Summary
Descrevemos modelos de lesão renal por isquemia e reperfusão induzida moderada e grave em que os ratos submetidos a clampeamento do pedículo renal unilateral seguido de nefrectomia contralateral simultânea ou tardia, respectivamente. Estes modelos consistentemente dar origem a uma disfunção renal e fibrose pós-lesão, mas a gravidade da lesão e sobrevivência dependem de fundo, idade e equipamento cirúrgico mouse.
Abstract
Isquemia-reperfusão induzida lesão renal aguda (IR-AKI) é amplamente utilizado como um modelo de LRA em camundongos, mas os resultados são muitas vezes bastante variável, com altas taxas de mortalidade muitas vezes não declarada que pode confundir análises. Bilateral pedículo clampeamento renal é comumente usado para induzir o IR-AKI, mas as diferenças entre as pressões de fixação eficazes e / ou respostas renais à isquemia entre os rins muitas vezes levam a resultados mais variáveis. Além disso, os tempos mais curtos da braçadeira são conhecidas por induzir a lesão tubular mais variável, e quando os ratos submetidos a lesão bilateral com tempos mais longos da braçadeira desenvolver lesão tubular mais consistente, eles morrem frequentemente durante os primeiros 3 dias após a lesão devido a insuficiência renal grave. Para melhorar a sobrevivência pós-lesão e obter resultados mais consistentes e previsíveis, desenvolvemos dois modelos de lesão unilateral de isquemia-reperfusão, seguido por nefrectomia contralateral. Ambas as cirurgias são realizadas através de uma abordagem dorsal, reduzindo o stress cirúrgico resultando from laparotomia ventral, comumente usado para rato IR-AKI cirurgias. Para a indução da lesão ratinhos BALB / c moderadas submeter unilateral de aperto do pedículo renal durante 26 min, e também submetidos a nefrectomia contralateral simultâneo. Utilizando esta abordagem, 50-60% dos ratinhos desenvolvem moderada LRA 24 h depois da lesão, mas 90-100% dos ratinhos sobreviver. Para induzir o LRA mais grave, ratinhos BALB / c sofrem pedículo renal aperto durante 30 min seguido por nefrectomia contralateral 8 dias após o ferimento. Isto permite a avaliação funcional da recuperação renal após lesão com 90-100% de sobrevivência. Cedo dano tubular pós-lesão, bem como a fibrose pós lesão são altamente consistente com esse modelo.
Introduction
A variedade de modelos experimentais de lesão renal aguda (LRA) foram desenvolvidos para atender a diversidade e complexidade da condição humana (ver referência para a recente revisão abrangente 1). Cada um desses modelos tem as suas próprias forças e fraquezas, e enquanto cada imita as condições humanas correspondentes com eficiências variadas, nenhum modelar com precisão a fisiopatologia de seus colegas humanos. Isquemia-reperfusão (IR) induzida LRA tem sido desenvolvido como um modelo de lesão renal induzida por isquemia aguda em roedores. Embora a gravidade da lesão tubular renal visto neste modelo é raramente observada em pacientes com lesões hipoperfusão renal 2, apesar de suas limitações e, em grande parte devido à natureza relativamente reprodutível deste modelo, sua ampla utilização tem proporcionado e, espera-se, continuará fornecer importantes insights sobre muitos dos mecanismos básicos comuns da AKI, reparo e terapia 3. Cirurgia IR requer familiarity com a anatomia do rim do rato, que tenham ilustrado de forma simplificada na figura 1. Lesão de isquemia-reperfusão (IR) cirurgia lesão renal pode ser realizada por meio de ventrais (laparotomia) ou dorsal abordagens (retroperitoneal). Nós usamos uma abordagem dorsal, pois é menos traumática, permitindo que o tempo de recuperação mais rápido e melhor sobrevivência (particularmente quando se aprende primeiro o procedimento). Lesão renal IR pode ser feita unilateralmente ou bilateralmente. No entanto, as diferenças entre as pressões eficazes braçadeira (que podem resultar da interposição de gordura perihilário entre as mandíbulas de aperto) e / ou diferenças nas respostas renais, a isquemia, entre os lados conduz a resultados mais variáveis. Enquanto isso não é um problema insuperável, ele pode aumentar a variabilidade entre os experimentos, que é um grande problema