Summary
Samarbetet mellan en aktiverad onkogen som RAS V12 och mutationer i cell polaritet gener som klottrat, resultera i tumörtillväxt i Drosophila där tumörceller visar också invasiva beteenden. Här ett enkelt protokoll för induktion och observation av benigna och invasiva tumörer presenteras.
Abstract
Drosophila har belyst vår förståelse av den genetiska grunden för normal utveckling och sjukdomar under de senaste decennierna och i dag fortsätter att bidra enormt till vår förståelse av komplexa sjukdomar 1-7. Progression av tumörer från en godartad till en metastaserande tillstånd är en komplex händelse 8 och har modellerats i Drosophila att hjälpa oss att bättre förstå den genetiska grunden för denna sjukdom 9. Här presenterar jag ett enkelt protokoll för att genetiskt framkalla, observera och sedan analysera utvecklingen av tumörer i Drosophila larver. Den tumörinduktion teknik är baserad på den MARCM systemet 10 och drar nytta av samarbete mellan en aktiverad onkogen Ras V12 och förlust av cellpolaritet gener (klottrat, skivor stora och letal jätte larver) för att generera invasiva tumörer 9. Visar jag hur dessa tumörer kan visualiseras i intakt larver ochdå hur dessa kan dissekeras ut för vidare analys. Den förenklade protokoll presenteras här bör göra det möjligt för denna teknik för att kunna utnyttjas vid utredare intresserade av att förstå rollen av en gen i tumörinvasion.
Introduction
Progression av tumörer från en godartad till ett metastatiskt tillstånd är en stegvis process som kännetecknas av undandragande av skyddsmekanismer som finns i kroppen 8. Till exempel tumörceller i kroppen måste kunna undgå apoptos och immunsystemet, genombrott den specialiserade extracellulära matrix (ECM) kallas basalmembran, och övervinna alla sociala kontroller som införts av de omgivande cellerna 8. Det är genom en stegvis progression att cancercellerna förvärva förmågan att migrera och kolonisera avlägsna ställen i en process som kallas metastaser. Vår förståelse för hur tumörcellen övervinner de hinder som följer av kroppen är fortfarande i sin linda, men den framväxande bilden från forskningen gjort så här långt pekar på en upprepad användning av normala utvecklingsprocesser och signalvägar som cancercellerna 11-13.
Bananflugan Drosophila melanogaster har bidragit enormt till vår understanding av normal utveckling och sjukdomar genom användning av avancerade genetiska tekniker som utvecklats under de senaste decennierna 14-17. Med hjälp av mutagenes och överuttryck verktyg vi har kommit fram till en bättre förståelse av olika onkogener och tumörsuppressorgener 18-22. Dock är tumörmetastaser ett resultat av samarbete mellan flera genetiska lesioner som har främst studerats i cellodlingsmodeller 23,24 samt olika xenograft modeller 25-27. Dessa modeller though kraftfull har sina begränsningar eftersom de inte fullt ut efterlikna de förhållanden som råder i en levande organism. Dessutom transgena modeller i möss är besvärliga och inte bidrar till genetisk analys av invasiva beteende 28,29. Flera studier har försökt förstå invasion av tumörceller i Drosophila 30,31. Dessa tekniker utnyttjar främst transplantation av primära tumörer att värdar och sedan förlita sig på att spåra transplanted tumörer för invasion av angränsande vävnader 32,33. En kraftfull teknik som kallas MARCM 10 anpassades av Pagliarini och Xu för att modellera tumörinvasion i Drosophila 9. Denna eleganta genetiska modellering av tumörinvasion utnyttjade samarbetet mellan en aktiverad onkogen och förlust av cellens polaritet. Kraften i denna modellering ligger i det faktum att de invasiva tumörer skapas i en intakt organism därmed kringgå behovet av transplantation av vävnader. För att åstadkomma den onkogena samarbete, är en aktiverad onkogen som Ras V12 uttryckt i kloner av celler i larv eye-antenn skiva. Som ett resultat av den MARCM teknik dessa kloner är också märkta med grönt fluorescerande protein (GFP) för enkel visualisering och görs homozygot för cellpolaritet mutanter som letal jätte larver, klottrat, och skivor stora. Resultatet är GFP-märkt invasiva tumörer i KRANIE komplex. I denna rapport jagvisa hur man framkalla, och visualisera dessa invasiva tumörer, både i samband med en intakt larver och dissekeras ut KRANIE komplex. Den tumörinduktion presenteras här utnyttjar reagenser på den andra kromosomen i Drosophila. I tabell 2, jag ger en notering av aktier på X och 3: e kromosomer som kan användas för samma ändamål. Jag tror att denna förenklade protokoll kommer att göra denna teknik lätt tillgängliga för forskare som är intresserade av att förstå den molekylära grunden för tumörprogression.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. Induktion av Godartade Icke-invasiva tumörer
- Använd bestånd som anges i tabell 2 för induktion av godartade tumörer.
