Summary
Descriviamo modelli di danno renale da ischemia-riperfusione indotta moderata e grave in cui i topi sottoposti unilaterale peduncolo renale serraggio seguita da nefrectomia controlaterale simultaneo o ritardato, rispettivamente. Questi modelli sempre danno luogo a disfunzione renale e fibrosi post-infortunio, ma la gravità delle lesioni e la sopravvivenza dipendono da sfondo, età e attrezzature chirurgiche mouse.
Abstract
Ischemia-riperfusione danno renale acuto indotto (IR-AKI) è ampiamente usato come modello di AKI nei topi, ma i risultati sono spesso molto variabile, con alti tassi di mortalità, spesso non dichiarata che potrebbero confondere le analisi. Bilaterale renale peduncolo di bloccaggio è comunemente usato per indurre IR-AKI, ma le differenze tra le pressioni efficaci clamp e / o risposte renali a ischemia tra reni spesso portano a risultati più variabili. Inoltre, i tempi di serraggio più brevi sono noti per indurre più variabile danno tubulare, e mentre i topi sottoposti a lesione bilaterale con tempi più lunghi clamp sviluppano più consistente danno tubulare, spesso muoiono entro i primi 3 giorni dopo la lesione dovuta a grave insufficienza renale. Per migliorare la sopravvivenza post-infortunio e ottenere risultati più coerenti e prevedibili, abbiamo sviluppato due modelli di unilaterale ischemia-riperfusione seguita da nefrectomia controlaterale. Entrambi gli interventi chirurgici vengono eseguiti utilizzando un approccio dorsale, riducendo lo stress chirurgico conseguente from laparotomia ventrale, comunemente utilizzata per il mouse IR-AKI ambulatori. Per l'induzione di lesioni lievi topi BALB / c subiscono unilaterale di serraggio del peduncolo renale per 26 min e anche sottoposti a nefrectomia simultanea controlaterale. Usando questo approccio, il 50-60% dei topi sviluppano moderata AKI 24 ore dopo la lesione, ma 90-100% dei topi sopravvivere. Per indurre più grave AKI, topi BALB / c sono sottoposti peduncolo renale bloccaggio per 30 min seguita da nefrectomia controlaterale 8 giorni dopo la lesione. Questo permette la valutazione funzionale del recupero renale dopo l'infortunio con il 90-100% di sopravvivenza. All'inizio danno tubulare post-infortunio, così come la fibrosi messaggio lesioni sono altamente coerenti con questo modello.
Introduction
Una varietà di modelli sperimentali di danno renale acuto (AKI) sono stati sviluppati per soddisfare la diversità e la complessità della condizione umana (cfr. domanda di recente, revisione completa 1). Ognuno di questi modelli ha i propri punti di forza e di debolezza, e mentre ogni imita le corrispondenti condizioni umane con diverse efficienze, nessuno modellare precisamente la fisiopatologia delle loro controparti umane. Ischemia riperfusione (IR) indotta AKI è stato sviluppato come un modello di danno renale indotta da ischemia acuta nei roditori. Mentre la gravità del danno tubulare renale visto in questo modello si riscontra raramente in pazienti con lesioni ipoperfusione renale 2, nonostante i suoi limiti e in gran parte a causa della natura relativamente riproducibile di questo modello, il suo largo uso ha fornito e, si prevede, continuerà fornire importanti intuizioni molti dei meccanismi comuni di base di AKI, la riparazione e la terapia 3. Chirurgia IR richiede familiarity con l'anatomia rene di topo, che abbiamo illustrato in forma semplificata in Figura 1. Chirurgia danno da ischemia-riperfusione renale (IR) può essere effettuata tramite (retroperitoneale) approcci ventrali (laparotomia) o dorsale. Usiamo un approccio dorsale dal momento che è meno traumatico, consentendo tempi di recupero più rapidi e una migliore sopravvivenza (in particolare quando prima imparare la procedura). Lesioni IR renale può essere eseguita unilateralmente o bilateralmente. Tuttavia, le differenze tra le effettive pressioni clamp (che possono derivare da interposizione di grasso peri-ilare fra le ganasce della pinza) e / o differenze nelle risposte renali ai ischemia tra le parti porta a risultati più variabili. Mentre questo non è un problema insormontabile, si può aumentare la variabilità tra esperimenti, che è una questione importante per questo modello. IR unilaterale può essere effettuata con nefrectomia controlaterale. Questo