para este modelo. IR unilateral pode ser realizada com a nefrectomia contralateral. Este é o nosso método de escolha, uma vez que reduz a variabilidade no aperto entre pedículos e, ao mesmo tempo, umallows uma para avaliar a função renal, o que não é afectado com IR unilateral sozinho. Houve discussão sobre o que é o método mais prático vs ideal para avaliar a função renal em camundongos. Uréia (BUN) fornece uma medida da função renal e é um "primeiro olhar" marcador útil em alguns modelos de AKI, incluindo lesão IR. No entanto, os níveis de uréia pode ser afetada pelo estado do volume dos ratos que podem ser afetados, especialmente após abordagem ventral lesão IR, quando a recuperação tardia reduz a ingestão oral de fluidos para um número de dias pós-cirurgia. A creatinina sérica é menos influenciada pelo estado de hidratação, mas está claramente afetada pela massa muscular. Uma das dificuldades com medidas de creatinina sérica tem havido problemas com a detecção de cromógenos não de creatinina no soro de rato usando técnicas à base de ácido pícrico. Como uma alternativa, um número de centros de ter desenvolvido um método baseado em HPLC para quantificar a creatinina do rato, que não é afectado por este artefato 4. No entanto, unlike BUN e pícrico ensaios de creatinina de ácido, que requerem apenas 5-10 ul de soro, HPLC ensaios requerem ~ 25 soro uL por ensaio, a qual se for realizada em duplicado exigirá ~ 100 uL de sangue total por ensaio. Isto pode ser limitante para estudos do rato. Alguns centros têm desenvolvido métodos HPLC e Massa baseada em espectrometria mais sensíveis que permitem a análise de volumes de amostra menores, 5, 6. No entanto, estas tecnologias não são facilmente acessíveis. Um, o ensaio de cascata enzimática alternativa (que requer apenas 5-10 ul de soro) foi avaliada em ratos e amostras de soro de rato e mostrado para paralelo de perto as medições de HPLC de creatinina sérica, enquanto os testes de ácido pícrico sempre valores de creatinina sobrestimar 7. Embora este ensaio não é amplamente utilizada na literatura LRA, o ensaio é comercialmente disponível, simples de utilizar, e descobrimos dá resultados fiáveis com este modelo de IR induzida LRA em ratinhos.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
- Autoclave todos os instrumentos cirúrgicos antes da cirurgia. Note-se que se está realizando várias cirurgias em diferentes camundongos, lavar instrumentos após o uso e, em seguida, esterilizar utilizando um esterilizador talão quente. Não é suficiente para absorver, em etanol a 70%.
- Dar origem a 0,5 ml de S / C de soro fisiológico estéril pré-operatório e pós-operatório imediato para compensar a perda de fluido do corpo durante a cirurgia.
- Pesar os ratinhos.
- Anestesiar mouse usando Xilazina IP / mistura de ketamina. Ele normalmente leva 3-5 minutos para os ratos para chegar a anestesia plano cirúrgico.
- Raspar o local da cirurgia com a área de margem suficiente para manter o cabelo de contaminar o local da incisão. Isto precisa de ser realizado numa área de preparação, onde a cirurgia não é realizada.
- Aplicar pomada lubrificante oftálmica nos olhos para evitar o ressecamento durante o procedimento.
- Posicione o mouse propensos à superfície aquecida coberta com absorvente banco pad. Fita pernas para a superfície cirúrgico.
- Se estiver usandoo sistema de banho de água, calor fixada em 38 ° C, 1 h antes da cirurgia.
- Preparação asséptica utilizando Betadine solução escovilhão: esfregar a partir do centro do local para a periferia 3x, de cada vez, seguido por lavagem com Nolvasan para remover o Betadine. Todos Betadine deve ser removido do campo operatório antes da incisão por lavagem com Nolvasan. Antes de iniciar luvas de procedimento de assepsia deve ser alterado para ser estéril.
- Cubra campo cirúrgico com uma cortina cirúrgica estéril. Isto irá evitar que o cabelo disperso de entrar no campo cirúrgico e proporcionar uma área em que para colocar os instrumentos estéreis durante a cirurgia.
- Palpar localização rim através da pele.
- Cortar a pele dorsal ao longo da linha média do rato (aproximadamente 1,5 cm) com uma tesoura e uma pinça.
