Summary
Análisis de la función de las células ciliadas vestibulares se complica por su ubicación en lo profundo de la parte más dura del cráneo, hueso temporal pétreo. La mayoría de los estudios de células pilosas funcionales han utilizado intensamente células ciliadas aislados. A continuación se describe una preparación semi-intacta de ratón epitelio vestibular para estudios electrofisiológicos y de microscopía de dos fotones.
Abstract
Comprensión de las células ciliadas vestibulares funcionan en condiciones normales, o cómo el trauma, la enfermedad y el envejecimiento interrumpir esta función es un paso vital en el desarrollo de enfoques preventivos y / o nuevas estrategias terapéuticas. Sin embargo, la mayoría de los estudios en busca de la función vestibular anormal no han sido a nivel celular pero centrado principalmente en ensayos de comportamiento de la disfunción vestibular, tales como los análisis de la marcha y el rendimiento reflejo vestíbulo-ocular. Si bien este trabajo ha dado información valiosa sobre lo que sucede cuando las cosas van mal, hay poca información obtenida sobre las causas subyacentes de la disfunción. De los estudios que se centran en los procesos celulares y subcelulares que subyacen a la función vestibular, la mayoría han confiado en forma aguda las células ciliadas aislados, desprovistos de sus conexiones sinápticas y el entorno celular de soporte. Por lo tanto, un importante reto técnico ha sido el acceso a las células ciliadas vestibulares exquisitamente sensibles en una preparaciónración que está menos perturbado, fisiológicamente. Aquí se demuestra una preparación semi-intacta del ratón epitelio sensorial vestibular que conserva el micro-entorno local, incluyendo las células ciliadas / complejos aferentes primarias.
Introduction
A pesar de la importante contribución del sistema vestibular en nuestra vida diaria, una clara comprensión de los procesos responsables de la disminución observada en la función vestibular con la edad, siendo difícil de alcanzar. Una razón para esta falta de conocimiento es que la disminución de la función vestibular ha sido casi exclusivamente explorado el uso de ensayos de comportamiento, incluyendo el reflejo vestíbulo-ocular (VOR), un indicador preciso de la función vestibular extrínseca, pero proporciona información limitada sobre los cambios de los componentes intrínsecos . Esto es un obstáculo importante para nuestra comprensión de la función de las células ciliadas vestibulares en la salud, la enfermedad o el envejecimiento.
Aunque ha habido muchos estudios sobre las células ciliadas vestibulares individuales, una deficiencia importante ha sido la dependencia de las preparaciones de células de cabello agudos, en los que las células capilares y terminales aferentes incluso cáliz son retirados de su ambiente normal mediante tratamiento mecánico y / o enzimática. Tal enfoques inevitablea perturbar el delicado microarquitectura entre las células ciliadas y del cáliz, y el pelo de células y células de apoyo. Con el desarrollo de preparaciones semi-intacta 1-5, y un ratón aislado preparación laberinto 6, ahora existe la oportunidad de estudiar las distintas formas de comunicación sináptica en condiciones que se parecen más a los de vivo. En efecto, Lim et al. (2011) mostró marcadas diferencias en las corrientes de células enteras grabadas de tipo agudo aislado células ciliadas vestibulares I en comparación con aquellos que permanecieron incrustados dentro del neuroepitelio. Específicamente, se cree potasio a acumularse en el espacio intercelular, entre la célula de pelo y cáliz aferente, y altera significativamente la respuesta de la célula de pelo 7. Este tipo de información sería imposible de obtener sin la preparación semi-intacta del epitelio sensorial vestibular se describe aquí. Se demuestra la preparación semi-intacta del ratón crista 3, Y muestran resultados representativos obtenidos de parche de células enteras de electrofisiología y de imágenes de calcio de dos fotones.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. Animales
- Los ratones se obtuvieron del Centro de roedores Australiano (ARC, Perth, Australia) y se mantuvieron en la Universidad de Sydney Bosch Animalario en un ciclo de luz / oscuridad de 12 horas normal con enriquecimiento ambiental. Todos los experimentos descritos fueron aprobados por la Universidad de Sydney Comité de Ética Animal.
