Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Medicine
Click here for the English version

Medicine

Методика Subnormothermic Published: August 13, 2014 doi: 10.3791/51419
Automatic Translation
*1,2, *1,2, 1,2, 1,2, 1,3, 1,2
1Multi Organ Transplant Program, Toronto General Hospital, 2Department of Surgery, Toronto General Hospital, 3Department of Medicine, Toronto General Hospital
* These authors contributed equally

Summary

Предельные трансплантаты, такие как жирные печени, трансплантатов из более старых доноров или печени, получаемых после сердечной смерти (DCD) переносят обычную, холодный статического хранения только слабо. Мы разработали новую модель subnormothermic экс естественных перфузии печени для сохранения, оценки и ремонта маргинальных трансплантатов печени до трансплантации.

Abstract

Успех трансплантации печени привело к резкому нехватки органов. В большинстве трансплантации регионах 20-30% пациентов, включенных в список ожидания для трансплантации печени умирает, не получив трансплантации или исключены для прогрессирования заболевания. Одна из стратегий, чтобы увеличить доноров бассейн является использование маргинальных трансплантатов, таких как жирные печени, трансплантатов от старых доноров или пожертвования после сердечной смерти (DCD). Нынешняя методика сохранение холодной статической памяти только плохо переносится маргинальных печени приводит к значительному повреждению органа. Кроме того, холодного хранения статической орган не позволяет оценку или ремонт перед трансплантацией трансплантата.

Эти недостатки холодной статической сохранения вызвали интерес к теплой сохранения перфузии органов для уменьшения холодной ишемического повреждения, оценить трансплантатов печени во время сохранения, а также изучить возможность восстановить предельные печень до трансплантации. Оптимальные пресуверенным и расхода условия, температура перфузии, состав перфузии раствора и потребность в переносчика кислорода был спорным в прошлом.

Несмотря на многообещающие результаты в нескольких исследованиях на животных, сложность и затраты предотвратили более широкий клиническое применение до сих пор. Недавно, с повышенной технологий и лучшего понимания физиологии печени во время экс естественных перфузии исход теплой перфузии печени улучшилось и последовательно хорошие результаты могут быть достигнуты.

Эта статья будет предоставлять информацию о поиске печени, методов хранения и изолированной перфузии печени у свиней. Мы проиллюстрируем) требования, чтобы обеспечить достаточное поступление кислорода к органу, б) технические соображения о перфузии машины и перфузии раствора, и с) биохимических аспектов изолированных органах.

Introduction

Трансплантация печени является единственным вариантом лечения для пациентов с терминальной стадией заболевания печени или передовой гепатоцеллюлярной карциномы. За последние 25 лет, количество ожидающих кандидатов список постепенно увеличивается и превысило число доступных трансплантатов. Количество сердце бьется доноров уменьшилось за последнее десятилетие. В то же время, количество краевых трансплантатов, таких как пожертвования после сердечной смерти (DCD), а также старых и жирных печени увеличили 1,2.

Маргинальные трансплантаты часто отказался трансплантации печени в связи с повышенной вероятностью первичного трансплантата неуплату или отсроченной функции. В DCD трансплантатов, развитие ишемической типа желчных стриктур (ITBS) является предметом особой заботы. С обычной статической холодной технике консервации, ITBS встречаются примерно 10-40% от DCD трансплантатов. В большинстве пациентов, ITBS приводит к повторной трансплантации или смерти пациента. Особенно длительные теплые и холодные ишемические пояс рискфакторами для ITBS 3-7. Донор возраст, генетическая предрасположенность (например, CCR5 дельта 32), и выбора сохранения решения также были обсуждены факторы дополнительного риска 7-10. Частичное microthrombosis из peribiliary судов был предложен в качестве механизма для ITBS после трансплантации печени с DCD прививает 11.

До введения клинической трансплантации печени, экс виво перфузии печени были использованы для изучения печеночный метаболизм и физиологию 12,13. После трансплантации печени нашел свой ​​путь в клинических условиях в 1960-х, бесчисленные попытки были сделаны, чтобы использовать Экс Vivo перфузии печени как метод сохранения, имитируя физиологические питания и оксигенации условия. Его полезность для сохранения маргинальных трансплантатов была исследована в последнее десятилетие, но она не достигла стандартный клинический уход. Мы недавно описал снижение в желчи травмы протоков в DТрансплантация печени CD экс естественных перфузии сохранение 14. Были сделаны различные подходы в отношении перфузии раствором. Выбор колеблется от сотовых решений как цельной крови от животного-донора или эритроцитарной массы в сочетании с человеческой плазме, к ацеллюлярных подходов, как машины университета решения Висконсин, решения IGL или Steen решения 14-19.