- Pele separada e subcutâneo sobre os lados dorsal direita e esquerda Através desta incisão por dissecção romba com uma tesoura e uma pinça.
- Faça uma pequena incisão através da fl direitaank muscular e da fáscia acima do rim e exteriorizar o rim direito.
- Dissecar cuidadosamente os pólos superior e inferior do rim livres de tecido circundante. Note-se que o tecido gordo em torno do pólo superior contém a glândula adrenal suportando o seu próprio fornecimento de sangue que pode ser empurrado para fora do rim, mas, obviamente, não devem ser removidos a partir do rato (Figura 1). Depois de rim libertadora do tecido circundante, amarre o fio de seda 4-0 ao redor do hilo do rim direito com um nó cirúrgico duplo. Deixe uma extremidade da sutura ~ 2 em tempo para manter-se o rim como você está cortando distal para o nó para que possa visualizar o local a ser cortado. Lavar o coto com solução salina estéril.
- Feche a camada muscular, utilizando fio absorvível.
- Adicione uma pequena incisão através do músculo flanco esquerdo e fáscia acima do rim e exteriorizar o rim esquerdo (Figura 2A).
- Segure cuidadosamente renal usando uma pinça sem corte ao liberar renalpedículo de tecido adiposo ao redor usando uma pinça (Figuras 2B-2F). Demasiada pressão sobre os rins usando a pinça sem corte pode causar lesão renal assim é preciso lembrar disso quando projetar os controles de "farsa" para os estudos. Se você achar que seus controles sham estão desenvolvendo lesão renal (como evidenciado por um aumento na creatinina sérica), um método alternativo que você pode considerar para liberar o tecido adiposo em torno do pedículo renal é rolar suavemente os tecidos com solução salina estéril embebida de algodão cotonetes derrubado. Em nossa experiência, a gordura é muito bem ligado ao pedículo renal e não pode ser facilmente removida com cotonetes, e isso não pode ser a primeira aproximação que você gostaria de usar. No entanto, assim como outros aspectos deste modelo, isso é algo que você terá que estabelecer para si mesmo com a prática e experiência.
- Grampo deixou pedículo renal com grampo vascular não traumático usando segurando uma pinça (para facilitar a colocação do grampo), use timer para diferentes clamp vezes, dependendo da estirpe do mouse e gravidade da lesão necessária (ver Tabela 1).
- Cobrir o rim esquerdo com a pele (Figura 2H).
- Cubra incisão na pele com gaze embebida salina.
- Exteriorizar rim, confirmar aparência escura uniforme e soltar a braçadeira após os tempos indicados, e confirmar que a aparência escura inverte uniformemente em todo o rim (Figura 2I / G). Se o rim não é rápida e uniformemente re-perfundir (up-de-rosa), o mouse deve ser excluído da análise posterior. Com cuidado, empurre rim de volta para o espaço retroperitoneal.
- Feche a camada muscular com fio absorvível.
- Feche a camada de pele usando monofilamento de nylon sutura não absorvível.
- Administrar buprenorfina analgesia.
- Transferir ratos longe do campo cirúrgico para uma almofada de aquecimento até que eles acordam.
- Devolver os ratos para quarto animal.
- Acompanhar de perto os ratos e dar doses adicionaisde buprenorfina, como indicado acima de cada 8-12 horas, para a dor ou desconforto. Os sinais clínicos, resultando em administração de analgésicos incluem depressão ou outras alterações de comportamento, aparência anormal, ou postura como pilo-ereção, postura arqueada, a falta de higiene e alimentação, ou imobilidade.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Moderado IR induzida AKI. IR Unilateral com nefrectomia contralateral simultânea reduz substancialmente a variabilidade nos resultados, mas com tempos mais curtos de fixação necessários para os ratos para sobreviver a este procedimento, ainda constatou que apenas 50-60% dos camundongos desenvolveu o esperado insuficiência renal 24 hr após a lesão (Figura 3A). Em termos práticos, isso cria dificuldades avaliação dos dados, a menos que os estudos envolvem esquemas de tratamento que podem ser iniciados pelo menos 24 horas após a lesão, dando tempo para avaliar a função renal e eliminar os ratos que não desenvolvem insuficiência renal.