- Ratones machos y hembras (C57/Bl6) se utilizaron para todos los experimentos ya que esta cepa se utiliza comúnmente como el fondo para la manipulación genética, y pueden considerarse equivalentes a wildtype 8-9.
2. Preparación del tejido
- Preparar 300 ml de un fluido artificial basado en glicerol cefalorraquídeo (ACSF) formado por (en mM): 26 NaHCO3, 11 de glucosa, 250 glicerol, 2,5 KCl, 1,2 NaH 2 PO 4, 1,2 MgCl2, CaCl2 y 2.5. Antes de la adición de CaCl2, gas de la solución con carbógeno (95% de O2 y 5% de CO 2) para establecer APH de 7,4 y evitar la precipitación de calcio (nubosidad). Congelar la solución en un congelador a -80 ° C durante 45 min de manera que se forma una suspensión de hielo.
- Profundamente anestesiar a los ratones con ketamina (100 mg / kg) (Parnell, Alejandría, Australia) a través de una inyección intra-peritoneal.
- Una vez reflejos pizca extremidades posteriores son ratones decapitar ausentes utilizando tijeras afiladas de acero inoxidable y hacer una incisión sagital con una hoja de afeitar (redondeado # 22) para exponer el cráneo. En este punto ya lo largo de los pasos 02.03 a 02.08 de la bóveda craneal, cerebro y aparato vestibular subyacente debe mantenerse lo más fresco posible por la aplicación regular de ACSF helada sobre el tejido.
- Usando el brazo puntas de las tijeras del dibujo estándar (FST, North Vancouver, Canadá) hacer una pequeña incisión en el cráneo en Lambda y se corta a lo largo de la sutura sagital. Asegúrese de que el cerebro no se "arrastrado" por la cuchilla de cizalla durante este paso.
- Retire con cuidado los huesos parietales de distancia lateral y el hueso occipital posteriorly con baja curva pearson gubia (FST).
- Una pequeña espátula de acero inoxidable se utiliza a continuación para levantar suavemente el cerebro de la superficie de la fosa craneal media y posterior, y el nervio vestibulocochlea expuesta (CNVIII) cortada a medio camino entre el oído interno y el tronco cerebral con un par de tijeras iris finas. Cortar este nervio minimiza la tensión indebida en los axones de las fibras aferentes primarias y sus conexiones con las células ciliadas.
- Después de la sección transversal del CN VIII del cerebro se elimina en su totalidad.
- El laberinto vestibular es ahora claramente visible en la fosa craneal media, con la cóclea apunta anteromedialmente. Pinzas gubias de cada lado de la laberinto vestibular antes de la escisión suavemente agarrando el canal semicircular anterior y tirando lateralmente.
- Sumerja los laberintos extirpados (Figura 1) en un plato de disección que contiene la ACSF helada, gaseado continuo descrito en la sección 2.1. Bajo un microscopio estereoscópico, mantenga el laberinto dela base del plato de agarre por la cóclea. Utilice unas pinzas finas para rascarse lejos en el hueso que cubre la ampolla del canal semicircular anterior. Una vez que se consigue un pequeño agujero en el hueso comenzar a chasquear el hueso fuera de la ampolla. Se debe tener cuidado de no empujar la pinza a través del hueso ya que esto puede causar daños en el laberinto membranoso subyacente y el epitelio sensorial. Continúe con este procedimiento hasta tanto el anterior y los conductos semicirculares membranosos horizontales adyacentes y ampollas están expuestos (Figura 2).
Figura 1. El aislado del ratón laberinto vestibular. A. El panel izquierdo) Representación esquemática de los aislados del ratón laberinto vestibular. Los puntos importantes de referencia para acceder al epitelio sensorial vestibular, la cóclea, anterior y horizontal canales semicirculares son de laboratorioeLED. Los asteriscos indican la ampolla del canal semicircular que contiene el epitelio sensorial vestibular. B. Panel de la derecha) Fotomicrografía de la laberinto vestibular aislado de un ratón de 1 mes de edad.
