Ischémie-reperfusion modèle de lésions rénales aiguës et post blessures fibrose chez la souris

Résumé

Nous décrivons les modèles de lésions rénales ischémie-reperfusion induite modérée et sévère dans laquelle les souris subissent unilatérale pédicule rénal serrage suivie par néphrectomie controlatérale simultanée ou différée, respectivement. Ces modèles donnent systématiquement lieu à une insuffisance rénale et une fibrose post-traumatique, mais la gravité des blessures et la survie dépendent de fond, l'âge et chirurgical de la souris.

Résumé

Insuffisance rénale aiguë induite par l'ischémie-reperfusion (IR-AKI) est largement utilisé comme un modèle de AKI chez la souris, mais les résultats sont souvent très variable avec des taux élevés de mortalité souvent non déclarés qui peuvent fausser les analyses. Bilatérale pédicule rénal serrage est couramment utilisé pour induire IR-AKI, mais les différences entre les pressions de serrage efficaces et / ou des réponses à une ischémie rénale entre reins conduisent souvent à des résultats plus variables. En outre, les temps de serrage plus courtes sont connus pour induire des lésions aux tubules plus variable, et alors que les souris subissant une blessure bilatérale avec des temps de serrage plus développer lésion tubulaire plus cohérente, ils meurent souvent dans les 3 premiers jours après une blessure due à une insuffisance rénale sévère. Pour améliorer la survie post-traumatique et d'obtenir des résultats plus cohérents et prévisibles, nous avons développé deux modèles de lésions d'ischémie-reperfusion unilatérale suivie par néphrectomie controlatérale. Les deux chirurgies sont effectuées en utilisant une approche dorsale, la réduction du stress chirurgical résultant from laparotomie ventrale, couramment utilisé pour les souris IR-Aki chirurgies. Pour l'induction de blessures souris BALB / c modérés subissent unilatérale de serrage du pédicule rénal pour 26 min et subissent également une néphrectomie controlatérale simultanée. En utilisant cette approche, 50-60% des souris de développer modérée AKI 24 heures après la blessure, mais 90-100% des souris survivent. Pour induire une IRA plus grave, des souris BALB / c subissent pédicule rénal serrage pendant 30 min suivie par néphrectomie controlatérale 8 jours après la blessure. Cela permet une évaluation fonctionnelle de récupération rénale après une blessure à 90-100% de survie. Au début des lésions tubulaires post-traumatique ainsi que après une blessure fibrose sont hautement compatibles avec ce modèle.

