Summary
Hier beschreiben wir die in Zwei-Photonen-Bildgebung von Maus Cortex während Verhalten in einer Umgebung der virtuellen Realität beteiligt experimentellen Verfahren.
Abstract
In den letzten Jahren hat Zwei-Photonen-Imaging ist ein wertvolles Werkzeug in den Neurowissenschaften, wie es für chronische Messung der Aktivität von genetisch identifizierten Zellen während Verhalten 6.1. Hier beschreiben wir Methoden, um Zwei-Photonen-Imaging in Maus Kortex, während das Tier navigiert ein Virtual-Reality-Umgebung. Wir konzentrieren uns auf die Aspekte der experimentellen Verfahren, die Schlüssel in einem Tier verhalten in einem hell erleuchteten virtuellen Umgebung Bildgebung sind. Die wichtigsten Probleme, die in diesem Versuchsaufbau, dass wir hier sind, entstehen Adresse: Minimierung Gehirn Bewegung bezogenen Artefakte minimiert Lichtaustritt aus der virtuellen Realität Projektionssystem und der Minimierung der laserinduzierten Gewebeschäden. Wir bieten auch Beispiel-Software, um die Virtual-Reality-Umgebung zu steuern und Schüler Tracking zu tun. Mit diesen Verfahren und Mittel sollte es möglich sein, einen herkömmlichen Zwei-Photonen-Mikroskop zur Verwendung in Mäusen verhalten konvertieren.
Introduction
Zwei-Photonen-Imaging von Calcium-Indikatoren (genetisch wie GCaMP5 7 oder R-GECO 8, oder synthetische Farbstoffe wie OGB oder Fluo4 kodiert) als leistungsfähige Methode zur Messung der neuronalen Aktivität in Mäusen verhält 6.1 entstanden. Sie ermöglicht die gleichzeitige Messung der Aktivität von Hunderten von Zellen mit nahezu einzelnes Aktionspotential Auflösung, bis zu etwa 800 &mgr; m unter der Hirnoberfläche 9,10. Darüber hinaus mit genetisch kodierte Kalzium-Indikatoren (GeCIS) neuronale Aktivität gemessen werden kann chronisch 5,11,12 und in genetisch definierten Zelltypen 13. Zusammen bieten diese Methoden einen Grad an zeitlicher und räumlicher Auflösung, die sich eröffnen eine Vielzahl neuer Möglichkeiten bei der Untersuchung von neuronalen Berechnung in vivo.
Der chirurgische Eingriff ist notwendig, um für die Bildgebung aussetzen und beschriften Sie die Maus Gehirn. Zellen werden typischerweise unter Verwendung eines rekombinanten Adeno-assoziierten vir transfizierten us (AAV)-System für GECI Lieferung und kranial Fenster auf die Injektionsstelle implantiert, um einen optischen Zugang zum Gehirn zu erhalten. Ein Kopfleiste wird dann an den Schädel für Kopf-Fixierung unter der Zwei-Photonen-Mikroskop angebracht. Das Design und die Implementierung dieser Schritte ist kritisch, da die meisten der Probleme, wach Bildgebung ergeben sich Instabilitäten bei der Herstellung. Idealerweise sollte für chronische Abbildung von bis zu mehreren Monaten nach der Operation die hier beschriebene Vorgehensweise zu ermöglichen.