- Förbered en startkultur för "testare" lager av följande genotyp: y, w, ey-FLP1, Tub-Gal80, FRT40A; Act5C> y +> Gal4, UAS-GFP
- Förbered en startkultur för "testat" lager av följande genotyp: w; FRT40A, UAS-Ras V12 / cyo
- Samla tio kvinnliga jungfrur från "testare" lager och tio män från "testat" lager.
- Korsa män och kvinnor från "tester" och "testat" lager genom att placera dem båda i en injektionsflaska med fluga mat.
- Placera korset i en 25 ° C inkubator och låta män och kvinnor för att para sig och lägga ägg i 24-48 timmar.
- Kontrollera flaskorna för tillräcklig ägg nedfall och för förekomsten av första stadiet larver och se till att kulturen inte torkar ut.
- Tillsätt några droppar av autoklaveraddestillerat vatten till kulturen för att hålla den fuktig (om kulturen uttorkning).
- Fortsätta att övervaka kultur och upprepa steg 1.7.1 efter behov.
- Observera vandrande tredje stadiet larver under ett fluorescensstereomikroskop som beskrivs i avsnitt 3.
2. Induktion av invasiva tumörer
- Använd bestånd som anges i tabell 2 för induktion av invasiva tumörer.
- Använd startkultur från steg 1.2 ovan av följande genotyp: y, w, ey-FLP1, Tub-Gal80, FRT40A; Act5C> y +> Gal4, UAS-GFP
- Förbered en startkultur för "testat" lager av följande genotyp: w, LGL 4, FRT40A, UAS-Ras V12 / cyo
- Samla tio kvinnliga jungfrur från "testare" lager och tio män från "testat" lager.
- Korsa män och kvinnor från "tester" och "testat" lager genom att placera dem båda i en injektionsflaska med fluga food.
- Placera korset i en 25 ° C inkubator och låta män och kvinnor för att para sig och lägga ägg i 24-48 timmar.
- Kontrollera flaskorna för tillräcklig ägg nedfall och för förekomsten av första stadiet larver och se till att kulturen inte torkar ut.
- Tillsätt ett par droppar av autoklaverat destillerat vatten till kulturen för att hålla den fuktig (om kulturen uttorkning).
- Fortsätta att övervaka kultur för torrhet och upprepa steg 2.7.1 efter behov.
- Observera tredje stadiet larver under ett fluorescensstereomikroskop som beskrivs i avsnitt 3.
3. Observation av benigna och invasiva tumörer
- Använd tredje stadiet larver för godartad tumör isolering och visualisering.
- Blöt en pensel i destillerat vatten, och använda denna pensel skrapa några tredje stadiets larver från väggen av kulturen flaskan.
- Placera larver i en depression bild med 1X PBS och sedan med hjälp av en våt pensel skrote bort någon mat material från larvhuden.