Introduction

Une variété de modèles expérimentaux d'insuffisance rénale aiguë (IRA) ont été développés pour répondre à la diversité et à la complexité de la condition humaine (voir référence pour un récent examen exhaustif ^1). Chacun de ces modèles a ses propres forces et faiblesses, et tandis que chaque imite les conditions humaines correspondantes avec des rendements variés, aucun modéliser précisément la physiopathologie de leurs homologues humains. ischémie-reperfusion (IR) induite par AKI a été développé comme un modèle de lésion rénale induite par l'ischémie aiguë chez les rongeurs. Alors que la gravité de la blessure tubulaire rénale vu dans ce modèle est rarement observée chez les patients souffrant de lésions de hypoperfusion rénale ^2, malgré ses limites et en grande partie en raison de la nature relativement reproductible de ce modèle, son utilisation intensive a fourni, et il est prévu, continuera de fournir des indications importantes sur la plupart des mécanismes communs de base de AKI, la réparation et la thérapie ^3. Chirurgie IR nécessite familiarity avec l'anatomie du rein de souris, que nous avons illustré sous une forme simplifiée dans la figure 1. Chirurgie des lésions rénales ischémie-reperfusion (IR) peut être réalisée par des approches ventrales (laparotomie) ou dorsale (rétropéritonéale). Nous utilisons une approche dorsale car elle est moins traumatisante, permettant des temps de récupération plus rapide et une meilleure survie (en particulier lors de la première étude de la procédure). Rénale blessure IR peut être effectuée unilatéralement ou bilatéralement. Toutefois, les différences entre les pressions efficaces de serrage (qui peut résulter de l'interposition de la graisse péri-hilaire entre les mâchoires de la pince) et / ou des différences dans les réponses à une ischémie rénale entre les côtés conduit à des résultats plus variables. Si ce n'est pas un problème insurmontable, il peut augmenter la variabilité entre les expériences, ce qui est un enjeu majeur pour ce modèle. IR unilatérale peut être réalisée avec une néphrectomie controlatérale. C'est notre méthode de choix car elle réduit la variabilité de serrage entre pédicules, et en même temps uneP ermet un à évaluer la fonction rénale, qui n'est pas affecté par IR unilatérale seul. Il ya eu des discussions sur ce qui est la méthode la plus pratique vs optimale afin d'évaluer la fonction rénale chez les souris. Urée sanguine (BUN) fournit une mesure de la fonction rénale et est un "premier regard" marqueur utile dans certains modèles de AKI, y compris les blessures IR. Cependant, les niveaux BUN peuvent être affectés par l'état du volume des souris susceptibles d'être affectés, notamment à la suite ventral blessure IR d'approche, lorsque la récupération tardive réduit la prise orale de fluides pour un nombre de jours post-opératoires. La créatinine sérique est moins influencée par l'état d'hydratation mais il est clairement affectée par la masse musculaire. Une des difficultés avec des mesures de la créatinine sérique a eu des problèmes avec la détection des chromogènes non-créatinine dans le sérum de souris en utilisant des techniques à base d'acide picrique. Comme alternative, un certain nombre de centres ont mis au point une méthode HPLC à base de quantifier la créatinine de la souris qui n'est pas affectée par cet artefact ^4. Cependant, UNLike BUN et dosages de la créatinine de l'acide picrique, qui ne nécessitent 5-10 ul de sérum, HPLC tests nécessitent environ 25 pi par dosage sérique, qui si elle est effectuée en double, il faudra ~ 100 ul de sang total par dosage. Cela peut être un facteur limitant pour les études de souris. Certains centres ont développé des méthodes HPLC et spectrométrie de masse basée sur plus sensibles qui permettent une analyse de petits volumes d'échantillons ^{5, 6.} Cependant, ces technologies ne sont pas largement disponibles. Un essai en cascade alternative enzymatique (qui nécessite seulement 5-10 ul de sérum) a été évaluée dans des échantillons de sérum souris et le rat et montré ressemblerait de près mesures HPLC de la créatinine sérique alors que les tests de l'acide picrique toujours des valeurs de créatinine surestimer ^7. Bien que ce test n'est pas largement utilisé dans la littérature AKI, le dosage est disponible dans le commerce, simple à utiliser, et nous trouvons donne des résultats fiables avec ce modèle d'IR induite par AKI chez la souris.