Um visuell geführte Verhalten während der Zwei-Photonen-Imaging ermöglichen, sitzt der Kopf fixiert Maus auf einem Luft unterstützt Kugellaufband, die sie verwenden können, um eine virtuelle Realität Umgebung zu navigieren. Locomotion der Maus auf dem Laufband ist, um die Bewegung in der virtuellen Umgebung, die auf einem Ring Bildschirm rund um die Maus 14,15 angezeigt wird, gekoppelt. Verhaltensvariablen, wie Fortbewegung, visuellen Reiz und Pupillenposition aufgezeichnet 6 werden.
t "> Wir beschreiben die Verfahren bei chronischen Zwei-Photonen-Imaging bei Mäusen Erforschung einer virtuellen Umgebung beteiligt Die wichtigsten Punkte angesprochen werden:. Reduzierung von Bewegungsartefakten, Reduzierung der Licht Leck, Maximierung der Anzahl der gleichzeitig aufgenommenen Zellen, und die Minimierung der Foto Schäden. Wir bieten auch Informationen über die Einrichtung des luftgestützten Laufband, Schüler-Tracking und die Umgebung der virtuellen Realität. Die hier beschriebenen Verfahren können zur Abbildung fluoreszenzmarkierten Zellpopulationen im Kopf fixiert Mäuse in einer möglicherweise Vielzahl von Verhaltensparadigmen verwendet werden .Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle Tier Verfahren wurden genehmigt und in Übereinstimmung mit den Richtlinien der Veterinärdirektion des Kantons Basel-Stadt durchgeführt.
1. Hardware-und Software-Setup
- Zwei-Photonen-Scanning-Mikroskop-Setup:
- Verwenden eines gepulsten IR-Laser als Beleuchtungsquelle (Pulsbreite <120 fs).
- Verwenden Sie einen Scankopf eines 8 oder 12 kHz Resonanz-Scanner und ein Standard-Galvanometer Hinweis aus:. Dies ermöglicht Bildraten von 40 oder 60 Hz bei 750 x 400 Pixel. Eine hohe Bildrate ist entscheidend für die Minimierung Gehirn Bewegung induzierte Bildverzerrung. Darüber hinaus schnell Resonanzscanergebnisse in einer höheren Signalausbeute und reduziert Bleichen 16 und Phototoxizität.
- Verwenden Sie einen Piezo-Hochgeschwindigkeits-z-Schritt zu erwerben zeitverschachtelten Bilder nacheinander an verschiedenen Tiefen. Hinweis: Dies ist optional und wird verwendet, um Daten-Ausbeute auf Kosten der Framerate zu erhöhen.
- Verwenden Sie amechanische Blanker der Laserbelichtung auf das Gewebe zu reduzieren. Die Breite des Blanker Abhängigkeit von der Amplitude der Resonanzscanner. Hinweis: Wegen der sinusförmigen Natur der Abtastbahn eines Resonanzscanner, bewegt sich der Laserstrahl vergleichsweise langsam an den Scan Wendepunkten. Zu einer Schädigung des Gewebes an diesen Wendepunkten, wo die Laserbelichtung am größten zu verhindern, wird eine mechanische Austaster in der Brennebene zwischen dem Scan-und Rohrlinsen, die den Laserstrahl stoppt eingeführt.
- Zur Datenerfassung mit einem Hochgeschwindigkeits-Digitizer (800 MHz) in Kombination mit einem Field-Programmable Gate Array (FPGA). Hinweis: Die FPGA-Hochpass-Filter und Sortierfächer der PMT-Signal in Pixel. Die Kombination des Hochpass-Filters auf dem FPGA und der wirksamen Tiefpaßfilter auf dem PMT-Verstärker Ergebnis in einem Bandpassfilter zentriert rund um die Wiederholungsrate des Lasers (80 MHz). Probe-FPGA-Code ist als Ergänzung zur Verfügung gestellt.
- Air-gestützte Laufband Setup basiert auf dem Design von Dombeck und Kollegen 2
- Verbinden der Kugelhalter mit einer Luftversorgungsleitung mit einer Luftzufuhrrohr von mindestens 10 mm Innendurchmesser. Maximieren Sie den Querschnitt des Kugelhalter Luftzufuhreingang und legen reichliche Menge an Schlauch zwischen der Hauptluftzufuhr und dem Kugelhalter. Hinweis: Erhöhte Querschnitt und Länge des erhöhten Luftzufuhrschlauch reduziert die Geräuschentwicklung.