Figura 2. Exposición del laberinto vestibular membranoso. El hueso que recubre la ampolla del canal semicircular anterior y horizontal han sido rayado para revelar las ampollas membranosas negro / marrón con manchas y los nervios ampulares asociados (CNVIII). El esquemática en el panel inferior representa las estructuras en la región resaltada de la microfotografía y muestra la relación de los conductos del conducto semicircular a las ampollas y CNVIII.
- Con unas pinzas finas, levante suavemente las ampollas y utrículo asociado lejos del laberinto óseo, asegurando que la región central de las ampollas (contanando el epitelio sensorial) no está dañado. En algunos casos, la parte proximal del conducto semicircular membranosa puede ser necesario cortar con unas tijeras iris para liberar las ampollas de la médula.
- Transferir la tríada que contiene los dos ampollas y utrículo en una placa de Petri llena de L-15 de Leibovitz medio de cultivo (Sigma-Aldrich, St Louis, MO). Use una fibra óptica para "backlight" el tejido. Esto permite una visualización clara de la cresta que contiene el epitelio sensorial dentro de las ampollas.
- Con cuidado de una incisión en el "techo" moteado del utrículo con las finas tijeras iris. Continuar esta incisión a través del techo de la anterior y a continuación, las ampollas horizontal. Hacer la incisión lo más cerca posible del borde del epitelio sensorial como sea posible sin contacto con él (Figura 3A). Asegúrese de que no queden trozos de membrana que recubre el epitelio sensorial (Figura 3B)
- Transferir la preparación intacta semi aislado de una pequeña glascámara de registro s de fondo lleno de L-15 medios de comunicación. Pesar abajo de la preparación utilizando una rejilla de fibras de nylon finas fijadas a un alambre de platino en forma de U aplanada (Figura 3B). Idealmente, las fibras de la red no deben superponerse el epitelio sensorial, sin embargo, en algunos casos donde se requiere una mayor estabilidad, una sola fibra transección del epitelio sensorial tal vez preferido.
Figura 3. El aislado preparación semi-intacta del epitelio. A. Representación esquemática sensorial vestibular de la preparación semi-intacta y configuración de los electrodos. La ampolla que cubre la cresta ha sido "de-techo" para exponer la superficie del epitelio sensorial (verde). B. Microfotografía de la semi-intacta preparación "tríada" que muestra el anterior (ac) y horizontal (hc) crista (utrículo oscurecido serhind ac). Tenga en cuenta la fibra de nylon utilizado para asegurar la preparación de la base de la cámara de registro. Barra de escala:. 100 micras C. Un electrodo de registro colocado en una celda de pelo vestibular individual. Barra de escala: 15 m.
3. Electrofisiología
- Perfundir la preparación semi-intacta con oxigenada continuamente medio L-15. Los medios de comunicación contiene un indicador de pH (rojo de fenol) y el color del medio deben ser controlados a través de las grabaciones. El pH con el oxígeno debe ser 7.3 a 7.4 y corresponden a un color rojo.
- Preparar las pipetas de registro de 1,5 mm (1,19 mm ID) de vidrio de borosilicato usando un protocolo de dos pasos (paso de calentamiento 1: 72, y el paso de calor 2: 50) en un extractor de micropipeta (Narishige, Japón, modelo PP-830) para lograr una impedancia de final 3-4 mW.
- Llenar el vástago de la pipeta con 3-4 mm de potasio solución interna con base de fluoruro que contiene (en mM) 110 KF, KCl 12, 27 KOH, 1 NaCl, 10 HEPES, 10 EGTA, 1,8 MgCl 2,3 D-glucosa, 2 y Na-ATP, pH 7,4 con KOH.
- Envolver el vástago de la pipeta 2-3 veces y lo más abajo de la punta como sea posible con una tira delgada de parafina para aislar el electrodo y reducir la capacitancia pipeta.
- Coloque la pipeta en el epitelio sensorial bajo aumento de potencia (5X) en un microscopio vertical (Olympus BX51). Cambie a alta potencia (40X) y visualizar las células ciliadas vestibulares individuales con una cámara CCD adjunta.