è il nostro metodo di scelta poiché riduce variabilità nella chiusura tra peduncoli, e allo stesso tempo unllows uno per valutare la funzione renale, che non è influenzato solo con IR unilaterale. C'è stata discussione su quello che è il metodo più pratico vs ottimale per valutare la funzione renale nei topi. Azoto ureico ematico (BUN) fornisce una misura della funzione renale ed è un utile "primo sguardo" marcatore in alcuni modelli di AKI, tra cui lesioni IR. Tuttavia, i livelli di BUN possono essere influenzati dallo stato del volume dei topi che possono essere colpiti, in particolare a seguito di approccio ventrale infortunio IR, quando ritardato recupero riduce l'assunzione orale di liquidi per un numero di giorni post-operatorie. La creatinina sierica è meno influenzato da stato di idratazione, ma è chiaramente influenzata dalla massa muscolare. Una delle difficoltà con i livelli di creatinina sierica è stato problemi con il rilevamento di cromogeni non-creatinina nel siero del mouse usando le tecniche base di acido picrico. In alternativa, un certo numero di centri hanno sviluppato un metodo HPLC-based per quantificare creatinina topo che non è influenzata da questo artefatto 4. Tuttavia, UNLike BUN e dell'acido picrico test della creatinina, che richiedono solo il 5-10 ml di siero, HPLC-saggi richiedono ~ 25 microlitri di siero per dosaggio, che se eseguita in duplice copia richiederà ~ 100 ml di sangue intero per ogni dosaggio. Questo può essere limitante per gli studi del mouse. Alcuni centri hanno sviluppato metodi HPLC e spettrometria di massa basata più sensibili che permettono l'analisi di piccoli volumi di campione 5, 6. Tuttavia, queste tecnologie non sono ampiamente disponibili. Un'alternativa, saggio cascata enzimatica (che richiede solo 5-10 ml di siero) è stato valutato nel topo e nel ratto campioni di siero e mostrato a parallelo strettamente misure mediante HPLC della creatinina sierica, mentre dosaggi dell'acido picrico sempre i valori di creatinina sovrastimare 7. Mentre questo dosaggio non è ampiamente utilizzato in letteratura AKI, il saggio è disponibile in commercio, semplice da utilizzare, e troviamo dà risultati affidabili con questo modello di IR indotta AKI nei topi.
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Protocol
- Autoclave tutti gli strumenti chirurgici prima di un intervento chirurgico. Si noti che se si sta eseguendo interventi chirurgici multipli su diversi topi, sciacquare gli strumenti dopo l'uso e poi sterilizzare utilizzando uno sterilizzatore tallone caldo. Non è sufficiente a bagno in 70% di etanolo.
- Dare 0,5 ml S / C soluzione fisiologica sterile prima dell'intervento e subito dopo l'intervento per compensare la perdita di liquidi durante l'intervento chirurgico.
- Pesare i topi.
- Anestetizzare il mouse utilizzando IP Xilazina / miscela ketamina. Di solito ci vogliono 3-5 minuti per i topi di raggiungere aereo chirurgico di anestesia.
- Shave il sito chirurgico con zona di confine abbastanza per tenere i capelli di contaminare il sito di incisione. Questo deve essere eseguita in una zona di preparazione, non dove viene eseguito l'intervento chirurgico.
- Applicare pomata oftalmica lubrificante per gli occhi contro l'essiccamento durante la procedura.
- Posizionare il mouse prono sulla superficie riscaldata coperta con tampone assorbente panchina. Gambe nastro alla superficie chirurgico.
- Se si utilizzail sistema bagnomaria, impostare termico a 38 ° C 1 h prima dell'intervento.
- Preparazione asettica usando Betadine soluzione tampone bastone: strofinare dal centro del sito verso la periferia 3x, ogni volta seguito da lavaggio con clorexidina per rimuovere il Betadine. Tutto Betadine deve essere rimosso dal campo operatorio prima dell'incisione mediante risciacquo con clorexidina. Prima di iniziare la procedura di guanti asettici dovrebbe essere modificato per essere sterili.
- Coprire campo chirurgico con un telo chirurgico sterile. Ciò impedirà capelli randagi di entrare nel campo chirurgico e fornire una superficie su cui posare strumenti sterili durante la chirurgia.
- Palpare posizione del rene attraverso la pelle.
- Tagliare la pelle dorsale lungo la linea mediana del topo (circa 1,5 cm) con forbici e pinze.