Температура колеблется от 4-37 ° C 20. Номенклатура в гипотермической, subnormothermic и нормотермической очень изменчива и противоречива. Все разные методы, решения и параметры температуры направлены на 1) стабильных условиях перфузии, 2) достаточно кислородом, и 3) восстановление функции органа. Укрепление потенциала сохранение, а также способность оценки и лечения органов во время нормотермической и subnormothermic перфузии сталкивается высшее техническое сложность и затраты по сравнению с гипотермической перфузии 20,21.

Мы разработали subnormothermic Экс Vivo печени системы перфузии в течение последних 4 лет. Система может быть использована для 1) "перезарядить" печеночный содержание энергии, 2) для оценки качества трансплантата, и в 3) ремонт маргинальные печень перед трансплантацией. Следующий протокол содержит всю информацию для стабильной печеночной перфузии.

Protocol

Схематическое обзор протокола представлена ​​на рисунке 1.

Рисунок 1
Рис.1 Протокол исследования. Свиной дизайн исследования поражения печени основывается на пожертвования после сердечной смерти (DCD) модели. После вскрытия всех судов печени, сердечная смерть индуцируется затем 45 мин теплой трансплантата ишемии. Для имитации трансплантата транспорт в между донорами и получателями больниц в клинических условиях, трансплантат хранили на льду в течение 4 часов после холодной, смыва. После хранения в холодильнике, орган subnormothermic перфузии в течение 6 ч для того, чтобы оценить стабильность перфузии. В модели трансплантации, время перфузии может быть короче, чтобы перезарядить хранения энергии, а также оценить жизнеспособность органов. Пожалуйста, нажмите онповторно, чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.

1. Животные

ПРИМЕЧАНИЕ: Мужской Йоркшир свиней, 30-35 кг, были использованы в данном исследовании. Все животные получали гуманного ухода в соответствии с '' принципах лабораторных животных '' сформулированных '' Руководство по уходу за лабораторными животными '' опубликована Национальным институтом здравоохранения Национального общества медицинских исследований и. Уход Комитет Животное Торонто Генеральной исследовательского института одобрил все исследования.