- Posición pipeta sobre la membrana de una célula de pelo visualizaron (Figura 3C) usando un micromanipulador (Sutter Instruments, California, EE.UU.). Una vez que se logra un sellado gigaohmio, la ruptura de la membrana celular con una pequeña cantidad de presión negativa aplicada a través de un puerto de succión en el soporte de pipeta.
- Realiza grabaciones de fijación de voltaje de células enteras utilizando técnicas estándar 8-9.
4. Dos fotones Microscopía
- Preparar una solución salina al 0,9% que contiene 5 mM de Oregon Green488 BAPTA-1 (OGB-1; sal hexapotassium; Invitrogen, Alemania).
- Aunque todavía sumergido, coloque el "de-techo" preparación tríada semi-intacta en un pequeño trozo de papel de filtro (4x4 mm, 0,8 m de espesor; Millipore, Alemania) asegurarse de que el epitelio sensorial está obstruida desde arriba.
- Transferir el papel de filtro y la preparación sobre el electrodo de platino base de solución salina cubierta (7 l) de un electroporador que consiste en la combinación de un generador de impulsos y un amplificador de banda ancha, y la cubierta con un 5 l de solución 5 mM de calcio sintético colorante indicador de Oregon Green 488 BAPTA-1 (Figura 4).
La Figura 4. Electroporación granel. A. esquemática en sección transversal de configuración que muestra la electroporación. La preparación semi-intacta (*) se coloca en un trozo de papel de filtro sumergido en dy calcioe (Oregon Green 488 BAPTA-1) y la corriente aplicada entre 2 electrodos de platino. Adaptado de Briggman y Euler, 2011 10.
- Traer la parte superior paralelo electrodo de platino con el electrodo de base a una distancia de aproximadamente 2 mm, teniendo cuidado de no perturbar la orientación de la preparación, cuando el contacto con el verde 488 BAPTA-1 solución de Oregon recibe.
- Pasar un breve impulso de corriente a través de la preparación (Parámetros para la corriente; 13 V, 10 mseg de anchura de pulso, frecuencia 1 Hz, 10 pulsos de onda cuadrada) 10-11.
- En la parte inferior de una cámara de registro con fondo de vidrio lleno de medio L-15, colocar una pequeña gota de aceite de silicona y la posición de la preparación semi-intacta en él, de nuevo asegurándose de que el epitelio sensorial es sin obstrucciones desde arriba. Para garantizar la estabilidad en toda la imagen, vuelva a colocar la rejilla de nylon en la preparación como se describe anteriormente (véase el punto 2.13).
- El uso del microscopio de dos fotones realizar grabaciones ópticas de esponla actividad del calcio nea en el epitelio sensorial (Figura 7), utilizando protocolos estándar de imaginología, 10-11.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Las propiedades electrofisiológicas de las células ciliadas vestibulares dependen de la microarquitectura complejo en el que están incrustados 7. Figura 5 muestra que la preparación epitelio vestibular semi-intacta se puede utilizar para diferenciar entre el tipo de células ciliadas (figura 5A), células de pelo de tipo II que (Figura 5B), y el cáliz del aferente primario (Figura 5C) sobre la base de características conductancias de células enteras. Estas características incluyen un "hundimiento" pronunciada durante la despolarización y "grandes" colapso de las corrientes de cola en el tipo I célula de pelo, y la presencia de corrientes de sodio hacia el interior transitorios que representan potenciales de acción en el cáliz aferente primaria (flecha en la Figura 5C).
La preparación también se puede utilizar para cuantificar el impacto del envejecimiento en los tipos de células de cabello vestibulares individuales. Figura 6 compara la conductancia (Figura 6A) y la inactivación características (Figura 6 B) de las células ciliadas vestibulares de tipo II en respuesta al paso de despolarización de un potencial de reposo negativo en ratones jóvenes y mayores. Para las células ciliadas de tipo II - no se observaron diferencias el menos sensible subtipo significativas en ninguno de los parámetros (véase el debate).