IR grave induzida AKI. Além de realizar IR unilateral com nefrectomia contralateral simultâneo, realizamos IR unilateral sozinho. Os ratos podem sobreviver por muito longos períodos de isquemia e tendem a desenvolver mais severa fibrose pós-lesão. Com o mesmo período de isquemia, os ratos submetidos a isquemia unilateral DEVEfibrose mais severo do que a isquemia lop bilateral ou isquemia com nefrectomia unilateral 8, de modo que este modelo também é utilizado como um modelo de pós-LRA fibrose. A desvantagem é que não é possível avaliar a recuperação funcional após a lesão unilateral de IR pelo que não há maneira de avaliar a gravidade das lesões, sem colheita tecidos renais e que pode não ser possível para os estudos de longo prazo. Por esta razão, desenvolvemos um protocolo para induzir grave lesão IR unilateral e avaliar a recuperação funcional renal através da realização de nefrectomia contralateral 8 dias após a lesão original. Utilizando esta abordagem de 90-100% dos ratinhos sobreviver ao ferimento, mas importante, os ratos desenvolvem lesões renais muito consistente e pode ser avaliada para a recuperação funcional após LRA partir do dia 9 (Figura 3B). Estes resultados são consistentes com estudos em ratos indicam que os tempos de fixação do pedículo mais renais induzir mais constituinte lesão tubular renal de menor braçadeira ti mes projetado para induzir leve a moderada AKI 9. Além disso, de acordo com estudos anteriores, 8, estes ratinhos consistentemente desenvolvem fibrose renal após lesão (que têm avaliado no Dia 28). Isto não está associado com, pelo menos, a proteinúria em um fundo BALB / c: após grave IR-LRA no Dia 28 pós ferimento relação albumina / creatinina urinária é de 0,8 ± 0,04 (média ± SEM em ug / mg). Desconhece-se se o modelo IR-LRA grave dá origem a proteinúria em outros fundos.
Figura 1. Anatomia do rato hilo renal. Posição Ilustrando da bainha vascular renal em relação ao ureter, perinephric bolsas de gordura e da glândula adrenal com fornecimento de sangue. O círculo preto marca a posição de micro-clamp.
50495/50495fig2.jpg "/>
Figura 2. Exposição e fixação de rato bainha vascular renal (A), a exposição do rim esquerdo após a dissecção da pele e da camada muscular;. (B - E), o rim esquerdo é realizada com cuidado usando uma pinça sem corte, enquanto a gordura peri-renal é cuidadosamente removida usando uma pinça. (F), Exposed deixou pedículo (seta verde) renal. A linha a tracejado branco marca a posição esperada do ureter dentro do corpo adiposo perihilário. Esta região tem de ser evitado com o grampo vascular. (G), micro-pinça aplicada para o rim esquerdo. (H), apertada rim esquerdo é coberto com a pele. (I), (L), Aspecto do rim antes (A), durante (I) e depois (L), após remoção da pinça vascular.
fig3.jpg "/>
Figura 3. Recuperação funcional após AKI. Alterações na creatinina sérica (por ensaios enzimáticos) após a lesão IR moderada (26 min de tempo de fixação) e nefrectomia contralateral (A), alterações na creatinina sérica após a indução de lesão grave (30 min tempo de fixação) e nefrectomia contralateral em Dia 8 (B). Estudos realizados em ratinhos BALB / c, n = 6 por grupo. Os resultados expressos como média + / SEM de creatinina sérica em mg / dl, medida utilizando o ensaio enzimático.