- Placera larver i en Petri-plattan och låt stå i -20 ° C frys under 30 min för att immobilisera larven.
- Alternativ metod för att immobilisera larver med hjälp FLYNAP.
- Placera en FLYNAP wand doppad i FLYNAP till ampullen från 3.1.3.2 och efter att ansluta flaskan let ansluten flaska med larver stå i 30 till 40 min.
- Placera den immobiliserade larven på ett objektglas, tillsätt en droppe ljus Halocarbon olja, täck med ett täckglas och observera under ett fluorescensstereomikroskop med möjlighet att visualisera grönt fluorescerande protein (GFP).
- Den godartad tumör bärande larver kommer fluorescerar grönt i den främre regionen där cefaliska komplexet är närvarande.
- Välj dag 10 larver (efter induktion) från kulturen i steg # 2 ovan för observation av invasiva tumörer. Dag 10 larver väljs eftersom invasiva tumörbärande larver har en utökad larval stadiet och i allmänhet misslyckas med att pupariate.
- Följ steg 3.1.1 till 3.1.4 utom i stället för tredje stadiet larver använda dag 10 larver.
- Dagen 10 invasiva tumörbärande larver kommer fluorescerar grönt i den främre regionen där cefaliska komplexet är närvarande.
- Om fluorescensmikroskop är utrustad med en digitalkamera sedan ta bilder av fluorescerande godartade och invasiva tumörbärande larver.
4. Dissektion av Cephalic Complex och ytterligare observation av godartad och invasiva tumörer
De genomskinliga epidermis hos larven gör det svårt att observera graden av invasion av tumörer. Således omfattningen av invasionen är bättre visualiseras genom att dissekera den cefaliska komplex ur larven. Följande steg ska användas för att dissekera den cefaliska komplexet.
- Med hjälp av en våt pensel välja tredje stadiet larver (för godartade tumörer) och dag 10 larver (för invasiva tumörer) from respektive odlingsflaskor.
- Placera larver i en brunn på en dissektion maträtt som innehåller kallt 1X PBS. Använd pensel för att skrapa bort eventuella matrester från larvhuden.
- Överför ren larver till en ny brunn i dissektion skålen med kallt 1X PBS.
- Kontroll av förekomsten av GFP fluorescens med hjälp av ett stereomikroskop kan upptäcka fluorescens. Kasta inte GFP lager larver.
- Lägg till 1,0 ml kallt 1X PBS till en ny brunn på dissekering skålen och med hjälp av en pincett överföra en larv som bär antingen godartade eller invasiva tumörer (dissektion protokoll är detsamma för dessa två typer av tumörer).
- Håll larven ner med hjälp av en pincett omkring 2/3rds från den främre änden.
- Använd den andra pincett och smart separera den bakre 1/3rd av larven och kassera den.
- Släpp främre 2/3rds av larven. När trycket inuti larven frisätts innehållet i denlarv kommer att sippra ut i kroppshåligheten.
- Använd en pincett för att ta bort tarmen, fett kroppen och andra inre innehållet i larven som sipprade ut ur kroppen hålighet.
- Använd en pincett för att hålla munnen kroken av larven och skjut in larvhuden och använda andra pincett invertera larven helt.
- Använd pincett för att försiktigt och försiktigt ta bort fettet kroppen, spottkörtlar, tarm, vingskivan komplexa och eventuella Trakealtuber. Den KRANIE komplex ska nu synas fäst munnen kroken i den inverterade larven. De hjärnhalvorna och den ventrala nerv sladd (VNC) skulle fortfarande vara ansluten till larvhuden genom nerverna som kommer från VNC.
- Använd en pincett för att försiktigt bryta sambanden mellan de cefaliska nerver och larvhuden.
- Eftersom anslutningarna nerv mellan VNC och larvhuden bryts och överflödigt fett kroppen och annan vävnad tas bort, det cefaliska complex skulle bli tydligt och kommer att knytas till larvhuden endast vid munnen krokar.