- Pelle separata e strati sottocutanei sopra i lati dorsale sinistro e destro attraverso questa incisione per via smussa con forbici e pinze.
- Fai una piccola incisione attraverso la fl dirittoank muscolo e fascia sopra il rene ed esteriorizzare il rene destro.
- Sezionare attentamente i poli superiori e inferiori del rene liberi dal tessuto circostante. Si noti che il tessuto adiposo intorno al polo superiore contiene la ghiandola surrenale portando la propria fornitura di sangue che può essere spinta fuori dal rene ma ovviamente non deve essere rimosso dal topo (Figura 1). Dopo reni liberatorio dal tessuto circostante, legare la sutura di seta 4-0 intorno l'ilo del rene destro con un doppio nodo chirurgico. Lascia una estremità della sutura ~ 2 a lungo per reggere il rene come si sta tagliando distale al nodo in modo da poter visualizzare il sito da tagliare. Irrigare il moncone con soluzione salina sterile.
- Chiudere lo strato muscolare mediante sutura assorbibile.
- Fare una piccola incisione attraverso il muscolo fianco sinistro e fascia sopra del rene e esteriorizzarsi rene sinistro (Figura 2A).
- Tenere accuratamente rene con pinze smussato mentre rilasciando renalepeduncolo dal circostante tessuto adiposo con pinze (Figure 2B-2F). Troppa pressione sul rene usando la pinza smussato può causare danno renale così uno ha bisogno di ricordare questo durante la progettazione di controlli "farsa" per gli studi. Se si scopre che i controlli sham stanno sviluppando danno renale (come evidenziato da un aumento della creatinina sierica), un metodo alternativo si può prendere in considerazione per rilasciare il tessuto adiposo circostante dal peduncolo renale è di rotolare delicatamente i tessuti con soluzione salina sterile imbevuto di cotone tamponi con punta. Nella nostra esperienza il grasso è abbastanza saldamente attaccato al peduncolo renale e non può essere facilmente rimosso con tamponi di cotone, quindi questo non può essere il primo approccio che si vorrebbe utilizzare. Tuttavia, come altri aspetti di questo modello, questo è qualcosa che si dovrà stabilire per se stessi con la pratica e l'esperienza.
- Bloccare lasciato peduncolo renale utilizzando pinza vascolare non traumatico con Pinza (per facilitare il posizionamento pinza), utilizzare il timer per diverso clamp volte a seconda del ceppo di topi e di gravità degli infortuni prescritta (vedi Tabella 1).
- Coprire il rene sinistro con la pelle (Figura 2H).
- Coprire incisione cutanea con soluzione fisiologica garza imbevuta.
- Esteriorizzare rene, confermare aspetto fosco uniforme e rilasciare il morsetto dopo gli orari indicati, e confermare che l'aspetto fosco inverte in modo uniforme in tutto il rene (Figura 2I / G). Se i reni non rapidamente e in modo uniforme ri-profumato (fino rosa), il mouse deve essere esclusa da ulteriori analisi. Spingere delicatamente rene indietro nello spazio retroperitoneale.
- Chiudere lo strato muscolare mediante sutura assorbibile.
- Chiudere lo strato di pelle utilizzando monofilo di nylon sutura non assorbibile.
- Somministrare buprenorfina analgesia.
- Trasferire i topi lontano dal campo chirurgico su un rilievo di riscaldamento fino a quando si svegliano.
- Riportare i topi per camera animale.
- Monitorare attentamente i topi e dare ulteriori dosidella buprenorfina come indicato sopra ogni 8-12 ore per il dolore o disagio. I segni clinici con conseguente somministrazione di analgesici includono depressione o altre alterazioni del comportamento, aspetto anomalo, o la postura come pilo-erezione, la postura ingobbita, mancanza di governare e di mangiare, o immobilità.
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Representative Results
Moderato IR indotta AKI. IR unilaterale con simultanea nefrectomia controlaterale riduce sostanzialmente variabilità nei risultati, ma con tempi più brevi di serraggio necessarie per i topi per sopravvivere a questa procedura, abbiamo ancora trovato che solo il 50-60% dei topi ha sviluppato l'atteso insufficienza renale 24 ore dopo la lesione (Figura 3A). In termini pratici, questo crea difficoltà di valutazione dei dati a meno che gli studi riguardano i regimi di trattamento che possono essere avviate almeno 24 ore dopo l'infortunio, lasciando il tempo di valutare la funzionalità renale ed eliminare i topi che non sviluppano insufficienza renale.