- Legen Sie eine Styropor Kugel (20 cm Durchmesser) in einem speziell entwickelten und 3D-gedruckten Kugelhalter.
- Wenn die Verhaltens Paradigma erfordert nur nach vorne (und hinten) Fortbewegung, beschränken die Bewegung der Kugel auf die horizontale (Pitch)-Achse, indem Sie einen Stift (z. B. eine 19-G-Injektionsnadel) auf der Seite der Kugel. Hinweis: In der Regel passen sich Tiere das Setup viel schneller in dieser reduzierten Dreh Paradigma.
- Spur der Bewegung der Kugel mit einem oder zwei optische Computermäusezur Bewegung um zwei oder alle drei Achsen zu erfassen, die jeweils. Hinweis: Die Computermäuse sollte idealerweise mit einer Infrarot-Diode für wenigstens Störung der Bildgebung zu betreiben.
- Virtuelle Realität Umwelt-Setup
- Bereiten Sie die Umgebung der virtuellen Realität. Hinweis: Eine Probe Umgebung auf Basis von Panda3D, ein frei verfügbares Spiel-Engine wird als Ergänzung zur Verfügung gestellt. Die Objekte der virtuellen Umgebung verwenden Wings3D, eine Open-Source-3D-Modellierer erzeugt. Das Beispielprogramm liest Positionsinformationen über eine Datenerfassungskarte und übersetzt diese in eine Bewegung in der virtuellen Umgebung. Der Code führt auch die nichtlineare Transformation für die Umwelt, auf eine Leinwand projiziert werden Ringkern erforderlich. Der detaillierte Aufbau des Ringbild anderswo 14,17 beschrieben.
- Verwenden Sie LED-Projektoren oder LED-Hintergrundbeleuchtung und Computer-Bildschirme für die Anzeige der virtuellen Umgebung. Integrieren Sie eine Gating-Kreiscuit für schnelle Flackern der LED während der Bildgebung. Hinweis: Ein inhärentes Problem bei der Zwei-Photonen-Bildgebung bei der visuellen Stimulation Lichtleck von der visuellen Stimulationssystem, die durch Abschirmen des Ziels reduziert werden kann stammen. Allerdings kann die Lichtleck von der visuellen Stimulationssystem vollständig durch Synchronisieren der Lichtleistung des Projektors, der den Wendepunkten der Resonanzscanner (wenn Daten nicht erfasst) abgeschafft werden, da mit LED-Arenen für visuelle Stimulation während der Bildgebung verwendet gemacht wird Drosophila-18. Dies führt zu einer effektiven Hochgeschwindigkeitswechsel von visuellen Stimulation und Datenerfassung (siehe Fig. 2). Das Flackern Frequenz (24 kHz) ist um Größenordnungen über der Flimmerverschmelzungsfrequenz Schwellenwert, über dem Flackern nicht mehr durch das Tier wahrgenommen. Der elektronische Schaltbild dieser Modifikation eines handelsüblichen LED-Projektor ist in Fig. 3 gezeigt.
- Welpeil Tracking
- Verwenden Sie einen CMOS-basierte Video-Kamera (30 fps) für Schüler Positionsverfolgung. Stellen Sie sicher, dass die Kamera nicht ein Infrarot-Sperrfilter enthalten. Hinweis: Der Schüler mit hohem Kontrast bei Aufnahmen durch Streulicht von der Zwei-Photonen-Laser-Anregung durch das Auge verlassen sichtbar ist. Schüler-Position und Durchmesser wird in Echtzeit mit Hilfe von individuell programmierte Software basiert auf dem Design von Sakatani und Isa 19 extrahiert.