| Estirpe de ratinhos | Idade aproximada Rato | Peso aproximado Rato | Grampo tipo | Empresa e número de catálogo | O tempo de isquemia de lesão grave | O tempo de isquemia em lesões moderadas | Temperatura almofada de aquecimento |
| BALB / c 4-5 meses | 25-28 g | Grampo vascular (795 g de pressão) | Roboz, RS-5459 | 30 minutos (ou mais) | 26 min | 38 ° C | |
| C57Bl / 6 | 4-5 meses | 24-27 g | Grampo vascular (795 g de pressão) | Roboz, RS-5459 | 29 min (ou mais) | 26 min | 38 ° C |
| CD1 | 4-5 meses | 36-39 g | Grampo vascular (75-85 g de pressão) | FST, 18055-02 | 29 min (ou mais) | 26 min | 38 ° C |
Tabela 1. Pinças vasculares, tempos de isquemia e linhagens de camundongos recomendou que nós avaliamos.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Nós descrevemos dois modelos de IR-AKI para estudar os efeitos da lesão renal moderada e grave. Estes modelos permitem induzir lesão consistente e previsível, com baixa mortalidade. Nosso protocolo descreve muitas das dificuldades e armadilhas tradicionalmente associados com este modelo. Além disso, mostrámos que, dependendo do comprimento do pedículo clampeamento renal, o modelo induz uma ligeira e moderada LRA reversível em grande parte, ou LRA mais grave, com uma recuperação incompleta e fibrose renal persistente. Fibrose pós-lesão no modelo IR-AKI grave pode resultar do fato de que os ratos são capazes de sobreviver com lesão renal mais grave do que seria possível se esses tempos já isquêmicos foram realizadas bilateralmente. No entanto, também há provas de que a presença de um rim contralateral não lesionado para os primeiros dias após o IR aumenta de pós-LRA fibrose 8. Portanto, enquanto os mecanismos de conversas cruzadas entre rins lesionados e feridos continuam a ser estabelecidocido, este mecanismo poderá também contribuir para uma maior fibrose pós-lesão que observamos neste modelo. Enquanto ele continua a ser determinado se resultados usando estes modelos podem ser traduzidos em terapias para doenças humanas, eles fornecem modelos confiáveis para estudar os mecanismos e terapêutica em IR-AKI e para evitar pós-AKI fibrose renal, um problema clínico que está a emergir como um dos principais contribuintes para a doença renal crônica progressiva 10, 11.
Há um certo número de questões críticas que podem influenciar a gravidade de LRA após lesão de IR, que precisam de ser cuidadosamente aberta: estirpe de ratinho 12, 13 do género, idade de 14 anos e o peso do rato, o grampo vascular usado, e os sistemas de aquecimento 15. Escolher as pinças vasculares certas pode ser um desafio. Eficiência do grampo é avaliado durante o procedimento cirúrgico como o rim deve tornar-se uniformemente negra dentro 5-10 min de colocação grampo. No entanto, também é important que todo o rim é re-perfundido (rosa-se) rapidamente após a remoção do grampo. Encontraram-se alguns dos grampos pesados trabalhar bem com certas estirpes (por exemplo, ratinhos BALB / c e C57BL / 6), mas em outros esses grampos induzem lesão vascular e reperfusão renal é muitas vezes incompleta (por exemplo: CD1). Um resumo dos grampos vasculares, pesos de aperto (pressão) e estirpes de ratinho que avaliamos está listado na Tabela 1. Para os sistemas de aquecimento, um número de investigadores usam almofadas de aquecimento auto-regulados com sensores de temperatura para monitorar e manter a temperatura corporal constante. Embora teoricamente vantajoso, verificou-se este sistema de aquecimento pode resultar em grandes variações na temperatura do corpo durante o curso da operação, dando origem a resultados bastante variáveis. Além disso, estes sistemas são relativamente caros, por isso pode limitar o número de ratinhos podem operar em uma de cada vez. Depois de muita tentativa e erro, passamos a uma temperatura constante, a circulação de água heasistema ting. A principal vantagem deste procedimento é que a plataforma de aquecimento dá temperaturas estáveis (38 ° C) durante a cirurgia. Com a plataforma de grande área é igualmente possível operar em um número de ratinhos na superfície de cada vez (que é uma exigência prática para a maioria dos estudos de IV-LRA). Dito isto, nós encontramos ainda havia uma variabilidade significativa na lesão seguindo moderada (mas não grave) IR-AKI. Isto não é um problema para os estudos em que os tratamentos foram iniciados 24 horas ou mais após a lesão, uma vez que os ratos desenvolveram lesão insuficiente ou excessivamente severa podem ser removidos a partir do estudo antes da aleatorização por análise da creatinina no soro. No entanto, se os ratos são tratados pré-lesão, ou se modelos genéticos estão a ser utilizados, os controlos adicionais de variabilidade experimental pode precisar de ser introduzido. Uma vez que a flutuação da temperatura do corpo do núcleo é provável que seja o principal contribuinte para a variabilidade na lesão IR neste modelo, uma abordagem para limitar a variabilidade seria mtemperaturas do núcleo onitorar usando sondas retais, a fim de determinar os animais apropriados para incluir ou excluir em análises posteriores. As considerações finais são a idade mouse, peso e sexo. A maior parte da nossa experiência tem sido com camundongos BALB / c, e obtivemos os melhores resultados quando os ratos atingir o peso corporal estável por 4-5 meses de idade, com peso corporal ~ 25-28 g. Finalmente, uma vez que os homens têm maior susceptibilidade à IR-AKI que as fêmeas 13, realizamos todos os nossos estudos usando apenas ratos machos. No entanto, existem outras variáveis que são difíceis de controlar, de modo que cada laboratório e cada pesquisador necessita para estabelecer tempos de fixação e as condições precisas para induzir a gravidade da lesão que desejam na estirpe de ratinho da sua escolha.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Autores não têm conflitos de interesse de divulgar.