- Den KRANIE komplex kan sitta kvar på larvhuden om komplexet behöver fixas för nedströms applikationer såsom antikroppar färgning eller för senare visualisering.
- Om inga ytterligare tillämpningar i efterföljande led skulle utföras då den cefaliska komplexet kan lossas från larvhuden och placerades i en droppe av en glycerolbaserat monteringsmedia för vidare observation och analys. Använd Vectashield som monteringsmedier.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Som ett resultat av det protokoll som presenteras här användaren kommer att kunna framkalla godartade tumörer genom att överuttryck av en aktiverad onkogen i larv ögat antennal imaginal skiva. Användaren kommer också att kunna inducera invasiva tumörer i ögat antennal skivan genom överuttryck av en aktiverad onkogen i kloner av celler också mutant för en cell polaritet genen. Tumörerna kan enkelt visualiseras med hjälp av en fluorescensstereomikroskop som "grönt fluorescerande" vävnad i hela larver eller cefaliska komplex som har dissekerade av larvkroppen hålighet (Figur 1). De godartade tumörer kommer att lokaliseras till ögat antennal skiv komplexa som kloner av GFP positiva celler medan invasiva tumörer kommer att resultera i massiva överväxt av tumörer och efterföljande migration av GFP positiva invasiva tumörer till VNC och andra intilliggande organ. I> 10 dagar gamla larver (härlett från invasiva tumör genotyp) GFP positiva och fristående sekundära tumörer floaning i larvkroppen hålighet kan också observeras. Dessutom, medan larverna bära godartade tumörer pupariate i tid, de som bär de invasiva tumörer har en längre larvperioden och inte pupariate. Dessa invasiva tumörbärande larver lätt kan observeras som "jättelarver" med en vätskefyllda kroppshålan.
Figur 1. . Benigna och invasiva tumörer i Drosophila AB vänstra panelen: Grönt fluorescerande larv med godartade och invasiva tumörer, respektive AB högra panelen:. Dissekerade cefaliska komplex från larver bär antingen godartade eller invasiva tumörer respektive A) Godartade tumörer är lokaliserade till ögat-antenn. skiva där de induceras. Lägg märke till att GFP märkt vävnaden inte har övergått till intilliggande organ somden ventrala nerv sladd (VNC). Jämför detta till B. B) Cephalic komplexa lager invasiva tumörer från en dag 10 larv. Lägg märke till överväxt av tumörvävnad (grön) och även invasion av intilliggande organ såsom VNC och munnen krokar från tumörvävnad (indikeras med en röd pil). Invasionen av de intilliggande organ vid den invasiva tumörvävnad indikeras med en pil. Klicka här för att visa en större bild .
Figur 2. Ett klassificeringssystem för invasiva tumörer som baseras på omfattningen av migrationen över VNC. Schemat för VNC visas med omfattningen av tumören migration avbildas med grön färg fyllning. Numret i samband medsvårighetsgrad av migrering ges ovanför varje schematisk.