2. Die Injektion von Genetic Calcium-Indikator-und Fenster-Implantat
Das Einspritzen eines Calciumindikator 20 und die Implantation des Schädelfenster 21 durchgeführt werden, wie zuvor mit folgenden Zusätzen beschrieben:
- Injizieren des Virus in der Region von Interesse unter Verwendung eines Glasinjektionspipette mit Virus-Lösung aufgefüllt und auf einen Druck Einspritzsystem verbunden. Stellen Sie den Druck in Abhängigkeit von der Pipette InnenDurchmesser, in der Regel ca. 70-140 mbar bis etwa 100 nl der Viruslösung im Verlauf von 1-2 min injizieren. Geringes Volumen Einspritzimpulse bei niedriger Frequenz (0,05 sec Impulse bei 2 Hz) geliefert werden sollten, um Überlauf des Virus entlang der Pipette während der Injektion zu verhindern. Hinweis: Um die Einspritzmenge zu überwachen, können die Pipette bei kleinen gekennzeichnet werden gleichmäßigem Abstand Längen (zB 0,5 mm) unter einem Stereomikroskop. Verlagerung des Meniskus zwischen den Markierungen kann dann verwendet werden, um das eingespritzte Volumen abzuschätzen.
- Einige Wochen nach der Injektion sollte dies in einem Bolus von dicht markierten Zellen mit einem Durchmesser von etwa 500 &mgr; m führen. Wirksamkeit GECI Expression in der Region von Interesse hängt von der Wahl des GECI und Promotor-sowie infektiösen Titer und Serotyp des rekombinanten AAV verwendet. Hinweis: Als repräsentatives Beispiel Injektion AAV2/1-EF1α-GCaMP5 mit eine Virus titER von 8 x 10 12 GC / ml in primären visuellen Kortex von einer Maus führt zu zufriedenstellenden Ausdruck bei etwa zwei Wochen nach der Injektion (Fig. 1).
- Die Kopfleiste sollte nicht behindern das Sichtfeld der Maus, sollte aber fest genug, um für eine stabile Bildgebung während Verhalten zu ermöglichen. Dies erfordert in der Regel zwei Befestigungspunkten auf beiden Seiten des Kopfleiste (siehe Abbildung 1). Um fest an die Kopfleiste des Schädels, stellen Sie sicher, zu maximieren und trocknen Sie den Bereich des Schädels ausgesetzt, wo der Kopf Leiste angebracht werden. Zusätzlich mit einem Skalpell oder einer Spritze, kratzen die Schädel oberflächliche Rillen, wodurch die Oberfläche vergrößert zum Kleben zu schaffen. Decken Sie die Knochen mit Sekundenkleber Gewebekleber vor dem Anbringen des Kopfbalkens mit Zahnzement.
3. Versuchsdurchführung
- Zwei bis drei Wochen nach der Virusinjektion, überprüfen Sie die Fenster Schädelimplantat für Klarheit und Expression unter epiFluoreszenzbeleuchtung. Deutlich sichtbar und scharf definierten Grenzen der oberflächlichen Blutgefäße sind ein gutes Indiz dafür, dass das Fenster Implantat geeignet ist für die Bildgebung (siehe Abbildung 1).
- Messen und Einstellen der Laserleistung auf einen Wert unterhalb von 50 mW an der Probe.
- Schalten Sie den Luftstrom zu dem sphärischen Laufband.
- Für Kopf-Fixierung unter dem Mikroskop, kurz betäuben das Tier mit Isofluran, Stress zu reduzieren. Legen Sie das Tier in eine Isofluran-Narkose Behälter und warten, bis die Tierhaltestellen bewegen (ca. 10 sec). Nehmen Sie das Tier sofort und Kopf fixieren unter dem Mikroskop.
- Positionieren der visuellen Anzeigesystem so nahe wie möglich an das Tier noch für den Zugang zu dem Tier zu ermöglichen. Je weniger Sichtkontakt das Tier mit dem Experimentator, der weniger belasteten das Tier während der ersten Phase des Experiments.
