphoglycérate; PYR, pyruvate.
Figure 3. Pics CG pour 16 acides aminés. TBDMS dérivés des acides aminés sont fissurés par MS en deux fragments: (M-57) +, contenant l'acide aminé ensemble, et (M-159) +, ce qui manque au groupe α carboxyle de l'acide aminé. Pour la leucine et l'isoleucine, la + (M-57) a été recouverte par d'autres pics de masse. Nous vous suggérons d'utiliser fragment (M-15) + d'analyser le marquage des acides aminés ensemble. Le groupe (F302) + est détecté dans la plupart des acides aminés, qui ne contient que le premier (α-carboxyle du groupe) et les carbones secondes dans une épine dorsale d'acide aminé. Parce que ce pic MS a souvent élevé de bruit-signal ratios (F302) + n'est pas recommandé pour l'analyse quantitative des flux métaboliques 7.
igure 4 "/>
Figure 4. Étiquetage des transitions dans les voies de l'isoleucine en Cyanothece 51142 (modifié d'après notre précédent article) 21.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Ce protocole consiste à alimenter la cellule avec un substrat marqué et mesurer les tendances résultant de marquage isotopique dans les acides aminés via la GC-MS. Depuis de données MS (m / z ratios) donner juste la quantité globale de l'étiquetage des ions MS, nous avons à évaluer les distributions isotopomère d'acides aminés en examinant les rapports m / z de deux non fragmentés (M-57) + et fragmenté des acides aminés (ie, (M-159) + et (F302) +). Par ailleurs, nous pouvons effectuer des cultures de cellules de plusieurs avec un milieu chimiquement identiques, mais les substrats qui ont des motifs différents étiquetage (1ère position étiquetés, étiquetés 2 e position, etc.) L'information sur l'étiquetage au sujet des métabolites de ces expériences peuvent être intégrées à décoder les itinéraires réels de transition de carbone à travers les voies métaboliques centrales.
Pour l'analyse des voies, le choix d'un substrat marqué est important. En général, les substrats carbonés individuellement étiquetés sont EASIER à utiliser pour tracer le destin du carbone marqué quand 13 C percole à travers des voies centrales, tout en multi-substrats de carbone marqué au carbone peuvent confondre le traçage. En outre, seules des substrats étiquetés sont plus informatifs pour élucider les structures molécule unique en métabolites que les substrats marqué uniformément. 4 Par exemple, la citrate synthase (Re)-type montre la stéréochimie réaction différente de la citrate synthase normale, et provoque ainsi le citrate d'avoir différents chiralité moléculaire . D'autre part, les substrats sont différents dans leur aptitude à détecter leurs voies associées. Le glucose est le meilleur pour la détection du rapport de division entre les voies de la glycolyse et des pentoses phosphates, tandis que le pyruvate ou l'acétate sont les meilleurs pour analyser le cycle de Krebs et de certaines voies d'acide aminé. Par conséquent, il est nécessaire d'utiliser différents substrats pour enquêter sur la situation globale des métabolismes cellulaires.
13 C-isotopesl'étiquetage est une technique utile pour déterminer les voies fonctionnelles chez les microorganismes. Cependant, cette technique a plusieurs limites. D'abord, il est adapté seulement pour l'analyse du métabolisme du carbone en utilisant des substrats organiques, comme il ne peut pas résoudre directement le métabolisme dans les métabolismes autotrophes si le CO 2 est utilisé comme seule source de carbone. Cultures autotrophes utilisant le CO 2 étiqueter tous les acides aminés dans la même mesure que l'entrée 12 de CO 2 / 13 mélange de CO 2 23. Cela rend l'analyse des voies difficiles, comme l'analyse du métabolisme doit être inférée à partir d'un réarrangement d'atomes de carbone C 13 en métabolites par les différentes voies métaboliques. Deuxièmement, ce document présente les résultats qualitatifs uniquement une distinction entre «actifs» et «non actif» des voies. La quantification précise du métabolisme nécessite une approche de modélisation sophistiquées (par exemple,
Enfin, un nombre croissant de séquences du génome des espèces microbiennes non-modèle sont publiés chaque année. Cependant, la caractérisation fonctionnelle de ces espèces est restée loin derrière le rythme de séquençage génomique. 13 C-étiquetage approches peuvent jouer un rôle important dans la confirmation et la découverte des voies métaboliques dans de nombreux organismes non-modèles. Par ailleurs, l'information sur l'étiquetage peut être intégrée à la modélisation du métabolisme (13 C-MFA) à des flux de carbone absolu en décrypter les micro-organismes 25. Par conséquent, cette technique peut être largement utilisé dans l'analyse des systèmes biologiques liées aux biocarburants, écololes applications iCal et médicaux.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Pas de conflits d'intérêt déclarés.
Acknowledgments
Cette étude a été soutenue par une carrière NSF Grant (MCB0954016) et une subvention de recherche du DOE des bioénergies (DEFG0208ER64694).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| TBDMS | Sigma-Aldrich | 19915 | - |
| THF | Sigma-Aldrich | 34865 | - |
| Labeled carbon substrate | Cambridge Isotope Laboratories | Depend on the experimental requirement | Website: http://www.isotope.com |
| Gas chromatograph | Agilent Technologies | Hewlett-Packard, model 7890A | - |
| GC Columns | J&W Scientific | DB5 (30m) | - |
| Mass spectrometer | Agilent Technologies | 5975C | - |
| Reacti-Vap Evaporator | Thermo Fisher Scientific, Inc. | TS-18825 | For drying amino acid samples |
References
- Zamboni, N., Sauer, U. Novel biological insights through metabolomics and 13C-flux analysis. Curr. Opin. Microbiol. 12, 553-558 (2009).