| Kromosom # | Tester stam genotyp | Testad stam genotyp | Referens | |
| Godartade tumörer | Invasiva tumörer | |||
| 1 | w, Tub-Gal80, FRT19A, ey-FLP5, Act5C> y +> Gal4, UAS-GFP | w, FRT19A, UAS-Ras V12 | dlg M52, FRT19A/FM7C, UAS-Ras V12 | Pagliarini och Xu, 2003 |
| 2 | y, w, ey-FLP1, Tub-Gal80, FRT40A; Act5C> y +> Gal4, UAS-GFP | w; FRT40A, UAS-Ras V12 / cyo | w, LGL 4, FRT40A, UAS-Ras V12 / cyo | Pagliarini och Xu, 2003 |
| 3 | y, w, ey-FLP1; Act5C> y +> Gal4, UAS-GFP;FRT82B, Tub-Gal80 | w, UAS-Ras V12; FRT82B | w, UAS-Ras V12, FRT82B, Scrib 1 / TM6Tb | Pagliarini och Xu, 2003 |
Tabell 2. Genotypen av lager som behövs för att förmå de godartade och invasiva tumörer. Har alla bestånd beskrivits i referensen anges. Lagren skall begäras från laboratoriet i Tian Xu.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Cancer är en komplex sjukdom med en mycket bättre förståelse i dag än tidigare. Behöver dock fortfarande mycket att lära och förklaras innan vi har en fullständig bild av de bakomliggande mekanismerna. Det enkla protokoll som presenteras här gör det möjligt att genetiskt inducera benigna och invasiva tumörer i en hel organism och sedan studera biologin associerat med progression av tumörer i denna modell. De flesta av de befintliga tekniker i Drosophila och andra organismer antingen använda en cellkultur-baserat system för att förstå tumorigenes & metastaser eller ett system som sysselsätter transplantation av primära tumörvävnader i vuxenvärdar 23-27. Både cellbaserad och transplantationstekniker har sina begränsningar. Till exempel är transplantation teknik besvärlig och tidskrävande och kan leda till transplantation av icke-tumörvävnader i värden. Detta kan resultera i framställning av experimentella artefakter. Vidare cellkulture baserade system är bara approximationer av den verkliga miljön som finns i en hel organism. Denna begränsning gör det svårt att efterlikna den mycket viktiga tumören och mikro-miljö interaktion som spelar en avgörande roll i tumörprogression och metastasering 34. Tekniken presenteras här har framgångsrikt använts av flera forskargrupper för att undersöka den genetiska och molekylära grunden för tumörprogression hos Drosophila. Till exempel, med utnyttjande av denna teknik har det visats att den JNK-vägen både är uppreglerad vid invasiva tumörer och är också nödvändigt för utvecklingen av tumörer 35,36. I en annan studie roll matrismetalloproteas i tumörprogression visades i denna genetiska modell 12,37.
De kritiska stegen i samband med protokollet presenteras här börjar med rätt genotyp av lager som används för induktion av benigna och invasiva tumörer. Försiktighet bör vidtas för att se till att dessabestånd är inte "bryta ner". Bestånden kan kontrolleras regelbundet med avseende på förekomst av gul (y -) flugor som skulle tyda på en aktie sammanbrott. Detta skulle tyda på att FLP-Out kassett i MARCM testare lager spontant har vänt ut och skulle därmed uttrycka Gal4 konstitutivt. Detta kan förhindras genom att hålla dubbla lager i flaskor och vid 18 ° C. Dessutom, eftersom tumörerna induceras, är också kritisk den dag då larverna bör kontrolleras för godartade och invasiva tumörer. Medan godartad tumör bärande larver följer en utvecklings tidslinje som är närbesläktat med vildtyp larver, är berättelsen med larver bärande invasiva tumörer annorlunda. Den invasiva tumörbärande larver display förlängd larvstadiet och vissa inte pupariate. Indeed denna egenskap hos pupariation kontra misslyckades pupariation har använts som ett mått på invasiv tumordämpning av Menut et al. 38 På grund av den förlängda larvstadium i invasiv tumörbärande larver är det viktigt att observera invasiva tumörer runt dag 8-10 efter induktion för bästa resultat. I dag 8-10 tillräckligt tumör migration har hänt på VNC så att det är lätt att observera under ett stereomikroskop. Bortom dag 10, under det att tumören kan observeras, börjar det att helt uppsluka VNC vilket gör det svårt att orientera cefaliska komplex i dissekerade prover. Ett annat kritiskt steg i samband med visualisering av tumörer i hela larver är förmågan att immobilisera larver. Både FlyNap och reducerade temperaturer kan användas för att immobilisera larver som det beskrivs i den detaljerade protokoll. Slutligen, om de dissekerade cefaliska komplexen måste färgas med en antikropp sedan dissektioner bör utföras på is och komplexen bör fastställas inom trettio minuter.