Grave IR indotta AKI. Oltre a eseguire IR unilaterale con simultanea nefrectomia controlaterale, eseguiamo IR unilaterale da solo. I topi possono sopravvivere molto più lunghi periodi di ischemia e tendono a sviluppare più grave fibrosi post-infortunio. Con lo stesso periodo di ischemia, i topi sottoposti a ischemia unilaterale svilop fibrosi più grave di ischemia bilaterale o ischemia unilaterale con nefrectomia 8, quindi questo modello è usato anche come un modello di post-AKI fibrosi. Lo svantaggio è che non è possibile valutare il recupero funzionale dopo lesione unilaterale IR quindi non c'è modo di valutare la gravità della lesione senza raccolta tessuti renali e che potrebbe non essere possibile per studi più lungo termine. Per questo motivo abbiamo sviluppato un protocollo per indurre gravi lesioni IR unilaterale, e di valutare il recupero funzionale renale eseguendo nefrectomia controlaterale 8 giorni dopo la lesione iniziale. Usando questo approccio 90-100% dei topi sopravvivere alla ferita, ma soprattutto i topi sviluppare danno renale molto consistente e può essere valutato per il recupero funzionale a seguito di AKI dal giorno 9 in poi (Figura 3B). Questi risultati sono coerenti con studi su ratti indicano che i tempi di morsetto peduncolo lungo renali inducono più costituente danno tubulare renale di più breve morsetto TI mes progettato per indurre lieve a moderata AKI 9. Inoltre, in linea con gli studi precedenti 8, questi topi sviluppano costantemente posta lesioni fibrosi renale (che abbiamo valutato in 28a giornata). Questo non è associato a proteinuria almeno su uno sfondo BALB / c: dopo il grave IR-AKI al giorno 28 urinaria rapporto albumina / creatinina dopo lesione è di 0,8 ± 0,04 (media ± SEM in mcg / mg). Non è noto se la grave modello IR-AKI dà luogo a proteinuria su altri sfondi.
Figura 1. Anatomia del mouse ilo renale. Illustrando la posizione della guaina vascolare renale in relazione al uretere, cuscinetti di grasso perirenale e del surrene con apporto di sangue. Il cerchio nero indica la posizione del micro-clamp.
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Figura 2. Esposizione e bloccaggio del topo guaina vascolare renale (A), l'esposizione del rene sinistro dopo la dissezione di pelle e lo strato muscolare,. (B - E), Il rene sinistro è tenuto delicatamente con una pinza smussato mentre il grasso perirenale viene accuratamente rimosso con una pinza. (F), Exposed lasciato peduncolo (freccia verde) renale. La linea tratteggiata bianca segna la posizione prevista dell'uretere all'interno del cuscinetto adiposo periilare. Questa regione deve essere evitato con il morsetto vascolare. (G), Micro-clamp applicata al rene sinistro. (H), Clamped rene sinistro è coperto con la pelle. (I), (G), Aspetto del rene prima (A), durante (I) e dopo (G) dopo la rimozione della pinza vascolare.
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Figura 3. Il recupero funzionale dopo AKI. Variazioni della creatinina sierica (mediante saggi enzimatici) dopo la lesione IR moderata (26 min Tempo di clamp) e nefrectomia controlaterale (A), i cambiamenti nella creatinina sierica dopo l'induzione di lesioni gravi (30 min Tempo di morsetto) e nefrectomia controlaterale alla Giorno 8 (B). Studi condotti in topi BALB / c, n = 6 per gruppo. Risultati espressi come media + /-SEM creatinina sierica in mg / dl, misurata con saggio enzimatico.
| Ceppo di topi | Approssimativa età mouse | Peso del mouse approssimativa | Bloccare tipo | Società e numero di catalogo | Tempo di ischemia per gravi lesioni | Tempo di ischemia per lesioni lievi | Temperatura di riscaldamento pad |
| BALB / c 4-5 mesi | 25-28 g | Vascolare morsetto (795 g pressione) | Roboz, RS-5459 | 30 min (o più) | 26 min | 38 ° C | |
| C57Bl / 6 | 4-5 mesi | 24-27 g | Vascolare morsetto (795 g pressione) | Roboz, RS-5459 | 29 min (o più) | 26 min | 38 ° C |
| CD1 | 4-5 mesi | 36-39 g | Vascolare morsetto (75-85 pressione g) | FST, 18.055-02 | 29 min (o più) | 26 min | 38 ° C |
Tabella 1. Raccomandato pinze vascolari, tempi di ischemia, e ceppi del mouse che abbiamo valutato.