- Stellen Sie sicher, dass die Schädelfenster Implantat ist frei von Staub und Schmutz. Mit Wasser reinigenfalls notwendig.
- Bewerben klar Ultraschall-Gel als Immersionsmedium zwischen der Schädelfenster und Wasserimmersionsobjektiv. Dies löst Probleme der langsamen Verschlechterung der Bildqualität durch Wasserverdampfung oder Leckage und verringert die Notwendigkeit, um einen Kegel auf dem Kopf Stangenhalterung, Wasser zu halten. Hinweis: Centrifuge das Gel vor Gebrauch, um alle Luftblasen zu entfernen, und kümmern sich nicht um die Luft zu erstellen Luftblasen während der Anwendung des Gels. Luftblasen können die Bildqualität stark beeinträchtigen.
- Wickeln Sie ein Stück schwarzes Klebeband um den Ziel-und Kopfleiste zur Lichtabschirmung.
- Bewegen Sie den virtuellen Umgebung Arena, um seine endgültige Position und stellen Sie die Videokamera für Schüler-Tracking.
- Stellen Sie den Laser Blanker, um den Scan Amplitude während des Experiments übereinstimmen.
- Starten Sie die Aufnahme-Daten.
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Representative Results
Die Bildqualität in Zwei-Photonen-Calcium-Imaging von Zellpopulationen mit einer markierten GECI hängt weitgehend von der Qualität der Schädel Fenster Implantats. Zwei Wochen nach der Virusinjektion in die Schädelfenster sollte für Klarheit geprüft werden. Es sollte kein Granulationsgewebe oder Knochen Nachwachsen sichtbar (Abbildung 1A) sein. Darüber hinaus sollte das Muster der oberflächlichen Blutgefäße unverändert bleiben und die Grenzen des Gefäßsystems sollte scharf sein. Zur gleichen Zeit kann GECI Expression überprüft werden. Boli von markierten Zellen sollten unter einem Epifluoreszenz-Mikroskop (1B) deutlich sichtbar sein.
Idealerweise wird die Zubereitung ist stabil genug, so daß Verzerrungen der Zwei-Photonen-Bilder durch die Fortbewegung der Maus induziert werden, nicht sichtbar in dem Bild nach der Rahmenregistrierung (Fig. 2). Der Scan-Pfad des Resonanzscanner ist sinusförmig, was zu nichtlinearen Bildverzerrung. Während der turnaround Datenpunkte werden aufgrund Bild Strecken in diesem Teil des Abtastweges erfassten. Wenn die Lichtquelle des visuellen Stimulationssystem, hier die LEDs der Projektor richtig an den Wendepunkten abgelaufen ist, sollte leicht Leck nur offensichtlich sein, während dieser Zeit (Abbildung 2). Das Flackern Frequenz der Lichtquelle auf das Doppelte der Abtastfrequenz ist. Schlüssel zu dieser Arbeit sind die schnelle Anstiegs-und Abfallzeiten der LEDs und Steuerelektronik (Abbildung 3).
Abbildung 1. Top Blick auf ein Schädelfenster in einem Kopf fixiert Maus zwei Wochen nach der Operation. (A) Die Kopfleiste wird in Gewicht und Form, um die Stabilität für das Verhalten während der Bildgebung Experimente erhöhen optimiert und gleichzeitig die Belastung für das Tier. Ter Head Bar ist aus Aluminium gefertigt und hat eine Dicke von 1 mm. Maßstabsbalken ist 5 mm. (B) Epifluoreszenz Bild GCaMP5 Expression nach vier Injektionen (AAV2/1-EF1α-GCaMP5) von etwa 80 nl. Die Injektionstiefe beträgt etwa 400 um. Maßstab ist 1 mm. (C) Schematische Darstellung der Kopfleiste. Alle Maße in mm. Klicken Sie hier für eine größere Ansicht.