Tekniken presenteras här kan användas av forskare för att förstå bidraget av gener misstänks spela en roll i tumörprogression.Med användning av denna genetisk modell en gen uppreglering kan studeras in situ genom antikroppsfärgningstekniker eller genom användning av RT-PCR. Man kan också försöka att förstå om en gen som är nödvändig för tumörprogression genom att utnyttja denna modell i kombination med mutanter för genen i fråga eller RNAi reagens. Till exempel skulle en RNAi reagens för en gen som skall testas med avseende på tumörundertryckning föreligga på den 3: e kromosomen. I detta fall är provaren och testas lager-kombination för kromosom 2 skulle kunna användas (tabell 2) endast efter det att RNAi bäring 3 rd kromosom har korsat in i det testade lager. När detta väl har uppnåtts då testaren och testas lager för kromosom 2 kan korsas och undertryckande av invasiva tumörer analyseras. En dämpning av invasiv tumör fenotyp skulle föreslå en gen engagemang i den invasiva processen. Dock kan undertryckandet av den invasiva fenotypen inte vara helt penetrant och det är av den anledningen som jagpresentera ett klassificeringsschema för invasiva tumörer baserat på graden av migration av tumörer över VNC (Figur 2). Med hjälp av den här klassificeringsschema kan man enkelt jämföra invasiva tumörer som invasiva tumörer där en gen som misstänks vara inblandade i invasionen har blivit nedslagen. Analys av flera cefaliska komplex kan ge en bättre inblick i omfattningen av invasiva beteende förtryck.
Medan det protokoll som presenteras här kan användas i kombination med knockdown av en eller två gener för att studera generna "effekt på tumörprogression, skulle samtidiga knockdowns på mer än två gener vara tekniskt svårt att uppnå. Slutligen gjordes en modifiering av denna teknik utnyttjas av Wu et al. 39 för att förstå effekterna av juxtaposing aktiverad onkogen som uttrycker celler mot celler som var muterade för cellpolaritet gener. Tekniken av Wu et al. Var en modifiering vid nivån för genetiska reagenser however experimentet utnyttjade dissektion av cefaliska komplex för visualisering av tumörer. Således metoden att dissekera cefaliska komplex som presenteras här kan vara användbart för forskare som försöker utnyttja den modifierade tekniken presenteras av Wu et al. Också.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Jag har inget att lämna ut.
Acknowledgments
Forskning i mitt laboratorium stöds av WKU Institutionen för Biologi start medel, WKU Research Foundation riskkapital-Jag beviljar # 11-8032 och en KBRIN-OMRÅDE bidraget finansieras genom en förälder bidrag från National Institute of General Medical Sciences i National Institutes of Health i utmärkelsen nummer 5P20GM103436-13. Jag vill också tacka för Dr Tian Xu i vars laboratorium jag introducerades till denna teknik och Dr Raymond Pagliarini som först etablerade den här tekniken i Xu laboratoriet.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 10X PBS (phosphate buffered saline) pH 7.2 stock solution | Invitrogen, Sigma Aldrich | ||
| Chilled 1X PBS pH7.2 working solution | Invitrogen, Sigma Aldrich | Make fresh and refrigerate, can be used up to a week | |
| Flynap | Carolina Biologicals | Fly anesthesia needed to anesthetize larvae | |
| Fixative | 0.1M PIPES, pH 7.2, 4% Paraformaldehyde | Needed to fix the dissected cephalic complex | |
| Ice Bucket | Several | Maintain solutions on ice. Also, dissect cephalic complex in chilled 1X PBS and then place on ice in an Eppendorf tube | |
| 1.7ml Eppendorf tube | Various | ||
| Glass slides, cover glass | Fisher Scientific | ||
| Vectashield Mounting Media or any other mounting media | Vector Laboratories | ||
| Halocarbon 200 or 700 Oil | Polysciences Inc. or Halocarbon.com | Halocarbon 200 is used to mount the larvae for visualization on a fluorescence stereoscope | |
| Sally Hansen "Hard as Nails" nail polish | Can be found at any general merchandise store | Needed to seal the edges of Coverslip | |
| A Leica MZ16.5 fluorescence stereomicroscope or any other fluorescence stereomicroscope | Leica and others | Needed to observe the GFP fluorescence in larvae | |
| Dumont #5 forceps | Fine Science Tools | ||
| Pyrex 9 well spot plate or any other dissection dish | Sigma Aldrich | ||
| Paint Brush | Can be found at any general merchandise store | ||
| Table 1. Materials needed to perform the experimental protocol presented in this article. | |||
References
- Bale, A. E. Hedgehog signaling and human disease. Annu Rev Genomics Hum Genet. 3, 47-65 (2002).