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Discussion
Descriviamo due modelli di IR-AKI per studiare gli effetti di danno renale moderata e grave. Questi modelli ci permettono di indurre lesioni coerente e prevedibile con una bassa mortalità. Il nostro protocollo delinea molte delle difficoltà e le insidie tradizionalmente associate a questo modello. Inoltre, abbiamo dimostrato che in base alla lunghezza del peduncolo renale bloccaggio, il modello induce una gran parte reversibile lieve e moderata AKI, o più grave AKI con recupero incompleto e fibrosi renale persistente. Fibrosi post-infortunio in gravi modello IR-AKI può derivare dal fatto che i topi sono in grado di sopravvivere con danno renale più grave di quanto sarebbe possibile se questi tempi è più ischemici erano stati eseguiti bilateralmente. Tuttavia, vi è anche la prova che la presenza di un rene controlaterale indenne per i primi giorni dopo l'IR aumenta la post-AKI fibrosi 8. Pertanto, mentre i meccanismi di cross talk tra reni illesi e feriti restano da fissareblicato, questo meccanismo può spiegare anche migliorato la fibrosi post-infortunio che osserviamo in questo modello. Mentre resta da stabilire se i risultati utilizzando questi modelli possono essere tradotti in terapie per le malattie umane, forniscono modelli affidabili per studiare i meccanismi e le terapie in IR-AKI e per prevenire post-AKI renale la fibrosi, un problema clinico che sta emergendo come un importante contributo in progressiva malattia renale cronica 10, 11.
Ci sono una serie di criticità che possono influenzare la gravità del danno renale acuto dopo un trauma IR che devono essere attentamente curato: ceppo di topi 12, sesso 13, 14 anni e peso del mouse, la pinza vascolare utilizzato, e sistemi di riscaldamento 15. La scelta del diritto pinze vascolari può essere una sfida. Efficienza della pinza viene valutata durante la procedura chirurgica come il rene dovrebbe diventare nero uniformemente entro 5-10 minuti di stage morsetto. Tuttavia, è anche important che tutta rene è ri-perfuso (pinks up) rapidamente dopo la rimozione del morsetto. Abbiamo trovato alcuni dei morsetti più pesanti funzionano bene con alcuni ceppi (ad es BALB / ce C57Bl / 6), ma in altri, queste fascette indurre il danno vascolare e la riperfusione renale è spesso incompleta (ad esempio: CD1). Una sintesi dei morsetti vascolari, pesi morsetto (a pressione) e ceppi di topi che abbiamo valutato è elencato nella tabella 1. Per i sistemi di riscaldamento, un certo numero di ricercatori usa rilievi di riscaldamento auto-regolamentati con sonde di temperatura per monitorare e mantenere la temperatura corporea costante. Pur teoricamente vantaggiosa, abbiamo trovato che questo sistema di riscaldamento può provocare ampie oscillazioni della temperatura corporea nel corso dell'intervento chirurgico, dando luogo a risultati molto variabili. Inoltre, questi sistemi sono relativamente costosi così può limitare il numero di topi si può operare su in qualsiasi momento. Dopo un sacco di tentativi ed errori si è passati ad una temperatura costante, acqua circolante heasistema ting. Il vantaggio principale di questo è che la piattaforma riscaldamento dà temperature stabili (38 ° C) durante l'intervento chirurgico. Con la grande area piattaforma è inoltre possibile operare su un numero di topi in superficie in qualsiasi momento (che è un requisito pratico per la maggior parte degli studi IR-AKI). Detto questo, abbiamo trovato c'era ancora una significativa variabilità lesioni a seguito di moderata (ma non grave) IR-AKI. Questo non è un problema per gli studi in cui i trattamenti sono iniziati 24 ore o più post-lesione, poiché mouse che sviluppano lesioni insufficienti o eccessivamente gravi possono essere rimossi dallo studio prima della randomizzazione mediante analisi della creatinina sierica. Tuttavia, se i topi sono stati trattati pre-infortunio o se vengono utilizzati modelli genetici, può essere necessario introdurre ulteriori controlli sulla variabilità sperimentale. Dal fluttuazione della temperatura corporea è probabile che sia il contributo maggiore alla variabilità dei danni IR in questo modello, un approccio per limitare la variabilità sarebbe quello di mtemperature interne onitor utilizzando sonde rettali al fine di determinare gli animali appropriati per includere o escludere in analisi successive. Le considerazioni finali sono l'età del mouse, peso e sesso. La maggior parte della nostra esperienza è stata con i topi BALB / c, e abbiamo ottenuto i risultati migliori quando i topi raggiungono il peso corporeo stabile da 4-5 mesi di età, con pesi corporei ~ 25-28 g. Infine, poiché i maschi hanno una maggiore suscettibilità a IR-AKI delle femmine 13, eseguiamo tutti i nostri studi utilizzando solo topi maschi. Tuttavia, ci sono ulteriori variabili che sono difficili da controllare, così ogni laboratorio e ciascun investigatore dovranno stabilire tempi morsetto e le condizioni precisi per indurre la gravità delle lesioni che desiderano in ceppo murino di loro scelta.