2 Орган-поисковая

  1. Дом мужчины Йоркшир свиней в научно-исследовательских учреждений в течение 1 недели до перфузии / трансплантации для снижения уровня стресса и приучить животных к жилищных условий. Менее 2 дней корпусе внутри объекта приведет к стресс-индуцированной физической реакции, которая может изменить результат перфузии в 22,23.
  2. Обезболить свинейпутем внутримышечной (IM) инъекции смеси кетамина (25 мг / кг), атропина (0.04 мг / кг) и мидазолама (0,15 мг / кг).
  3. До интубации, обеспечить свинья дышит спонтанно 2 л O 2 дозированное с 5% изофлуран. Спрей голосовые связки с 2% лидокаин 2 мин до интубации, чтобы избежать вокальные спазмы мозга. Например, для 35 кг свиньи использовать 6,5 фр. трахеи трубки. Блок трахеи трубку с 3-5 мл воздуха в помещении.
  4. После интубации, использовать capnometry, чтобы подтвердить правильность интубации. Опустите ИФ газа до 2%. Установите вентилятор до 14-16 вдохов / мин и приливно-отливной объема 10 мл / кг массы тела.
  5. Поместите 20 г внутривенно (IV) катетера в одной из ушных вен, чтобы позволить вливание лактата Рингера (200 мл в час). Затем скраб свинью и покрыть ее стерильными пеленками.
  6. Сделайте срединный разрез с последующим левого бокового расширения. Используйте полотенце, чтобы покрыть большие и малые кишечники и переместить их в левую сторону.
  7. Отдельный инфеRIOR полой вены (НПВ) и дистальной аорты друг от друга; перевязывать аорты переходит к задней; изолировать и бесплатных почечных артерий от прилипшей ткани.
  8. Разделите falciforme связки и треугольную связку, используя прижигания.
  9. Отпустите портальную вену на разрез брюшины между поджелудочной железы и портальной вены. Свяжите с вены, впадающие из поджелудочной железы в воротной вене.
  10. Рассеките чревного ствола ниже воротной вены и следовать в обратном направлении к аорте. Окружите брыжеечной артерии с 2-0 галстук; окружают селезенки и левой желудочной артерии, которые филиал кзади в чревного ствола. Рассеките чревного ствола от воротной вены.
  11. Лигировать лимфатические сосуды внутри гепатодуоденальной связки, чтобы предотвратить лимфатическую утечки. Разделите правую желудочную артерию между хомутами. Лигировать меньшие вены. Отделите желчный проток из связки и разделить его дистально после перевязки.
  12. Проанализируйте аорты позади диафрагмы между сердцем и целиакией триПк; разместить 2-0 галстук вокруг аорты.
  13. Отпустите печень от нижней вены на правой стороне с помощью электро прижигания; использовать ножницы для верхней части между вены и печени.
  14. Снимите желчный пузырь и прижечь побездельничать из ложа желчного пузыря.
  15. Администрирование IV 1000 МЕ / кг донорской вес гепарина. Для модели DCD, вызвать остановку сердца на внутрисердечной инъекции 40 мг-экв KCl 3 мин после приема гепарина. Установите остановка сердца в качестве отправной точки теплой ишемии.
  16. Для перфузии, собирают 1,6 л свиной крови в CPDA мешки (цитрат, фосфат, декстроза, аденозин) сразу после сердечной смерти. Выполните программный спин (2000 XG без тормоза). Удалить плазму и слой светлого сгустка крови в стерильных условий (биобезопасность класса шкафа II) и хранить эритроциты в CPDA мешки для переливания.
  17. Иглу воротной вены и аорты с органом флеш линий. Свяжите с ранее установленные связи вокруг бедренных, почек, селезенки, мезентериальных и левой искусства желудкаEries, а также верхней аорты. Для сердце бьется донора (ХАБАД) модели, выполнить катетеризацию аорты и воротной вены под сердцем условиях избиение.
  18. После 45 мин прогрева ишемии, промойте печень с Университете Висконсина (UW) в растворе с использованием двойной перфузии через аорты (мешок давления) и воротной вены (тяжести приводом).
  19. Разрежьте печень из свиньи, оставив все остальные сосуды долго.
  20. В ходе подготовки обратно столом, зажать верхнюю IVC помощью Сатински зажать и промойте печени во второй раз с 0,5 л раствора UW ретроградно через нижнюю НПВ до отток воротной вены не ясно.
  21. Свяжите от всех артериальных ветвей от аорты и чревного ствола. Выполните перфузии артериального давления обратно-таблицы с примерно 0,5 л раствора UW.
  22. Промойте желчный проток, используя решение UW.
  23. Иглу верхние и нижние части НПВ, используя 1/2 "х 3/8" редукторы с люэровского; иглу в портальную вену и артерию печени с помощью 3/8 "; х 1/4 "и 1/4" х 3/8 "редукторы с люэровского. Используйте верхнюю и нижнюю полую вену, как венозного оттока.
  24. Поместите печень в сумке органов, закрыть сумку органов, и сохранить печень на льду до перфузии не началась.