- Bier, E., Bodmer, R. Drosophila, an emerging model for cardiac disease. Gene. 342, 1-11 (2004).
- Coombs, G. S., Covey, T. M., Virshup, D. M. Wnt signaling in development, disease and translational medicine. Curr Drug Targets. 9, 513-531 (2008).
- Gistelinck, M., Lambert, J. C., Callaerts, P., Dermaut, B., Dourlen, P. Drosophila models of tauopathies: what have we learned. Int J Alzheimers Dis. 2012, 970980 (2012).
- Marsh, J. L., Thompson, L. M. Drosophila in the study of neurodegenerative disease. Neuron. 52, 169-178 (2006).
- Reiter, L. T., Bier, E. Using Drosophila melanogaster to uncover human disease gene function and potential drug target proteins. Expert Opin Ther Targets. 6, 387-399 (2002).
- Valenta, T., Hausmann, G., Basler, K. The many faces and functions of beta-catenin. EMBO J. 31, 2714-2736 (2012).
- Hanahan, D., Weinberg, R. A. Hallmarks of cancer: the next generation. Cell. 144, 646-674 (2011).
- Pagliarini, R. A., Xu, T. A genetic screen in Drosophila for metastatic behavior. Science. 302, 1227-1231 (2003).
- Wu, J. S., Luo, L. A protocol for mosaic analysis with a repressible cell marker (MARCM) in Drosophila. Nat Protoc. 1, 2583-2589 (2006).
- Boccaccio, C., Comoglio, P. M. Invasive growth: a MET-driven genetic programme for cancer and stem cells. Nat Rev Cancer. 6, 637-645 (2006).
- Srivastava, A., Pastor-Pareja, J. C., Igaki, T., Pagliarini, R., Xu, T. Basement membrane remodeling is essential for Drosophila disc eversion and tumor invasion. Proc Natl Acad Sci U S A. 104, 2721-2726 (2007).
- Wang, W., Eddy, R., Condeelis, J. The cofilin pathway in breast cancer invasion and metastasis. Nat Rev Cancer. 7, 429-440 (2007).
- Brand, A. GFP as a cell and developmental marker in the Drosophila nervous system. Methods Cell Biol. 58, 165-181 (1999).
- Brand, A. H., Dormand, E. L. The GAL4 system as a tool for unravelling the mysteries of the Drosophila nervous system. Curr Opin Neurobiol. 5, 572-578 (1995).
- Vidal, M., Cagan, R. L. Drosophila models for cancer research. Curr Opin Genet Dev. 16, 10-16 (2006).
- Parks, A. L., et al. Systematic generation of high-resolution deletion coverage of the Drosophila melanogaster genome. Nat Genet. 36, 288-292 (2004).
- Blair, S. S. Genetic mosaic techniques for studying Drosophila development. Development. 130, 5065-5072 (2003).
- Xu, T., Rubin, G. M. Analysis of genetic mosaics in developing and adult Drosophila tissues. Development. 117, 1223-1237 (1993).