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Disclosures
Gli autori non hanno conflitti di interesse da dichiarare.
Acknowledgments
Laboratorio del Dr. de CAESTECKER è supportato dal NIH 1RO1 HL093057-01 e 1RC4DK090770-01. Laboratorio Dr. Harris 'è supportata da DK38226, DK51265, DK62794 e finanziamenti del Veterans Administration. Il supporto per il mouse rene ambulatori lesioni, creatinina sierica, e saggi fibrosi anche forniti dalla Vanderbilt O'Brien Kidney Injury Centro concessione 1P30 DK079341.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Ketamine (anesthetic) | Webster Veterinary | 07-881-9413 (100 mg/ml) | Final concentration 30 mg/ml Ketamine with 3 mg/ml Xylazine administered at 3-4 ml/kg (100 mg/kg Ketamine and 10 mg/kg Xylazine) |
| Xylazine (analgesic) | Webster Veterinary | 07-808-1939 (100 mg/ml) | As above |
| Antisedan (anti-Xylazine) | Webster Veterinary | 07-867-7097 (5 mg/ml) | Optional: to reverse effects of Xylazine in order to increase the rate of recovery after surgery Use 0.5-0.7 mg/kg |
| Buprenorphine (analgesic) | Bedford Laboratories | NDC 55390-100-10 (0.3 mg/ml) | Dose 0.05-0.1 μg/g every 8-12 hr. Make up a 1:5 dilution in sterile normal saline preoperatively and give 2.5-5 μl/g of the diluted solution. |
| Ophthalmic ointment | Dechra | NDC 17033-211-38 | |
| Betadine swab sticks | Purdue Products L.P. | NDC 67618-153-01 | |
| Nolvasan Surgical Scrub | Pfizer Animal Care | 300253 | |
| Table 2. Drugs and solutions for I/R surgery. | |||
| Iris Scissors | Integra Miltex | VWR 21909-404 | For skin and muscle dissection |
| Curved iris forceps | FST | 11065-07 | To hold skin and muscle, to remove peri-nephric fat |
| Blunt forceps | ROBOZ | RS-5228 | To manipulate kidneys |
| Vascular clamp (795 g pressure) | ROBOZ | RS-5459 | Good for C57BL/6 and BALB/c mice strains |
| Schwartz clip applying forceps | ROBOZ | RS-5450 | For RS-5459 clamps |
| Vascular clamp (75-85 g pressure) | FST | 18055-02 | Optimal for CD1 mice strain, but also can be used for C57BL/6 and BALB/c |
| Micro-Serrefine Clamp Applicator-14 cm with Lock | FST | 18056-14 | For FST 18055-02 clamps |
| Gayman T/Pump (water-bath heated platform) | Braintree Scientific | TP-650 | The water heater is set at 38 °C 1 hr prior surgery |
| 15" W x 24" Heated platform | Braintree Scientific | HHP-2 | Connect to Gayman heated water pump |
| Heating pad | Braintree Scientific | Model 39DP | Uses microwave for heating. This is useful for warming during recovery |
| Absorbable suture (Vicryl 5-0) | ETHICON | VCP834G | For fascia and muscle |
| Non-absorbable suture: monofilament nylon MONOMID 6/0 660B) | CP Medical | CP-B660B-03 | For skin |
| Halsey needle holder: Tungsten Carbide/13 cm | FST | 12501-13 | To hold suture needles |
| Timer | FST | 06-662-3 | To quantify ischemia time |
| Hot bead sterilizer | FST | 18000-45 | To sterilize instruments between mice if you are performing multiple surgeries (it is not sufficient to soak instruments in ethanol) |
| Electric razor | Braintree Scientific | CLP-22965 | |
| Tape | Durapore | 1538-0 | |
| 1 ml Syringe | EXELint | 26044 | |
| Sterile cotton tipped applicators | Kendall | 8884541300 | |
| Absorbent BenchPad | VWR | 56617-014 | |
| Surgical drapes | VWR | 21902-985 | Need to be autoclaved |
| 2’’ x 2’’ Gauze Pads | Medi-First | 60673 | |
| Sterile gloves | Cardinal Health | 2D7251 | |
| Table 3. Equipment and instruments for I/R surgery. | |||
References
- Singh, A. P., Junemann, A., Muthuraman, A., Jaggi, A. S., Singh, N., Grover, K., Dhawan, R. Animal models of acute renal failure. Pharmacological reports: PR. 64, 31-44 (2012).