Abbildung 2. Verbesserung der Signal-Rausch-Reduzierung von Lichtleck. Die LED-Lichtquelle des Projektors von der virtuellen Umgebung auf die Resonanzscanner synchronisiert, um nur während der Scan Turnaround Zeiten, wenn die Daten nicht aufgezeichnet (orange bo drehenxes). Der Laser wurde Austaster vom Mikroskop für dieses Beispiel entfernt, um die Wirkung von Licht Leck visuelle Stimulation resultierende illustrieren. Das Bild (Durchschnitt von 8 Sek. von Daten) wurde im visuellen Kortex der Maus mit AAV2/1-EF1α-GCaMP5 transfiziert übernommen. Klicken Sie hier für eine größere Ansicht.
3. Schaltungsdiagramm der Elektronik verwendet werden, um eine herkömmliche LED-Scheinwerfer flackern. Die Gatterschaltung durch einen TTL-Eingang angesteuert, um Flimmern schnell mit dem Resonanz-Scanner zu synchronisieren. C1: Kondensator 1nF, D1, D2: Dioden 1N4148; INV1: Wechselrichter HEF40106 (1 von 6 verwendet wird), LED1 - LED des Beamers; R1: Widerstand 47 Ω, R2: Widerstand 2,2 kOhm, R3: reTransistor 100 Ω, T1, T5, T6, T7: Transistoren IF9321; T2: Transistor BC846, T3: Transistor BC170, T4: Transistor BC856. Beachten Sie, dass diese Schaltung ist für alle drei Farbkanäle (rot, grün, blau) von dem Projektor wiederholt werden. Klicken Sie hier für eine größere Ansicht.
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Discussion
Der Schlüssel zum Erfolg des Verhaltens Zwei-Photonen-Bildgebung ist die Stabilität der Zubereitung in zwei Arten:
- Im Laufe der Tage nach der Implantation Fenster können entzündliche Reaktionen des Gewebes auf die Verbesserung der Bildung von Granulationsgewebe und Knorpel, behindern oder sogar verhindern Bildgebung führen wird.
- Während des Experiments das Gehirn ausreichend stabil, um Bewegungsartefakte zu korrumpieren neuronalen Aktivität verbunden Fluoreszenzsignals zu verhindern.
Um die entzündliche Immunantwort auf ein Minimum der Schädelfenster Implantation Operation sollte so schnell wie möglich und direkte Schädigung des Gehirns durchgeführt werden halten sollte unter allen Umständen vermieden werden. Von entscheidender Bedeutung ist, um sicherzustellen, dass der kraniale Fenster Implantat luftdicht bleibt für die gesamte Dauer des Experiments, um Entzündungen zu verhindern.
Um Hirnbewegungen minimieren bezogene Bildartefakte darauf achten, nicht zu beschädigen oder zuwährend der Operation zu entfernen die Dura mater. Restfortbewegung induzierten Hirn Bewegung kann, wenn eine Bewegung auf der Ebene parallel zu der Bildebene (x / y-Ebene) begrenzt korrigiert werden. Die maximal tolerierbare Standardabweichung der Bewegung in x / y ist etwa 5 um. Bewegung entlang der z-Achse ist dieser Wert etwa 1 &mgr; m, so dass das Ausmaß der Bewegung kleiner als die Auflösungsgrenze des Mikroskops ist.
Die niedrige Geschwindigkeit des Resonanz-Scanner an den Scan-Pfad Wendepunkte können Laser induzierte Gewebeschäden führen. Um dies zu verhindern, kann der Laser auf den Wende mit einem Austaster in der Scan-Teleskop blockiert werden. Wenn dies blanker korrekt eingestellt ist und mittlere Laserleistung im Rahmen des Ziels unter 50 mW gehalten, ist Bildgebung für längere Zeit über mehrere Tage, ohne dass eine sichtbare Laserschäden möglich. Eine alternative Methode, um eine mechanische Ausblendung des Lasers ist, um eine schnelle Pockels-Zelle verwenden, um Laserenergie an der turnarou reduzierennds. Diese Methode hat jedoch den Nachteil, dass die Zellen in der Regel einzuführen unerwünschte Strahlverzerrungen Pockels.