Acknowledgments
Laboratório do Dr. de CAESTECKER é suportado pelo NIH 1RO1 HL093057-01 e 1RC4DK090770-01. Laboratório Dr. Harris é suportado por DK38226, DK51265, DK62794 e financiamento da Administração de Veteranos. Suporte para rato renais cirurgias de lesões, creatinina sérica e ensaios de fibrose também fornecidos pela Vanderbilt O'Brien Kidney Injury Centro concessão 1P30 DK079341.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Ketamine (anesthetic) | Webster Veterinary | 07-881-9413 (100 mg/ml) | Final concentration 30 mg/ml Ketamine with 3 mg/ml Xylazine administered at 3-4 ml/kg (100 mg/kg Ketamine and 10 mg/kg Xylazine) |
| Xylazine (analgesic) | Webster Veterinary | 07-808-1939 (100 mg/ml) | As above |
| Antisedan (anti-Xylazine) | Webster Veterinary | 07-867-7097 (5 mg/ml) | Optional: to reverse effects of Xylazine in order to increase the rate of recovery after surgery Use 0.5-0.7 mg/kg |
| Buprenorphine (analgesic) | Bedford Laboratories | NDC 55390-100-10 (0.3 mg/ml) | Dose 0.05-0.1 μg/g every 8-12 hr. Make up a 1:5 dilution in sterile normal saline preoperatively and give 2.5-5 μl/g of the diluted solution. |
| Ophthalmic ointment | Dechra | NDC 17033-211-38 | |
| Betadine swab sticks | Purdue Products L.P. | NDC 67618-153-01 | |
| Nolvasan Surgical Scrub | Pfizer Animal Care | 300253 | |
| Table 2. Drugs and solutions for I/R surgery. | |||
| Iris Scissors | Integra Miltex | VWR 21909-404 | For skin and muscle dissection |
| Curved iris forceps | FST | 11065-07 | To hold skin and muscle, to remove peri-nephric fat |
| Blunt forceps | ROBOZ | RS-5228 | To manipulate kidneys |
| Vascular clamp (795 g pressure) | ROBOZ | RS-5459 | Good for C57BL/6 and BALB/c mice strains |
| Schwartz clip applying forceps | ROBOZ | RS-5450 | For RS-5459 clamps |
| Vascular clamp (75-85 g pressure) | FST | 18055-02 | Optimal for CD1 mice strain, but also can be used for C57BL/6 and BALB/c |
| Micro-Serrefine Clamp Applicator-14 cm with Lock | FST | 18056-14 | For FST 18055-02 clamps |
| Gayman T/Pump (water-bath heated platform) | Braintree Scientific | TP-650 | The water heater is set at 38 °C 1 hr prior surgery |
| 15" W x 24" Heated platform | Braintree Scientific | HHP-2 | Connect to Gayman heated water pump |
| Heating pad | Braintree Scientific | Model 39DP | Uses microwave for heating. This is useful for warming during recovery |
| Absorbable suture (Vicryl 5-0) | ETHICON | VCP834G | For fascia and muscle |
| Non-absorbable suture: monofilament nylon MONOMID 6/0 660B) | CP Medical | CP-B660B-03 | For skin |
| Halsey needle holder: Tungsten Carbide/13 cm | FST | 12501-13 | To hold suture needles |
| Timer | FST | 06-662-3 | To quantify ischemia time |
| Hot bead sterilizer | FST | 18000-45 | To sterilize instruments between mice if you are performing multiple surgeries (it is not sufficient to soak instruments in ethanol) |
| Electric razor | Braintree Scientific | CLP-22965 | |
| Tape | Durapore | 1538-0 | |
| 1 ml Syringe | EXELint | 26044 | |
| Sterile cotton tipped applicators | Kendall | 8884541300 | |
| Absorbent BenchPad | VWR | 56617-014 | |
| Surgical drapes | VWR | 21902-985 | Need to be autoclaved |
| 2’’ x 2’’ Gauze Pads | Medi-First | 60673 | |
| Sterile gloves | Cardinal Health | 2D7251 | |
| Table 3. Equipment and instruments for I/R surgery. | |||
References
- Singh, A. P., Junemann, A., Muthuraman, A., Jaggi, A. S., Singh, N., Grover, K., Dhawan, R. Animal models of acute renal failure. Pharmacological reports: PR. 64, 31-44 (2012).