3 Экс естественных Печень перфузии

  1. Подготовьте перфузии раствора, содержащего решение 2000 мл Стин, 400 мл отмытых эритроцитов, 550 мг пирувата натрия, 100 мл аминокислоты решение (10% Travasol), 10 мг кальция глюконат, 1000 IE быстрого действия инсулина, 1 г цефазолина, 500 мг метронидазол, и 10 000 МЕ гепарина. Добавить другие молекулы для расширения сосудов, подавление иммунитета, продувки активных форм кислорода, или лечения клеток печени на основе конкретного протокола исследования.
  2. Для компонента диализа, используют стандартный диализата, содержащего 3,5 мМ калий, 25 мМ бикарбоната, 27 мМ глюкозы, а также 275 мг / л пирувата.
  3. Настройка контура перфузии (схема Рисунок 2).
    Рисунок 2
    Рисунок 2 Схема создана. Исходя из основного резервуара в качестве отправной и конечной точкой, перфузии решение приводится в движение центробежного насоса через оксигенатора. Сразу после оксигенации раствора, схема распадается в меньшем линии, проходящей в диализатора устройства для электролитного гомеостаза и больший линии, проходящей в лейкоцитов фильтра для уменьшения остаточных белых клеток крови (WBC). Решение, которое проходит через диализатора возвращается к главной водохранилища. После лейкоцитов фильтра, схема распадается снова на 2 равные линий. Одна линия работает при высоком давлении (около 60 мм рт.ст.) непосредственно в аорту заливать печеночной артерии. Другая линия стекает в резервуар второй. От этого водоема воротной вены перфузии. Давление портала перфузии зависит от рельефа энергии уровня раствора водохранилища (около 2-6 мм рт.ст.). Все жидкости являются дрained через инфраструктуру и сверх-печеночная вены обратно в основной резервуар. Для уменьшения тяжести и однородной перфузии, печень помещают в бассейн, наполненный водой температуры регулируется. Он отделен от воды непроницаемой перегородкой и плавает в перфузии подвески. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.
    1. Соберите все жидкости из контура в 3 пласта L (основной резервуар) и зажать отток.
    2. Подключение к оттоку центробежного насоса и затем коммерческий оксигенатор.
    3. За оксигенатора, распалась трубку в 2 строки. Подключите один кабель для диализатора и слить его обратно в основной резервуар. Подключите второй линии от фильтра снижения лейкоцитов.
    4. Сплит вверх линию после фильтра снижения лейкоцитов в артериальной линии, которая поставляет перфузии решение печеночной артерии и портальной Vтиазом линии доставки перфузии раствора на второй резервуар, который стекает в воротной вене по тяжести оттока. Зажмите приток портала.
    5. Подключите артериальный к полой вены линии слива в основной резервуар для воспоминания жидкости.
    6. Для сбора асцитической жидкости или утечки перфузии раствора из печени, подготовить всасывающий трубопровод, соединенный с основной резервуар.
  4. Отпустите отток зажим из главного резервуара и заполнить контур с перфузии раствором. Запустите центробежный насос на 1500 выстрелов / мин. Решение перфузии проедем через артериальную линию в полой вены линии обратно в основной резервуар. Убедитесь, что все воздух выносится цепь.
  5. Включите подачу газа в оксигенатора.
  6. Возьмите печень вне льда. Промойте решение UW, используя физиологический раствор.
  7. Поместите печень, с ее выпуклой стороной вниз, чтобы облегчить доступ к судам, в идеале в невесомости среде, чтобы избежатьСжатие органов на контактной поверхности. Используйте тепло и охлаждаемых ванну воды. Установите время начала температуру печатной и водяной бане до 20 ° С. Накройте ванну воды с непроницаемой перегородкой и поместите печень на этой мембраны. Уменьшите тяжести приводом сжатия, погружая печень с перфузии раствором.
  8. Уменьшите скорость центробежного насоса в 1000 оборотов / мин и поместите два зажима на связи артериальных и полой вены линий. Тогда, вырезать трубки в между зажимами. Использование 3-контактный разъем с, объединять обе Cava отток и подключить их к полой вены линии.
  9. Отпустите зажим с артериальной линии, залить перфузии решение в артериальной канюли, чтобы избавиться от пузырьков, и подсоедините линию к канюли. Увеличение центробежный насос к 1500 выстр / мин. Выпуск второй зажим из полой вены линии.
  10. Освободите зажим от воротной вены резервуара для того, чтобы заполнить его. Пусть перфузии решение влить в портале cannuла и подключить его. Соблюдайте особую осторожность стабильных уровней жидкости в воротной водохранилища.
  11. Соедините линии давления к Luer Замки артериальной, портальных, и кава-канюли.
  12. Для имитации физиологических условий, применяются процедуры в правой судна. Введите глюкозы в воротной вене и не в артериальную линию в целях создания градиента имитации повышенный воротной вены градиент глюкозы и индуцирующий синтеза гликогена 24,25.
  13. После подключения печень в схему, поднимают температуру до 33 ° С в течение 60 мин.
  14. Цель для исходного потока артериальной при температуре около 250 мл / мин при 40 мм рт. Это может достигать 700 мл / мин при перфузии после того, как давление повышается до 70 мм ртутного столба.
  15. При запуске температуру, стремиться к вены потоком портала 500-600 мл / мин при 3-5 мм рт. После повышения температуры, мониторинг воротной вены поток, что позволит увеличить до 1100 мл / мин при 4-6 мм рт. Избегайте превышающую портальное давление выше physiologicaзначения л (около 8 мм рт.ст.), чтобы защитить синусоидальные фенестраций 26. Избежать превышения суммарного расхода выше 2000 мл / мин, с тем, чтобы предотвратить повреждение органа. Установите отток к -2 мм рт.ст., снижая основную резервуар для предотвращения заторов печени при функциональном оттока обструкции.
  16. Добавить компонент диализа в схему для того, чтобы уравновесить перфузии раствора в заданных значений 27. Установите поток диализата 500 мл / час. Обратите особое внимание, чтобы регулировать отток диализа, так что перфузии решение не является ни разводили ни концентрировали. В течение первого часа перфузии основным резервуаром должны быть внимательно наблюдал!
  17. Убедитесь, однородную оксигенации тканей для восстановления и поддержания функции органов с помощью главного компонента газовой смеси О 2 (95-98%) и СО 2 (2-5%). Используйте переменную газа во время перфузии поскольку печень меняет обмен веществ и свое требование рН во время перфузии.
  18. Поддержание низкий рН во время началаперфузии, чтобы защитить орган с использованием концепции Парадокс рН 28 и избежать серьезных повреждений тканей, которые могут возникнуть в результате быстрого соединения в физиологическом рН при реоксигенации, так как после хранения в растворе UW, орган имеет ацидоз рН ниже 7. Регулировка парциальное давление CO 2 непрерывно до 25-30 мм рт.ст., так что рН достигнет физиологический уровень в течение 1 часа.
  19. Добавить натрий или калий бикарбонат к схеме для достижения физиологической концентрации стандартного бикарбоната в перфузионного раствора. Введите его в тайне под повторяющейся газов крови и контроля электролита.
  20. Монитор перфузии по периодической венозной и артериальной газов крови и АСТ анализирует. Венозная PO 2 остается выше 175 мм рт.ст. в течение перфузии. Монитор сосудистой расхода и давления и отметить стабильную перфузии постоянным сосудистого сопротивления.
  21. Храните систему перфузии стабилен до 8 часов. В конце экс естественных период перфузии, крутовниз перфузионной системе до 20 ° С и, после отсоединения трубки цепи от печени, промыть перфузии раствора из печени дуально с ледяной UW раствора. Хранить печень снова помещали на лед в стерильном пакете органов.