- Xu, T., Wang, W., Zhang, S., Stewart, R. A., Yu, W. Identifying tumor suppressors in genetic mosaics: the Drosophila lats gene encodes a putative protein kinase. Development. 121, 1053-1063 (1995).
- Rebay, I., et al. A genetic screen for novel components of the Ras/Mitogen-activated protein kinase signaling pathway that interact with the yan gene of Drosophila identifies split ends, a new RNA recognition motif-containing protein. Genetics. 154, 695-712 (2000).
- Therrien, M., Morrison, D. K., Wong, A. M., Rubin, G. M. A genetic screen for modifiers of a kinase suppressor of Ras-dependent rough eye phenotype in Drosophila. Genetics. 156, 1231-1242 (2000).
- Albini, A., et al. A rapid in vitro assay for quantitating the invasive potential of tumor cells. Cancer Res. 47, 3239-3245 (1987).
- Zicha, D., Dunn, G. A., Brown, A. F. A new direct-viewing chemotaxis chamber. J Cell Sci. 99 (Pt 4), 769-775 (1991).
- Fidler, I. J. New developments in in vivo models of neoplasia. Cancer Metastasis Rev. 10, 191-192 (1991).
- Mueller, B. M., Romerdahl, C. A., Trent, J. M., Reisfeld, R. A. Suppression of spontaneous melanoma metastasis in scid mice with an antibody to the epidermal growth factor receptor. Cancer Res. 51, 2193-2198 (1991).
- Konantz, M., et al. Zebrafish xenografts as a tool for in vivo studies on human cancer. Ann N Y Acad Sci. 1266, 124-137 (2012).
- McIntyre, R. E., vander Weyden, L., Adams, D. J. Cancer gene discovery in the mouse. Curr Opin Genet Dev. 22, 14-20 (2012).
- Mattison, J., vander Weyden, L., Hubbard, T., Adams, D. J. Cancer gene discovery in mouse and man. Biochim Biophys Acta. 1796, 140-161 (2009).
- Miles, W. O., Dyson, N. J., Walker, J. A. Modeling tumor invasion and metastasis in Drosophila. Dis Model Mech. 4, 753-761 (2011).
- Stefanatos, R. K., Vidal, M. Tumor invasion and metastasis in Drosophila: a bold past, a bright future. J Genet Genomics. 38, 431-438 (2011).
- Beaucher, M., et al. Drosophila brain tumor metastases express both neuronal and glial cell type markers. Dev Biol. 301, 287-297 (2007).
- Beaucher, M., Hersperger, E., Page-McCaw, A., Shearn, A. Metastatic ability of Drosophila tumors depends on MMP activity. Dev Biol. 303, 625-634 (2007).
- Joyce, J. A., Pollard, J. W. Microenvironmental regulation of metastasis. Nat Rev Cancer. 9, 239-252 (2009).
- Igaki, T., Pagliarini, R. A., Xu, T. Loss of cell polarity drives tumor growth and invasion through JNK activation in Drosophila. Curr Biol. 16, 1139-1146 (2006).
- Uhlirova, M., Jasper, H., Bohmann, D. Non-cell-autonomous induction of tissue overgrowth by JNK/Ras cooperation in a Drosophila tumor model. Proc Natl Acad Sci U S A. 102, 13123-13128 (2005).
- Uhlirova, M., Bohmann, D. JNK- and Fos-regulated Mmp1 expression cooperates with Ras to induce invasive tumors in Drosophila. EMBO J. 25, 5294-5304 (2006).
- Menut, L., et al. A mosaic genetic screen for Drosophila neoplastic tumor suppressor genes based on defective pupation. Genetics. 177, 1667-1677 (2007).
- Wu, M., Pastor-Pareja, J. C., Xu, T. Interaction between Ras(V12) and scribbled clones induces tumour growth and invasion. Nature. 463, 545-548 (2010).