- Heyman, S. N., Rosenberger, C., Rosen, S. Experimental ischemia-reperfusion: Biases and myths-the proximal vs. Distal hypoxic tubular injury debate revisited. Kidney Int. 77, 9-16 (2010).
- Lieberthal, W., Nigam, S. K. Acute renal failure. II. Experimental models of acute renal failure: Imperfect but indispensable. Am. J. Physiol. Renal Physiol. 278, F1-F12 (2000).
- Dunn, S. R., Qi, Z., Bottinger, E. P., Breyer, M. D., Sharma, K. Utility of endogenous creatinine clearance as a measure of renal function in mice. Kidney Int. 65, 1959-1967 (2004).
- Yuen, P. S., Dunn, S. R., Miyaji, T., Yasuda, H., Sharma, K., Star, R. A. A simplified method for HPLC determination of creatinine in mouse serum. Am. J. Physiol. Renal Physiol. 286, F1116-F1119 (2004).
- Hetu, P. O., Gingras, M. E., Vinet, B. Development and validation of a rapid liquid chromatography isotope dilution tandem mass spectrometry (LC-IDMS/MS) method for serum creatinine. Clin. Biochem. 43, 1158-1162 (2010).
- Keppler, A., Gretz, N., Schmidt, R., Kloetzer, H. M., Groene, H. J., Lelongt, B., Meyer, M., Sadick, M., Pill, J. Plasma creatinine determination in mice and rats: An enzymatic method compares favorably with a high-performance liquid chromatography assay. Kidney Int. 71, 74-78 (2007).
- Yang, L., Besschetnova, T. Y., Brooks, C. R., Shah, J. V., Bonventre, J. V. Epithelial cell cycle arrest in G2/M mediates kidney fibrosis after injury. Nat. Med. 16, 535-543 (2010).
- Shanley, P. F., Rosen, M. D., Brezis, M., Silva, P., Epstein, F. H., Rosen, S. Topography of focal proximal tubular necrosis after ischemia with reflow in the rat kidney. Am. J. Pathol. 122, 462-468 (1986).
- Chawla, L. S., Amdur, R. L., Amodeo, S., Kimmel, P. L., Palant, C. E. The severity of acute kidney injury predicts progression to chronic kidney disease. Kidney Int. 79, 1361-1369 (2012).
- Lo, L. J., Go, A. S., Chertow, G. M., McCulloch, C. E., Fan, D., Ordonez, J. D., Hsu, C. Y. Dialysis-requiring acute renal failure increases the risk of progressive chronic kidney disease. Kidney Int. 76, 893-899 (2009).
- Burne, M. J., Haq, M., Matsuse, H., Mohapatra, S., Rabb, H. Genetic susceptibility to renal ischemia reperfusion injury revealed in a murine model. Transplantation. 69, 1023-1025 (2000).
- Muller, V., Losonczy, G., Heemann, U., Vannay, A., Fekete, A., Reusz, G., Tulassay, T., Szabo, A. J. Sexual dimorphism in renal ischemia-reperfusion injury in rats: Possible role of endothelin. Kidney Int. 62, 1364-1371 (2002).
- Schmitt, R., Marlier, A., Cantley, L. G. Zag expression during aging suppresses proliferation after kidney injury. J. Am. Soc. Nephrol. 19, 2375-2383 (2008).
- Oxburgh, L., de Caestecker, M. P.