Representative Results

Ниже мы приводим результаты 5 перфузии экспериментов с DCD-трансплантатов после 45 мин прогрева и 4 часа холодной ишемии до начала subnormothermic экс естественных перфузии.

Основная цель для экс естественных перфузии печени является обеспечение достаточного притока кислорода к органу. Ишемия вызывает вазоконстрикцию, таким образом, повышая устойчивость перфузии. Достижение постоянные сосудистые потоки со стабильными давления является хорошим показателем адекватной оксигенации. В течение периода индукции, равного 1-2 ч раствор перфузии и орган нагревают до 33 ° С, что болезней сосудов сопротивление печени. После того, как целевая температура 33 ° С достигается, значения расхода уровня при постоянном, почти физиологического диапазона для остальной части 6 ч времени перфузии (3А-3D).

В то же время, этот орган становится метаболически активными. Фиг.4А показывает венозный рО <суб> 2, маркер потребления кислорода. В течение первых 2 часов венозные рО 2 снижается до постоянного плато. В этой метаболически активном состоянии, печень начинает производить желчь (рисунок 4B). Диализатора обеспечивает сбалансированное электролитного гомеостаза (Цифры 4C-4D). Первоначальный гиперкалиемия быстро нивелируются. Измерение онлайн АСТ служит мониторинга гепатоцеллюлярного повреждения. Рисунок 5 отображает только неглубокую увеличение линейной AST течение всего периода перфузии. H & E окрашивание после 6 часов перфузии показывает некроз гепатоцитов <5% с невредимым очаговая и синусоидальной структуры (рисунок 6). PAS окрашивание в тот же момент времени показывает пополняется сотовой запасы гликогена по сравнению с истощенной хранения в холодных сохранившихся DCD-трансплантатов (рисунок 7).

Рисунок 3
Рисунок 3 Перфузионные потоки и давление (п = 5, планки погрешностей показывают стандартное отклонение). (A, B) печеночной артерии (ГА) расхода и давления: Во время фазы потепления в первые 1-2 часа, поток увеличивается в стабильных давлениях и постоянна впоследствии. Глядя на уменьшении давления воротной вены (C), увеличение потока HA к концу перфузии может быть ауторегуляторного реакция печени. (С, D) воротной вены (PV) увеличивается потока, соответствующие потоку HA в ходе первые 2 ч потепления. Давления остаются относительно стабильными.