Die Eignung der Kopf fixiert Nagetiere in virtuellen Umgebungen zu navigieren hat es möglich gemacht, um Bild Populationen von Zellen im Kortex von Mäusen Durchführung einer Vielzahl von Verhaltens Aufgaben 3,4,6,22 chronisch. Allerdings lohnt es sich, zu beachten, dass Kopf-Fixierung von Natur zwingt Verhalten und Fortbewegung auf einer Kugellaufband ist in vielerlei Hinsicht nicht gleichbedeutend mit hemmungslosen Fortbewegung oder normales Verhalten.
In der Zukunft wird die Stärke der hier beschriebenen virtuellen Realität Bildgebung Ansatz wahrscheinlich die Kombination von Kalzium-Imaging mit gezielten optogenetischen Stimulation während Verhalten sein. Damit wäre es möglich, optisch manipulieren präsynaptischen Zellen und ihre Bild postsynaptischen Ziele während der Überwachung der resultierenden Verhaltensänderungen. Zusätzlich, wie Calcium-Indikatoren frei im cel diffundierenl, wird es auch möglich sein, selektiv Aktivität in subzellulären Kompartimenten während Verhalten zu messen. Durch Bewegung induzierten Hirn Bewegung sind solche Aufnahmen von der Schwierigkeit, stabile Aufnahmen zu erhalten, begrenzt.
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Disclosures
Die Autoren erklären, dass sie keine finanziellen Interessen konkurrieren.
Acknowledgments
Diese Arbeit wurde von der Friedrich-Miescher-Institut für biomedizinische Forschung der Max-Planck-Gesellschaft, und der Human Frontiers Science Program unterstützt.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Cover slips (diameter = 3-5 mm) | Menzel | window implant | |
| InSight DeepSee laser | Spectra-Physics | microscope | |
| 12 kHz Resonance scanner | Cambridge Technology | G1-003-30026 | microscope |
| Galvometer | Cambridge Technology | G6215H | microscope |
| Digitizer | National Instruments | NI 5772 | microscope |
| FPGA | National Instruments | PXIe 7965R | microscope |
| Acquisition card | National Instruments | PCIe 6363 | microscope |
| Emission filter 525/50 | Semrock | FF03-525/50-25 | microscope |
| Piezo-electric z-drive | Physikinstrumente | P-726.1CD | microscope |
| Controller for Piezo-electric drive | Physikinstrumente | E665 LVPZT | microscope |
| Objective 16X, 0.8NA | Nikon | CFI75 | microscope |
| Current amplifier | Femto | DHPCA-100 | microscope |
| Photomultiplier tube | Hamamatsu | microscope | |
| USB Camera without IR filter | ImagingSource | DMK22BUC03 | pupil tracking |
| Objective 50 mm | ImagingSource | M5018-MP | pupil tracking |
| Macro adapter rings | ImagingSource | LAexSet | pupil tracking |
| Optical computer mouse | Logitech | G500 | motion tracking |
| Styrofoam ball 20 cm | e.g. idee-shop.de | 08797.00.15 | virtual environment |
| LED projector | Samsung | SP-F10M | virtual environment |
| Acquisition card | National Instruments | NI 6009 | virtual environment |
| Panda3D game engine | www.panda3d.org | virtual environment | |
| Numpy library for Python | www.scipy.org | virtual environment | |
| Scipy library for Python | www.scipy.org | virtual environment | |
| NI-DAQmx driver | National Instruments | www.ni.com | virtual environment |
| Ultrasound gel | Dahlhausen | 5701.0342.10 | imaging |
References
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