Además del análisis de las propiedades de células enteras, la preparación semi-intacta también se presta a análisis a gran escala de los mecanismos subcelulares que subyacen a la función de la célula de pelo. Figura 7 muestra la localización diferencial de calcio a las células pilosas de tipo I y cáliz primaria aferentes, así como la organización de sub-celular de calcio dentro de estas células. Figura 7A muestra el cambio en la fluorescencia de calcio en un tipo individual que la célula de pelo a la adición de KCl 100 mM. El curso de tiempo de este cambio se representa en la Figura 7B. Es importante destacar que, el preparatión permite la investigación de la actividad de la célula de pelo a una resolución subcelular, en múltiples células al mismo tiempo, y en un entorno de "cerca de lo normal" (Figura 7C) - una característica que no sea posible el uso de células aisladas de pelo y la electrofisiología de células individuales.
Figura 5. Corrientes de células enteras registraron a partir de células ciliadas en el epitelio sensorial vestibular del ratón. A. corrientes de células enteras registraron a partir de una célula de pelo de tipo I se caracteriza por vestibular grande "colapse" cola corrientes (Flecha). B. corrientes de células enteras registraron a partir de un tipo II vestibular la célula de pelo. Nótese la ausencia de corrientes de cola. C. grabación de células enteras de un aferente primaria cáliz caracteriza por las corrientes de sodio mediada transitorios (Flecha) después de la despolarización de un potencial de reposo negativo (-120 mV). Todas las células Were a cabo a -60 mV.
La Figura 6. A. Las relaciones I / V Comparación de la sensibilidad y la inactivación de las células ciliadas de tipo II de ratones jóvenes y mayores. Para las células ciliadas de tipo II grabados desde joven (1 mes) y mayores (9 meses) ratones en respuesta al aumento de la duración de despolarización. B. La relación de la conductancia y la inactivación media de las células ciliadas de tipo II en ratones jóvenes y viejos a base de las curvas de 100 ms I / V.
Figura 7. Dos fotones de imágenes de calcio del ratón vestibular preparación epitelio sensorial semi-intacta. A. Panel superior izquierda) micrografías de dos fotones que muestran BAPTA-1 Oregon activación calcio Verde en respuesta a la normalidad L-15 perfundido(Arriba) o L-15 que contenía 100 mM KCl (abajo). Las flechas indican una célula individual del pelo antes y después de la adición de KCl. B. Panel superior derecha) Calcio perfil de fluorescencia de la célula destaca en A. C. El panel inferior) micrografía de dos fotones del epitelio sensorial mostrando Oregon Green 488 BAPTA-1 carga de las células pilosas individuales Panel inferior Recuadro:. Localización subcelular de calcio para el tipo I citoplasma de las células ciliadas (flecha) o el cáliz aferente primaria que rodea a un tipo Me células ciliadas (flechas dobles).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Los mecanismos que subyacen a nuestro sentido del equilibrio han recibido poca atención en comparación con otros sistemas sensoriales, por ejemplo, los sistemas visual y auditivo. De los estudios que han investigado los cambios en la función vestibular o el balance, la mayoría se han centrado en medidas conductuales como el reflejo vestíbulo-ocular, con un conocimiento incompleto de los pilares fundamentales de la balanza de las propias células ciliadas vestibulares de construcción. Los estudios que se han concentrado en las células ciliadas han hecho casi siempre por lo que usar células ciliadas sumamente aislados retirados de su ambiente nativo. En este artículo se demuestra una preparación semi-intacta del ratón epitelio sensorial vestibular que amplía los estudios de cimentación.
Mientras que las células ciliadas vestibulares son relativamente robusta, la utilidad de la preparación semi-intacta es críticamente dependiente de la velocidad de escisión. Típicamente, una preparación permanecerá viable en Room temperatura durante un período de aproximadamente 2-5 horas después de la escisión. Por lo tanto, lo que minimiza el tiempo transcurrido desde que el animal es sacrificado a la grabación es de suma importancia. La escisión puede ser relativamente fácil y rápida para un ratón de 3 semanas de edad (en total 5-7 min), pero se hace cada vez más difícil en un animal más viejo (hasta 25 min en 9 meses de edad ratones). En estos animales de más edad, la temperatura disección es un determinante crítico - asegurándose de que la preparación se baña continuamente en hielo frío-oxigenados procesos catabólicos normales ACSF se inhiben.