Рисунок 4
Рисунок 4 параметры мониторинга (п = 5, планки погрешностей показывают стандартное отклонение). (А) венозная рО 2 в качестве маркера потребления кислорода и метаболической активности снижается в начальной фазе потепления в связи с активированным CELLULAг метаболизм; он остается стабильным после этого (Б) производство желчи в качестве маркера метаболической активности начинается при температуре около 30 ° С, и, таким образом, между первой и второй час перфузии (С, D) диализатора обеспечивает гомеостаз электролита..; начальная гиперкалиемия быстро сбалансированы.

Рисунок 5
Рисунок 5 АСТ (п = 5, планки погрешностей показывают стандартное отклонение) АСТ является чувствительным маркером гепатоцеллюлярной травмы.; мелкой увеличение не предполагает значительный вред во время экс естественных перфузии.

Рисунок 6
Рисунок 6 H & E окрашивание (20-кратным увеличением). () Образец Шам печени до теплой ишемии, один представитель долька печени с неповрежденной architecturе. (В) Печень образца через 45 мин теплой ишемии, 4 ч холодной ишемии и 6 ч в subnormothermic перфузии, очаговая архитектура неповрежден без некроза и только минимальное набухание клеток, синусоидальные пространства умеренно расширены по сравнению с обман образец.

Discussion

В модели свиньи, которая имитирует трансплантации печени DCD, мы показали, что subnormothermic перфузии печени с сотовым результатов перфузии раствора в стабильных параметров перфузии, минимальная травматизация гепатоцитов и активного метаболизма в печени. Наша subnormothermic перфузии настроить доказала восстановить гепатоцеллюлярной гомеостаз и обмен веществ. Гликогена восстанавливается и метаболиты отбрасываются.

Экс естественных перфузии печени как метода сохранения предлагает впервые возможность оценить маркеры функции трансплантата и травмы во время сохранения органов и до трансплантации. Кроме макроскопического оценки трансплантата перфузии однородности, значения расхода обеспечивают хороший показатель жизнеспособности трансплантата и степень ишемического повреждения, нанесенный ему ранее 29. Потребление кислорода и производство желчи являются маркерами метаболические функции. Уровни печеночных ферментов, таких как AST может быть использован какSESS степень и динамику развития гепатоцеллюлярной травмы 30. Это тщательная оценка трансплантат может позволить надежную дискриминацию между трансплантации и не трансплантации маргинальных органов.

Мы выбрали subnormothermic температуру 33 ° С в нашей системе перфузии, так как температура достаточна, чтобы позволить обмен веществ, а также АТФ и синтез гликогена. В то же время, он обеспечивает снижение потребности в кислороде в сравнении с нормотермических настроек перфузии, который обеспечивает дополнительную безопасность в отношении ишемического повреждения. В целом, температура перфузии выше 30 ° С показали, чтобы свести к минимуму холодной ишемического повреждения и обеспечить достаточную метаболическую активность 31.

В отличие от других групп, мы не использовали цельную кровь, как перфузата, но нормо-осмотическое решение альбумина (Steen) с промывали и фильтровали красных кровяных клеток. Исключив компонент плазмы, а также тромбоциты и лейкоциты, перфузии решение деподписали минимизировать провоспалительных сигналов во время экс естественных перфузии.

В дополнение к оценке трансплантата, стабильные условия перфузии в течение нескольких часов позволит обработку трансплантата. Многочисленные молекулы показали для ослабления реперфузионного в экспериментальных условиях 32. Тем не менее, почти нет Режим лечения сделал свой путь в клиническую практику, пока. Одна из причин, кажется, отсутствие возможности применить эти процедуры во время холодного хранения. Метаболически активными печени на экс естественных перфузии системы является оптимальным для применения любой вид лечения. В связи с этим, не только процедуры для улучшения условий реперфузии, как ослабление активности клеток Купфера или продувки активных форм кислорода являются возможными, но и лечения, как генной терапии для кондиционирования трансплантата, например, против гепатита С рецидива. Другие потенциальные стратегии могут включать сокращение на стеатоз во время экс естественных перфузиипериод 33.