Protocole

1. Autoclave tous les instruments chirurgicaux avant la chirurgie. Notez que si l'on effectue plusieurs opérations sur différents souris, rincer les instruments après chaque utilisation, puis stériliser l'aide d'un stérilisateur à billes chaud. Il ne suffit pas de faire tremper dans de l'éthanol à 70%.
2. Donner 0,5 ml S / C saline normale stérile préopératoire et postopératoire immédiate pour compenser la perte de liquide corporel pendant la chirurgie.
3. Peser les souris.
4. Anesthésier la souris en utilisant xylazine IP / mélange kétamine. Il prend habituellement 3-5 min pour les souris à atteindre chirurgicale plan anesthésie.
5. Raser le site chirurgical avec suffisamment zone frontalière pour garder les cheveux de contaminer le site d'incision. Cela doit être effectué dans une zone de préparation, pas là où l'opération est effectuée.
6. Appliquer une pommade ophtalmique lubrifiante pour les yeux pour éviter le dessèchement pendant la procédure.
7. Placer la souris sujettes à la surface chauffée couverte avec la garniture de banc absorbant. jambes de bande à la surface chirurgicale.
8. Si vous utilisezle système de bain d'eau, mettre la chaleur à 38 ° C 1 heure avant la chirurgie.
9. Préparation aseptique utilisant Betadine solution tampon bâton: gommage du centre du site vers la périphérie 3x, chaque fois suivi d'un nettoyage avec Nolvasan pour enlever la Betadine. Tous Betadine doit être retiré du champ chirurgical avant l'incision par un rinçage à l'Nolvasan. Avant de commencer gants de procédures aseptiques devraient être modifiés pour être stériles.
10. Couvrir champ opératoire avec un champ opératoire stérile. Cela permettra d'éviter cheveux parasite de pénétrer dans le champ opératoire et offrir un espace où reposer instruments stériles pendant la chirurgie.
11. Palper emplacement du rein à travers la peau.
12. Coupez la peau du dos le long de la ligne médiane de souris (environ 1,5 cm) à l'aide des ciseaux et des pinces.
13. Séparer la peau et les couches sous-cutanées sur les côtés dorsal gauche et droite à travers cette incision par dissection avec des ciseaux et des pinces.
14. Faire une petite incision à travers le droit flANK musculaire et fascia-dessus du rein et extérioriser le rein droit.
15. Disséquer soigneusement les pôles supérieur et inférieur du rein libres du tissu environnant. Notez que les tissus adipeux de partout dans le pôle supérieur contient la glande surrénale portant son propre approvisionnement en sang qui peut être poussée hors du rein, mais de toute évidence ne doit pas être retiré de la souris (Figure 1). Après rein libérateur de tissu environnant, attacher le fil de soie 4-0 autour du hile du rein droit en utilisant un noeud à double chirurgicale. Laisser une extrémité de la suture ~ 2 en long pour contenir le rein que vous coupez distale du nœud de sorte que vous pouvez visualiser le site à couper. Irriguer le moignon avec une solution saline stérile.
16. Fermez la couche musculaire en utilisant suture absorbable.
17. Faire une petite incision dans le muscle du flanc gauche et au-dessus du fascia rein et extérioriser le rein gauche (figure 2A).
18. Tenez soigneusement rein en utilisant le forceps émoussé tout en libérant rénalepédicule du tissu environnant graisse à l'aide des pinces (figures 2B-2F). Trop de pression sur le rein en utilisant les forceps émoussé peut provoquer des lésions rénales on doit donc tenir compte lors de la conception des contrôles «Sham» pour les études. Si vous trouvez que vos commandes fictives se développent des lésions rénales (comme en témoigne une augmentation de la créatinine sérique), une méthode alternative, vous pouvez envisager de libérer le tissu adipeux environnant du pédicule rénal est de faire rouler doucement les tissus avec une solution saline stérile imbibée de coton écouvillons pointe. Dans notre expérience, la graisse est assez fermement attaché à la pédicule rénal et ne peut pas être enlevé facilement avec des cotons-tiges, de sorte que ce ne soit pas la première approche que vous souhaitez utiliser. Cependant, comme d'autres aspects de ce modèle, c'est quelque chose que vous aurez à mettre en place pour vous-même avec la pratique et l'expérience.
19. Clamp gauche pédicule rénal utilisant clamp vasculaire non traumatique aide d'une pince de fixation (pour faciliter le positionnement de la pince), utiliser la minuterie pour différentes clamp fois en fonction de la souche de souris et de la gravité des blessures nécessaire (voir tableau 1).
20. Couvrir le rein gauche avec la peau (figure 2H).
21. Couvrir incision de la peau avec gaze imbibée saline.
22. Extérioriser rein, confirmer l'aspect sombre uniforme et relâcher la pince après les heures indiquées, et confirmer que l'aspect sombre revers uniformément dans le rein (Figure 2I / G). Si le rein n'est pas rapidement et uniformément re-perfuser (jusqu'à rose) de la souris devrait être exclu de l'analyse. Poussez doucement les reins en arrière dans l'espace rétro-péritonéal.
23. Fermez la couche musculaire en utilisant suture absorbable.
24. Fermez la couche de peau en utilisant monofilament en nylon non résorbable.
25. Administrer la buprénorphine analgésie.
26. Transfert souris loin du champ opératoire sur un coussin chauffant jusqu'à ce qu'ils se réveillent.
27. Remettre les souris à la salle des animaux.
28. Surveiller de près les souris et donner des doses supplémentairesde la buprénorphine comme indiqué ci-dessus toutes les 8-12 h pour la douleur ou d'inconfort. Les signes cliniques résultant de l'administration d'analgésiques comme la dépression ou d'autres changements de comportement, l'apparence anormale ou posture comme horripilation, posture courbée, le manque de toilettage et de manger, ou à l'immobilité.

Résultats

Modéré IR induite par AKI. IR unilatérale avec néphrectomie controlatérale simultanée réduit considérablement la variabilité des résultats, mais avec des temps de serrage courtes nécessaires pour les souris de survivre à cette procédure, nous avons trouvé encore que seulement 50-60% des souris ont développé l'insuffisance rénale attendu 24 heures après une blessure (figure 3A). En termes pratiques, cela crée des difficultés à évaluer les données, sauf si les études portent sur les r...