Como se describe en la sección 3.1 de la preparación se perfunde continuamente oxigenada medio de Leibovitz, L-15, y las grabaciones de fijación de voltaje de células enteras fueron elaborados con microelectrodos de vidrio llenos de solución interna KF 12. Esta combinación de los entornos externo e interno se ha demostrado para proporcionar grabaciones de forma más estable y de mayor duración que otros dispositivos interiores a base de potasio y / o de Ringersoluciones extracelulares basadas 13-14. Esta estabilidad es crucial para los protocolos largos requeridos para estudiar las propiedades electrofisiológicas y la dinámica de calcio de las células del cabello utilizando patch-clamp y técnicas de dos fotones, respectivamente.
El objetivo fundamental de la preparación semi-intacta es proporcionar un modelo para el estudio de las células ciliadas vestibulares que se altera lo menos posible. Si bien la preparación proporciona claras ventajas sobre las células agudamente pelo aislados - por ejemplo, la dinámica completa de las corrientes de células enteras se revelan solamente el uso de la preparación semi-intacta 3, 7 - interrupciones no pueden ser evitados. En primer lugar, es difícil evaluar el impacto de la eliminación del "techo" de la ampolla (y, presumiblemente, la cúpula se adjunta) en la señalización celular espontánea cabello. En condiciones fisiológicas normales, las células ciliadas responden a la flexión del complejo conjunto cúpula / pelo. Sin este complejo es concebible que cel pelo espontáneal de señalización puede no ser representativa de las condiciones in vivo. En segundo lugar, los registros electrofisiológicos en la preparación semi-intacta se limitan sobre todo a las mediciones de la actividad espontánea o una respuesta a la actividad física simulada (es decir, inyecciones de corriente continua en la célula del pelo o flexión mecánica de paquetes de pelo). Por lo tanto, no es posible estudiar las propiedades de células de cabello subyacentes en respuesta a la activación de la vida real (es decir, movimientos de la cabeza). Sin embargo, la preparación semi-intacta representa una nueva herramienta para ayudar a entender la función de las células ciliadas, y abre una serie de posibilidades para la investigación futura.
Una ventaja importante que la preparación semi-intacta proporciona más de preparaciones de células de pelo agudamente aisladas es que permite grabaciones simultáneas de múltiples células de pelo y / o sus aferentes primarias asociadas. Usando las técnicas de grabación de patch clamp doble, o multi-celular esta característica proporciona un medio de evaluardirectamente célula de pelo / señalización aferente primaria, algo que no se puede lograr con preparaciones aisladas tradicionales. Además, el uso de microscopía de dos fotones, la preparación semi-intacta permite la medición simultánea de la función sub-celular a través de la extensión completa del epitelio sensorial. Esto significa que la información sobre la señalización del calcio y el metabolismo celular se pueden acumular rápidamente y en su contexto. Por último, utilizando ratones permite la manipulación genética específica (por ejemplo, proteína fluorescente verde etiquetado a la expresión calretinina como un marcador para las células de tipo I de pelo y fibras aferentes primarias del cáliz). La preparación semi-intacta proporciona un método para estudiar la actividad de las células ciliadas y las fibras aferentes primarias diferencialmente, y al mismo tiempo. Esto por sí solo, podría proporcionar una gran cantidad de nueva información sobre cómo las células ciliadas vestibulares y aferentes primarios interactúan para detectar y codificar la información para ser transmitida al cerebro sobre la cabeza y la posición del cuerpo.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Los autores declaran que no tienen intereses financieros en competencia.