Таким образом, экс естественных перфузии печени является новая стратегия, чтобы минимизировать холодную ишемического повреждения и оценить предельные трансплантатов печени перед трансплантацией печени. Экс естественных установка перфузии предоставляет уникальную возможность для ремонта и состояние трансплантаты до трансплантации.

Disclosures

Авторы не имеют ничего раскрывать.

Acknowledgments

Работа выполнена при поддержке грантов на исследования по пересадке Roche органов Research Foundation (ROTRF) и Astellas. Маркус Selzner поддержали премию развития ASTS карьеры. Маттиас Кнаак при поддержке стипендии Astellas Research. Мы благодарим Уве Mummenhoff и семью Birmingham за их щедрую поддержку.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
circuit Maquet (Hirrlingen, GER) custom made main reservoir (3 L, 3/8" outflow)
portal reservoir (1.5 L, 1/4", outflow)
centrifugal pump
oxygenator
lycocyte filter
Tubing (1/4" x 1/16") Raumedic (Helmbrechts, GER) MED7506
Tubing (3/8" x 3/32") Raumedic (Helmbrechts, GER) MED7536
Tubing connectors Raumedic (Helmbrechts, GER) various sizes
Dialysis filter, Optiflux F160NR Fresenius Medical Care (Waltham, MA) F160NR
STEEN solution XVIVO (Göteborg, SWE) 19004 2 L
Dialysis acid concentrate A Baxter (Mississauga, ON) D12188M 45 ml
Amino acid, Travasol 10% Baxter (Mississauga, ON) JB6760 100 ml
Sodium pyruvate Sigma-Aldrich (St. Louis, MO) P2256 1.1 g
Heparin Sandoz Canada Inc (Toronto, ON) 10750 40,000 iU
Calcium gluconate Pharmaceutical Partners of Canada (Richmond Hill, ON) C31110 10 mg
Fast acting insulin various vendors 1,000 iU
Cefazoline various vendors 1 g
Metronidazole Baxter (Mississauga, ON) JB3401 500 mg