- Tang, Y. J. Advances in analysis of microbial metabolic fluxes via 13C isotopic labeling. Mass. Spectrom. Rev. 28, 362-375 (2009).
- Tang, Y. J. Investigation of carbon metabolism in Dehalococcoides ethenogenes strain 195 via isotopic and transcriptomic analysisa. J. Bacteriol. 191, 5224-5231 (2009).
- Tang, Y. J. Pathway confirmation and flux analysis of central metabolic pathways in Desulfovibrio vulgaris Hildenborough using GC-MS and FT-ICR mass spectrometry. Journal of Bacteriology. 189, 940-949 (2007).
- Dauner, M., Sauer, U. GC-MS analysis of amino acids rapidly provides rich information for isotopomer balancing. Biotechnology Progress. 16, 642-649 (2000).
- Wittmann, C.
- Antoniewicz, M. R., Kelleher, J. K., Stephanopoulos, G. Accurate assessment of amino acid mass isotopomer distributions for metabolic flux analysis. Anal. Chem. 79, 7554-7559 (2007).
- Wahl, S. A., Dauner, M., Wiechert, W. New tools for mass isotopomer data evaluation in 13C flux analysis: mass isotope correction, data consistency checking, and precursor relationships. Biotechnology and Bioengineering. 85, 259-268 (2004).
- Shaikh, A., Tang, Y. J., Mukhopadhyay, A., Keasling, J. D. Isotopomer distributions in amino acids from a highly expressed protein as a proxy for those from total protein. Analytical Chemistry. 80, 886-890 (2008).
- Tang, K. -H., Feng, X., Tang, Y. J., Blankenship, R. E. Carbohydrate metabolism and carbon fixation in Roseobacter denitrificans OCh114. PLoS One. 4, e7233-e7233 (2009).
- Tang, K. -H. Carbon flow of Heliobacterium modesticaldum is more related to Firmicutes than to the green sulfur bacteria. J. Biol. Chem. 285, 35104-35112 (2010).
- Feng, X. Characterization of the Central Metabolic Pathways in Thermoanaerobacter sp. X514 via Isotopomer-Assisted Metabolite Analysis. Appl. Environ. Microbiol. 75, 5001-5008 (2009).
- Feng, X. Mixotrophic and photoheterotrophic metabolisms in Cyanothece sp. ATCC 51142 under continuous light. Microbiology. 156, 2566-2574 (2010).
- Tang, Y. J. Flux analysis of central metabolic pathways in Geobacter metallireducens during reduction of soluble Fe(III)-NTA. Appl. Environ. Microbiol. 73, 3859-3864 (2007).
- Tang, Y. J., Meadows, A. L., Kirby, J., Keasling, J. D. Anaerobic central metabolic pathways in Shewanella oneidensis MR-1 reinterpreted in the light of isotopic metabolite labeling. Journal of Bacteriology. 189, 894-901 (2007).
- Zhuang, W. Q. Selective utilization of exogenous amino acids by Dehalococcoides ethenogenes strain 195 and the enhancement resulted to dechloronation activity. Appl. Environ. Microbiol. , Forthcoming (2011).
- Feng, X., Tang, K. -H., Blankenship, R. E., Tang, Y. J. Metabolic flux analysis of the mixotrophic metabolisms in the green sulfur bacterium Chlorobaculum tepidum. J. Biol. Chem. 285, 35104-35112 (2010).
- McKinlay, J. B., Harwood, C. S. Carbon dioxide fixation as a central redox cofactor recycling mechanism in bacteria. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 107, (2010).
- McKinlay, J. B., Harwood, C. S. Calvin cycle flux, pathway constraints, and substrate oxidation state together determine the H2 biofuel yield in photoheterotrophic bacteria. MBio. 2, (2011).
- Erb, T. J. Synthesis of C5-dicarboxylic acids from C2-units involving crotonyl-CoA carboxylase/reductase: The ethylmalonyl-CoA pathway. PNAS. 104, 10631-10636 (2007).
- Wu, B. Alternative isoleucine synthesis pathway in cyanobacterial species. Microbiology. 156, 596-602 (2010).
- Reddy, K. J., Haskell, J. B., Sherman, D. M., Sherman, L. A. Unicellular, aerobic nitrogen-ï¬xing cyanobacteria of the genus Cyanothece. J. Bacteriol. 175, 1284-1292 (1993).
- Shastri, A. A., Morgan, J. A. A transient isotopic labeling methodology for 13C metabolic flux analysis of photoautotrophic microorganisms. Phytochemistry. 68, 2302-2312 (2007).
- Tang, Y. J. Invariability of central metabolic flux distribution in Shewanella oneidensis MR-1 under environmental or genetic perturbations. Biotechnol Prog. 25, 1254-1259 (2009).
- Zamboni, N., Fendt, S. M., Ruhl, M., Sauer, U.