- Heyman, S. N., Rosenberger, C., Rosen, S. Experimental ischemia-reperfusion: Biases and myths-the proximal vs. Distal hypoxic tubular injury debate revisited. Kidney Int. 77, 9-16 (2010).
- Lieberthal, W., Nigam, S. K. Acute renal failure. II. Experimental models of acute renal failure: Imperfect but indispensable. Am. J. Physiol. Renal Physiol. 278, F1-F12 (2000).
- Dunn, S. R., Qi, Z., Bottinger, E. P., Breyer, M. D., Sharma, K. Utility of endogenous creatinine clearance as a measure of renal function in mice. Kidney Int. 65, 1959-1967 (2004).
- Yuen, P. S., Dunn, S. R., Miyaji, T., Yasuda, H., Sharma, K., Star, R. A. A simplified method for HPLC determination of creatinine in mouse serum. Am. J. Physiol. Renal Physiol. 286, F1116-F1119 (2004).
- Hetu, P. O., Gingras, M. E., Vinet, B. Development and validation of a rapid liquid chromatography isotope dilution tandem mass spectrometry (LC-IDMS/MS) method for serum creatinine. Clin. Biochem. 43, 1158-1162 (2010).
- Keppler, A., Gretz, N., Schmidt, R., Kloetzer, H. M., Groene, H. J., Lelongt, B., Meyer, M., Sadick, M., Pill, J. Plasma creatinine determination in mice and rats: An enzymatic method compares favorably with a high-performance liquid chromatography assay. Kidney Int. 71, 74-78 (2007).
- Yang, L., Besschetnova, T. Y., Brooks, C. R., Shah, J. V., Bonventre, J. V. Epithelial cell cycle arrest in G2/M mediates kidney fibrosis after injury. Nat. Med. 16, 535-543 (2010).
- Shanley, P. F., Rosen, M. D., Brezis, M., Silva, P., Epstein, F. H., Rosen, S. Topography of focal proximal tubular necrosis after ischemia with reflow in the rat kidney. Am. J. Pathol. 122, 462-468 (1986).
- Chawla, L. S., Amdur, R. L., Amodeo, S., Kimmel, P. L., Palant, C. E. The severity of acute kidney injury predicts progression to chronic kidney disease. Kidney Int. 79, 1361-1369 (2012).
- Lo, L. J., Go, A. S., Chertow, G. M., McCulloch, C. E., Fan, D., Ordonez, J. D., Hsu, C. Y. Dialysis-requiring acute renal failure increases the risk of progressive chronic kidney disease. Kidney Int. 76, 893-899 (2009).
- Burne, M. J., Haq, M., Matsuse, H., Mohapatra, S., Rabb, H. Genetic susceptibility to renal ischemia reperfusion injury revealed in a murine model. Transplantation. 69, 1023-1025 (2000).
- Muller, V., Losonczy, G., Heemann, U., Vannay, A., Fekete, A., Reusz, G., Tulassay, T., Szabo, A. J. Sexual dimorphism in renal ischemia-reperfusion injury in rats: Possible role of endothelin. Kidney Int. 62, 1364-1371 (2002).
- Schmitt, R., Marlier, A., Cantley, L. G. Zag expression during aging suppresses proliferation after kidney injury. J. Am. Soc. Nephrol. 19, 2375-2383 (2008).
- Oxburgh, L., de Caestecker, M. P. Ischemia-reperfusion injury of the mouse kidney. Methods Mol. Biol. 886, 363-379 (2012).