Discussion

Nous décrivons deux modèles d'IR-AKI pour étudier les effets de l'atteinte rénale modérée et sévère. Ces modèles nous permettent d'induire des lésions cohérente et prévisible avec une faible mortalité. Notre protocole décrit bon nombre des difficultés et des écueils traditionnellement associés à ce modèle. Par ailleurs, nous avons montré que selon la longueur du pédicule rénal serrage, le modèle induit une légère ou modérée AKI largement réversibles, ou plus grave AKI avec récupération incomplète et la fibro...

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
Kétamine (anesthésique)	Webster Veterinary	07-881-9413 (100 mg/ml)	Concentration finale 30 mg/ml Kétamine avec 3 mg/ml Xylazine administrée à 3-4 ml/kg (100 mg/kg de kétamine et 10 mg/kg de xylazine)
Xylazine (analgésique)	Webster Veterinary	07-808-1939 (100 mg/ml)	Comme ci-dessus
Antisedan (anti-xylazine)	Webster Veterinary	07-867-7097 (5 mg/ml)	Facultatif : pour inverser les effets de la xylazine afin d’augmenter le taux de récupération après la chirurgie Utiliser 0,5-0,7 mg/kg
de buprénorphine (analgésique)	Bedford Laboratories	NDC 55390-100-10 (0,3 mg/ml)	Dose 0,05-0,1 &mu ; g/g toutes les 8 à 12 heures. Préparer une dilution de 1:5 dans une solution saline normale stérile avant l’opération et donner 2,5-5 &mu ; l/g de solution diluée.
Pommade ophtalmique	Dechra	NDC 17033-211-38	;
Bâtonnets d’écouvillon à la bétadine,	Purdue Products L.P.	NDC 67618-153-01	;
Nolvasan Gommage Chirurgical	Pfizer Animal Care	300253	;
Table 2. Médicaments et solutions pour la chirurgie I/R.
Iris Ciseaux	Integra Miltex	VWR 21909-404	Pour la dissection cutanée et musculaire
Pince à iris courbée	FST	11065-07	Pour maintenir la peau et les muscles, pour enlever la graisse péri-néphrique
Pince émoussée	ROBOZ	RS-5228	Pour manipuler les reins
Pince vasculaire (pression de 795 g)	ROBOZ	RS-5459	Bon pour les souches de souris C57BL/6 et BALB/c
Pince à pince Schwartz	ROBOZ	RS-5450	Pour pinces RS-5459
Pince vasculaire (pression de 75-85 g)	FST	18055-02	Optimal pour la souche de souris CD1, mais peut également être utilisé pour C57BL/6 et BALB/c
Micro-Serrefine Clamp Applicator-14 cm avec serrure	FST	18056-14	Pour les pinces FST 18055-02
Gayman T/Pump (chauffée au bain-marie plate-forme)	Braintree Scientific	TP-650	Le chauffe-eau est réglé à 38 ° ; C 1 heure avant la chirurgie
15 » L x 24 » Plate-forme chauffée	Braintree Scientific	HHP-2	Se connecter à la pompe à eau chauffée Gayman
Coussin chauffant	Braintree Scientific	Model 39DP	Utilise le micro-ondes pour le chauffage. Ceci est utile pour se réchauffer pendant la récupération
Suture résorbable (Vicryl 5-0)	ETHICON	VCP834G	Pour fascia et muscle
Suture non résorbable : nylon monofilament MONOMID 6/0 660B)	CP Medical	CP-B660B-03	Pour la peau
Porte-aiguille Halsey : Carbure de tungstène/13 cm	FST	12501-13	Pour tenir les aiguilles de suture
Minuterie	FST	06-662-3	Pour quantifier Temps d’ischémie
Stérilisateur à billes chaudes	FST	18000-45	Pour stériliser les instruments entre souris si vous effectuez plusieurs interventions chirurgicales (il ne suffit pas de tremper les instruments dans de l’éthanol)
Rasoir électrique	Braintree Scientific	CLP-22965	;
Ruban	adhésif Durapore	1538-0	;
Seringue de 1 ml	EXELint	26044	²
Applicateurs stériles à embout en coton	Kendall	8884541300	;
Coussin d’établi absorbant	VWR	56617-014	;
Champs opératoires	VWR	21902-985	Besoin d’être autoclavé
2' ’ x 2' ’ Compresses de gaze	Medi-First	60673	;
Gants stériles	Cardinal Health	2D7251	;
Tableau 3. Équipement et instruments pour la chirurgie I/R.