Acknowledgments
La financiación de este trabajo fue proporcionado por un Passe Garnett y Williams subvención Proyecto Memorial Foundation Rodney R. Lim y AJ Camp.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| REAGENTS | |||
| Leibovitz medium L-15 | Sigma Aldrich | L4386-10X1L | |
| BAPTA-1-oregon green | Invitrogen | O6806 | |
| EQUIPMENT | |||
| Stereo microscope | Leica Microsystems | A60S | |
| Upright microscope | Olympus | BX51WI | |
| Two-photon microscope | Olympus/La Vision | BX51WI/ TriMScope II | |
| Dumont #5 SF Forceps | FST | 11252-00 | |
| Friedman-Pearson Rongeurs | FST | 16221-14 | |
| Standard Pattern Scissors | FST | 14001-12 | |
| InstraTECH A-D converter | HEKA | ITC-18 | |
| Sutter Micromanipulator | Sutter | MP-225/M | |
| multiclamp amplifier | Axon Instruments | 700B | |
| Data acquisition software (electrophysiology) | Axograph | N/A | |
| Imspector Data acquisition software (two-photon) | Max Planck innovation | N/A | |
References
- Dulon, D., Safieddine, S., Jones, S. M., Petit, C. Otoferlin is critical for a highly sensitive and linear calcium-dependent exocytosis at vestibular hair cell ribbon synapses. J. Neurosci. 29, 10474-10487 (2009).
- Simultaneous pre- and post-synaptic recording from the peripheral vestibular calyx and its included type I hair cell. Highstein, S., Art, J., Holstein, G., Rabbitt, R. 32nd Mid Winter Research Meeting: Association for Research in Otolaryngology, Baltimore, MD, , (2009).
- Voltage dependent currents in type I and II hair cell and calyx terminals of primary afferents in an intact in vitro mouse vestibular crista preparation. Kindig, A. E., Lim, R., Callister, R. J., Brichta, A. M. 32nd Mid Winter Research Meeting: Association for Research in Otolaryngology, Baltimore, MD, , (2009).
- Chatlani, S., Goldberg, J. M. Whole-cell recordings from calyx endings in the turtle posterior crista. 33rd Mid Winter Research Meeting: Association for Research in Otolaryngology, Anaheim, , (2010).
- Songer, J. E., Eatock, R. A. Transduction in the mammalian saccule. 33rd Mid Winter Research Meeting: Association for Research in Otolaryngology, Anaheim, , (2010).
- Lee, H. Y., Camp, A. J., Callister, R. J., Brichta, A. M. Vestibular primary afferent activity in an in vitro preparation of the mouse inner ear. J. Neurosci. Methods. 145, 73-87 (2005).
- Lim, R., Kindig, A. E., Donne, S. W., Callister, R. J., Brichta, A. M. Potassium accumulation between type I hair cells and calyx terminals in mouse crista. Exp. Brain Res. 210, 607-621 (2011).
- Camp, A. J., Callister, R. J., Brichta, A. M. Inhibitory synaptic transmission differs in mouse type A and B medial vestibular nucleus neurons in vitro. J. Neurophysiol. 95, 3208-3218 (2006).
- Camp, A. J., et al. Attenuated glycine receptor function reduces excitability of mouse medial vestibular nucleus neurons. Neuroscience. 170, 348-360 (2010).
- Briggman, K. L., Euler, T. Bulk electroporation and population calcium imaging in the adult mammalian retina. J. Neurophysiol. 105, 2601-2609 (2011).
- Briggman, K. L., Helmstaedter, M., Denk, W. Wiring specificity in the direction-selectivity circuit of the retina. Nature. 471, 183-188 (2011).
- Rennie, K. J., Streeter, M. A. Voltage-dependent currents in isolated vestibular afferent calyx terminals. J. Neurophysiol. 95, 26-32 (2006).
- Hudspeth, A. J., Lewis, R. S. Kinetic analysis of voltage- and ion-dependent conductances in saccular hair cells of the bull-frog, Rana catesbeiana. J. Physiol. 400, 237-274 (1988).
- Rennie, K. J., Ashmore, J. F. Ionic currents in isolated vestibular hair cells from the guinea-pig crista ampullaris. Hear. Res. 51, 279-291 (1991).