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. , Department of Health and Human Service, Organ Procurement and Transplantation Service. Available from: http://optn.transplant.hrsa.gov (2013).
  2. Qiu, J., Ozawa, M., Terasaki, P. I. Liver transplantation in the United States. Clinical Transplants. , 17-28 (2005).
  3. Maheshwari, A., Maley, W., Li, Z., Thuluvath, P. J. Biliary complications and outcomes of liver transplantation from donors after cardiac death. Liver Transpl. 13 (12), 1645-1653 (2007).
  4. Reich, D. J., Hong, J. C. Current status of donation after cardiac death liver transplantation. Curr Opin Organ Transplant. 15 (3), 316-321 (2010).
  5. Grewal, H. P., et al. Liver transplantation using controlled donation after cardiac death donors: an analysis of a large single-center experience. Liver Transpl. 15 (9), 1028-1035 (2009).
  6. Nguyen, J. H., et al. Long-term outcomes of donation after cardiac death liver allografts from a single center. Clin Transplant. 23 (2), 168-173 (2009).
  7. Heidenhain, C., et al. Incidence of and risk factors for ischemic-type biliary lesions following orthotopic liver transplantation. Transpl Int. 23 (1), 14-22 (2010).
  8. Moench, C., Uhrig, A., Lohse, A. W., Otto, G. CC chemokine receptor 5delta32 polymorphism-a risk factor for ischemic-type biliary lesions following orthotopic liver transplantation. Liver Transpl. 10 (3), 434-439 (2004).
  9. Iacob, S., et al. Genetic, immunological and clinical risk factors for biliary strictures following liver transplantation. Liver Int. 32 (8), 1253-1261 (2012).
  10. Heidenhain, C., Puhl, G., Moench, C., Lautem, A., Neuhaus, P. Chemokine Receptor-5Delta32 Mutation is No Risk Factor for Ischemic-Type Biliary Lesion in Liver Transplantation. J Transplant. , (2009).
  11. Hashimoto, K., et al. Use of tissue plasminogen activator in liver transplantation from donation after cardiac death donors. Am J Transplant. 10 (12), 2665-2672 (2010).
  12. Staib, W., Scholz, R. Stoffwechsel der perfundierten Leber. , Springer. (1968).
  13. Brauer, R. W. Liver. Annu Rev Physiol. 18, 253-278 (1956).
  14. Boehnert, M. U., et al. Normothermic acellular ex vivo liver perfusion reduces liver and bile duct injury of pig livers retrieved after cardiac death. Am J Transplant. 13 (6), 1441-1449 (2013).
  15. Guarrera, J. V., et al. Hypothermic machine preservation in human liver transplantation: the first clinical series. Am J Transplant. 10 (2), 372-381 (2010).
  16. Fondevila, C., et al. Hypothermic oxygenated machine perfusion in porcine donation after circulatory determination of death liver transplant. Transplantation. 94 (1), 22-29 (2012).
  17. Rougemont, O., et al. One hour hypothermic oxygenated perfusion (HOPE) protects nonviable liver allografts donated after cardiac death. Ann Surg. 250 (5), 674-683 (2009).
  18. Chung, W. Y., et al. Addition of a kidney to the normothermic ex vivo perfused porcine liver model does not increase cytokine response. J Artif Organs. 15 (3), 290-294 (2012).
  19. Brockmann, J., et al. Normothermic perfusion: a new paradigm for organ preservation. Ann Surg. 250 (1), 1-6 (2009).
  20. Hessheimer, A. J., Fondevila, C., García-Valdecasas, J. C. Extracorporeal machine liver perfusion: are we warming up. Curr Opin Organ Transplant. 17 (2), 143-147 (2012).
  21. Vogel, T., Brockmann, J. G., Friend, P. J. Ex-vivo normothermic liver perfusion: an update. Curr Opin Organ Transplant. 15 (2), 167-172 (2010).
  22. Swindle, M. M., Smith, A. C. Best practices for performing experimental surgery in swine. J Invest Surg. 26 (2), 63-71 (2013).
  23. Smith, A. C., Swindle, M. M. Preparation of swine for the laboratory. ILAR J. 47 (4), 358-363 (2006).
  24. Cywes, R., et al. Effect of intraportal glucose infusion on hepatic glycogen content and degradation, and outcome of liver transplantation. Ann Surg. 216 (3), 235-246 (1992).
  25. Ishida, T., et al. Differential effects of oral, peripheral intravenous, and intraportal glucose on hepatic glucose uptake and insulin and glucagon extraction in conscious dogs. J Clin Invest. 72 (2), 590-601 (1983).
  26. Morsiani, E., Aleotti, A., Ricci, D. Haemodynamic and ultrastructural observations on the rat liver after two-thirds partial hepatectomy. J Anat. 4 (Pt 4), 507-515 (1998).
  27. Schön, M. R., et al. Liver transplantation after organ preservation with normothermic extracorporeal perfusion. Ann Surg. 233 (1), 114-123 (2001).
  28. Currin, R. T., Gores, G. J., Thurman, R. G., Lemasters, J. J. Protection by acidotic pH against anoxic cell killing in perfused rat liver: evidence for a pH paradox. FASEB J. 5 (2), 207-210 (1991).
  29. Derveaux, K., et al. Does ex vivo vascular resistance reflect viability of non-heart-beating donor livers? Transplant Proc. 37 (1), 338-339 (2005).
  30. Guarrera, J. V., et al. Hypothermic Machine Preservation of Human Liver Allografts: Markers of Reperfusion Injury [abstract# 1282]. Am J Transpl. 7, Suppl 2. 476 (2007).
  31. Tolboom, H., et al. Subnormothermic machine perfusion at both 20°C and 30°C recovers ischemic rat livers for successful transplantation. J Surg Res. 175 (1), 149-156 (2012).
  32. Vollmar, B., Menger, M. D. The hepatic microcirculation: mechanistic contributions and therapeutic targets in liver injury and repair. Physiol Rev. 89 (4), 1269-1339 (2009).
  33. Jamieson, R. W., et al. Hepatic steatosis and normothermic perfusion-preliminary experiments in a porcine model. Transplantation. 92 (3), 289-295 (2011).

Tags

Медицина выпуск 90, предельные трансплантаты DCD
Методика Subnormothermic<em&gt; Экс Vivo</em&gt; Печень перфузии для хранения, оценки и Ремонт окраинных печени трансплантатов
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Knaak, J. M., Spetzler, V. N.,… More

Knaak, J. M., Spetzler, V. N., Goldaracena, N., Louis, K. S., Selzner, N., Selzner, M. Technique of Subnormothermic Ex Vivo Liver Perfusion for the Storage, Assessment, and Repair of Marginal Liver Grafts. J. Vis. Exp. (90), e51419, doi:10.3791/51419 (2014).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter