Abstract
La myocardite est une inflammation du myocarde, mais seulement environ 10% de ces manifestations cliniques montrent affectées de la maladie. Pour étudier les réponses immunitaires de lésions cardiaques, différents modèles murins de myocardite ont été largement utilisés. Cette étude a porté expérimental myocardite auto-immune (EAM) induite par la myosine cardiaque chaîne lourde (MyHC)-α 334-352 chez la souris A / J; les animaux atteints développent une myocardite lymphocytaire mais sans signes cliniques apparents. Dans ce modèle, l'utilité de la microscopie par résonance magnétique (MRM) en tant que modalité non invasive pour déterminer les changements structurels et fonctionnels cardiaques chez les animaux immunisés avec des α-myosine de 334 à 352 est représentée. EAM et souris saines ont été imagées par un 9.4 T (400 MHz) de 89 mm de balayage vertical de l'alésage de base équipé d'une radio-fréquence sonde d'imagerie 4 cm mille-pattes et 100 g / gradients de trois axes cm. Images cardiaques ont été acquis auprès des animaux anesthésiés à l'aide d'une séquence d'impulsions cine basée à écho de gradient, et l'animals ont été suivis par la respiration et l'oxymétrie de pouls. L'analyse a révélé une augmentation de l'épaisseur de la paroi ventriculaire chez les souris EAM, avec une diminution correspondante dans le diamètre intérieur du ventricule, en comparaison avec les souris saines. Les données suggèrent que des modifications morphologiques et fonctionnelles dans les cœurs enflammées peuvent être surveillés de manière non invasive par MRM d'animaux vivants. En conclusion, MRM offre un avantage de l'évaluation de la progression et la régression des lésions du myocarde dans les maladies provoquées par des agents infectieux, ainsi que la réponse aux traitements.
Introduction
L'insuffisance cardiaque est la principale cause de décès et la myocardite est une cause prédominante de l'insuffisance cardiaque chez les jeunes adolescents 1. La plupart des patients atteints de myocardite restent asymptomatiques et la maladie est spontanément résolues 2. Cependant, 10-20% des personnes touchées peut développer une maladie chronique, conduisant à une cardiomyopathie dilatée (DCM) 3. Divers modèles animaux ont été développés pour étudier la pathogenèse de la myocardite immunitaire. La maladie peut être induite dans la myocardite sensibles A / J et des souris Balb / c par immunisation d'animaux avec la myosine cardiaque chaîne lourde (MyHC)-α ou de ses fragments peptidiques immunodominants ou par infection avec des agents pathogènes comme les virus Coxsackie B3 9.4. Cette étude consiste à MyHC-α myocardite 334-352 induite chez des souris A / J. Malgré montrant infiltrations du myocarde, les animaux de myocardite touchés semblent cliniquement normaux; diagnostic est basé sur l'évaluation histologique des coeurs pour l'inflammation 7 unee échocardiographie 10.
Microscopie par résonance magnétique (MRM) est une méthode couramment utilisée pour obtenir l'imagerie cardiovasculaire avec une haute résolution plans en trois dimensions, l'évaluation des détails fonctionnels permettant au niveau des vaisseaux sanguins minute (jusqu'à 10 um de diamètre), mais ce niveau de pouvoir de résolution est pas réalisable avec la formation d'image par résonance magnétique routine (MRI) de la procédure de balayage, dans lequel, la résolution est généralement obtenu jusqu'à 1 mm de 11 à 14. MRM offre un avantage car elle permet l'acquisition d'images à haute résolution et aussi pour obtenir des paramètres de performance dans les points de temps au début de processus de la maladie 14. Cliniquement, l'imagerie MRM a été largement appliquée pour étudier les paramètres de fonctionnement du malade cardiaque, pulmonaire ou cérébrale 15-17. Dans cette étude, l'utilisation d'une technique de MRM comme un outil non invasif pour déterminer des anomalies cardiaques par A / J souris atteintes de la myocardite auto-immune est signalée. Plus précisément, til imagerie par MRM permet la quantification de paramètres fonctionnels tels que le ventricule gauche (LV) du volume en fin de diastole et de la fraction d'éjection (FE) avec une précision raisonnable 18. Les définitions des paramètres respectifs sont les suivants: fin de LV volume télédiastolique, le volume de sang dans le ventricule gauche à la fin du cycle de diastole, et la fraction d'éjection, le volume systolique / volume en fin de diastole. L'analyse des données est réalisée en utilisant le logiciel sectoriel librement développé pour le traitement des images DICOM cardiovasculaires conforme acquises par les scanners à résonance magnétique 19. Les données ont révélé une augmentation de l'épaisseur de la paroi ventriculaire gauche dans les animaux myocarditic, correspondant à une diminution de la LV en fin de diastole volume, le volume d'éjection et de la fraction d'éjection, par rapport à ces paramètres fonctionnels chez les souris en bonne santé.
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Protocol
ÉTHIQUE DÉCLARATION:
Toutes les procédures d'animaux ont été effectuées en conformité avec les lignes directrices pour le soin et l'utilisation des animaux de laboratoire et approuvés par l'Université de Nebraska-Lincoln, Lincoln, NE.
1. L'induction de myocardite auto-immune expérimentale
- Préparer la solution de peptide en dissolvant MyHC-α 334-352 1x dans une solution saline tamponnée au phosphate à une concentration finale de 2 mgs/1.5 ml.
- Préparer la toxine de pertussis (PT) par addition de 1 ml de PBS 1x stérile à un flacon contenant 50 ug de PT lyophilisé pour obtenir une concentration stock de 50 ng / ul. Prenez 20 pi de stock dans un tube de 1,5 ml stérile et ajouter 980 ul de PBS stérile 1x pour obtenir une concentration de travail de 1 ng / ul.
- Préparer l'adjuvant complet de Freund (CFA) en ajoutant 40 mg de Mycobacterium tuberculosis H37Rv (VTT) extrait de 10 ml de CFA pour obtenir une concentration finalede 5 mg / ml.
- Préparer l'émulsion peptide-CFA. REMARQUE: Pour EAM induction, l'émulsion peptide-CFA a été administré à 150 pi contenant 100 ug de myosine-α 334-352 par animal. Par exemple, pour immuniser des souris dix utilisent 1,5 ml de peptide-CFA émulsion contenant 1 mg d'α-myosine 334-352.
- Pour préparer 1,5 ml d'émulsion, aliquote de 750 ul de myosine-α 334-352 solution de peptide dans un tube de 1,5 ml, et CFA complétées par des VTT dans un autre tube de 1,5 ml. Utilisation d'un 3 ml seringue Luer-lok, aspirer la solution de peptide en premier, suivi par l'extrait CFA / VTT.
- Fixer la seringue à un robinet 3 voies et connectez l'autre sortie du robinet à un vide 3 ml seringue. Réglez la perméabilité du robinet d'arrêt de sorte que le mélange peptide-CFA flux d'une seringue à l'autre avec assez bonne résistance.
- Mélanger en appuyant sur le contenu d'une seringue à l'autre à plusieurs reprises ~ 1 min, puis placer la totalité de l'ensemble sur la glace pendant environ 3 min. Répétez cetteProcédure d'au moins 10x.
- Déterminer la compatibilité de l'émulsion en plaçant soigneusement un minuscule gouttelette de l'eau plate dans un bêcher de 100 ml en verre. La gouttelette ne devrait pas se disperser dans l'eau. Si c'est le cas, continuer à mélanger jusqu'à ce que la consistance désirée.
- Transférer le contenu de l'émulsion à partir de 3 ml de seringues dans 1 ml seringues Luer-Lok par le remplacement de l'une des deux seringues de 3 ml attachés au robinet d'arrêt de la seringue de 1 ml, et fixer une aiguille 27 ½ G à la seringue de 1 ml.
- Injecter 150 pi de l'émulsion peptide-CFA en doses fractionnées voie sous-cutanée dans les deux régions inguinales de six à huit semaines femme âgée de souris A / J (~ 75 pi de chacun).
- Administrer 100 pi de suspension PT (100 ng) par voie intrapéritonéale à chaque animal le jour 0 et le jour 2 après immunisation.
- Répétez la procédure de vaccination le jour 7 en administrant 150 ul de peptide-CFA émulsion en doses fractionnées sous-cutanée dans chaque côté de til sternum (~ 75 pi de chacun). Préparer cette émulsion fraîche comme ci-dessus. Puis, le jour 21, soumettre les animaux à l'imagerie de la MRM, consultez l'étape 3.
2. Traitement des animaux
- Placez chaque souris dans une chambre d'induction de l'anesthésie mélange contenant isoflurane d'air de 2% avec un coussin chauffant placé en dessous pour maintenir la chaleur, et transférer l'animal à un détenteur d'animaux spécialement conçu (figure 1).
- Immobiliser l'animal en position couchée sur le support de l'animal de sorte que son nez s'insère dans le cône de nez pour maintenir l'anesthésie (figure 1). Fixer la tête de la souris avec une morsure-bar attenant à dents avant de la souris.
- Mettre en marche le dispositif de chauffage par soufflage d'air avec son tuyau d'évacuation inséré dans l'alésage vertical du scanner afin de maintenir la température du corps de l'animal au cours de l'expérience.
- Maintenir l'anesthésie à 0,5 à 2% d'isoflurane avec un débit de 2 ml / min pendant toute la session de formation d'image. Confirmeranesthésie selon la méthode orteil de pincement, pas de mouvement prévu.
- Mettre en place un capteur pneumatique d'oreiller, la queue de souris / cheville impulsion de capteur à fibre optique d'oxymétrie, et la sonde de température rectale de surveiller la respiration, la fréquence cardiaque et la température corporelle, respectivement (Figure 1). Remarque: la synchronisation cardiaque est effectuée par oxymétrie de pouls, qui permet une surveillance non invasive de la saturation artérielle en oxygène du sang. Le capteur d'oxymétrie de pouls doit être fixée à la cheville gauche, et le pied doit être effectuée avec une boucle de fil et du ruban adhésif afin de maintenir la cheville dans le capteur. Imagerie en MRM est atteint par gating la respiration et des signaux cardiaques, sans l'utilisation de tout agent de contraste.
3. Acquisition de l'image
- Après la préparation de l'animal (Figure 1), placer la souris dans le centre du dispositif de balayage MRM avec le coeur placé dans le centre du champ de vision (FOV), où l'homogénéité du champ magnétique est maximale. NOTE: Un grand alésage(89 mm) 9.4 T aimant vertical alésage équipé avec des dégradés de trois axes de 100 g / cm et un 4 cm de radio-fréquence (RF) de la bobine d'imagerie doit être utilisée pour obtenir haute résolution en trois dimensions (3D) des images. Remarque: Assurez-vous de fournitures non-magnétiques en utilisant un scanner IRM.
- Exécutez l'interface d'imagerie et sélectionnez "Nouvelle étude" dans le menu "Options étude". Tapez "mtune" à la barre de commande et exécutez-le pour tirer vers le haut le «Tune GUI". Ensuite, sélectionnez "Démarrer sonde Tune" et cliquez sur le bouton "Autoscale". Le Tune GUI changera pour montrer la RFsignal. Utiliser les boutons syntoniser / match à distance à la fin de la bobine pour régler la de bobine à radiofréquence à la fréquence de résonance du proton (400 MHz). Dans l'onglet "Démarrage" aller à la page «Prévisualisation» pour lancer l'étalonnage de la fréquence et de la puissance en cliquant sur les boutons associés. Cliquez sur le bouton XYZ (rapide) sur la "onglet" Shim étude 'onglet à tirer vers le haut la page de calage.Aller à la page de cale, sélectionnez toutes les itérations, et cliquez sur le bouton de cale pour effectuer un calage automatique.
- Sélectionnez une séquence de scout de l'onglet «étude» de l'interface d'imagerie pour localiser le cœur de souris. Dans l'onglet "Acquisition" changer le FOV de 35 mm 2 et de garder les paramètres par défaut de la machine. Cliquez sur Démarrer pour exécuter la séquence; ajuster la position de la porte de l'animal si le cœur n'est pas dans le centre de FOV, réaccorder la bobine RF et obtenir les images de repérage de nouveau.
- Cliquez sur le bouton de séquence "GEMS" sur l'onglet "étude" puis entrez les paramètres d'acquisition sur l'onglet correspondant "Acquérir" pour obtenir deux plans orthogonaux le long de l'axe court et à long axe du cœur 20,21. REMARQUE: les paramètres d'acquisition typiques pour une analyse en écho de gradient sont: l'épaisseur de la tranche, 1 mm; temps de répétition (TR), 200 ms; temps d'écho (TE), 2,67 ms (minimum); angle de bascule, 25 °; inplane taille de la matrice, de 128 x 128; FOV, 22 mm2; certain nombre d'acquisitions, 4; et un temps d'acquisition d'environ 1 min et 30 sec.
- Dans l'onglet "Adv", sélectionnez la séquence "CINE" pour recueillir les oxymétrie de pouls-dépendants court axe ciné images IRM afin de mesurer les paramètres anatomiques et fonctionnels BT. Ajustez la position et l'angle des tranches d'imagerie basée sur la vue grand axe du cœur par le vol stationnaire de la souris et en faisant glisser. Entrez les paramètres d'imagerie suivants sur l'onglet "Acquisition" pour obtenir la séquence de ciné en écho de gradient: TR 500 ms; TE, 5 ms; FOV, 22 mm 2; matrice d'acquisition, 256 x 256; épaisseur de coupe, 1 mm; certain nombre d'acquisitions, 8; nombre de cadres, 6; et un temps d'acquisition de ~ 17 min. Cliquez sur Démarrer pour commencer l'acquisition.
- Convertir les images au format DICOM acquises à l'aide de l'onglet "I / O" du logiciel d'imagerie et de transférer les fichiers correspondants au centre de données pour le traitement.
- A la fin de la procédure d'imagerie, le toutomment les souris de se remettre de l'anesthésie dans les filtre-top cages. Ne laissez pas les souris sans surveillance jusqu'à ce qu'ils reprennent conscience suffisante pour maintenir décubitus sternal et les conserver pour d'autres études selon les besoins.
4. Analyse des données de résonance magnétique cardiaque Microscopie Imagerie
- Utilisez un logiciel de segment à analyser les paramètres anatomiques et fonctionnelles de la LV 19. En chargeant les images au format ciné DICOM dans le logiciel en utilisant le "Ouvrir un fichier d'image (s)" sous-menu du menu "Fichier". Sur l'interface utilisateur, sélectionnez 'MRGE »comme la technique d'imagerie," Cine », comme le type d'image et de« petit axe mi-ventriculaire », comme le plan de la vue de l'image.
- Préciser les délais pour être utilisé pour fin de diastole et systole fin par le "délai fixé actuelle à la fin de diastole" et "Set calendrier actuel pour mettre fin à la systole" sous-menus du menu "Edition" respectivement.
- Cliquez d'abord sur le bouton "LV" de commande, puis le "ENDO" et "PEV" boutons de commande sur le panneau en bas à droite pour dessiner manuellement l'endocarde du ventricule gauche et épicarde respectivement. Enlever les muscles papillaires en appuyant sur le bouton de commande correspondant afin d'augmenter la précision des calculs.
- Lire les paramètres BT chiffrés tels que le volume diastolique, le volume systolique, le volume systolique, et la fraction d'éjection sur le panneau en haut à droite. Cliquez sur le bouton de commande "Misc" puis sur le bouton "Mesure étrier" de commande pour mesurer les paramètres de BT tels que l'épaisseur de la paroi, et le diamètre du ventricule 22.
- Cliquez sur le "Save deux piles d'images et de segmentation" sous-menu du menu "Fichier" pour enregistrer les images, y compris les segmentations, dans «tapis». Format à retraiter les images si nécessaire.
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Representative Results
Dans ce rapport, l'utilité de la technique MRM en tant que modalité non-invasive pour déterminer les changements structurels et fonctionnels dans les cœurs des animaux atteints de l'EAM est affiché. Myocardite a été induite chez des souris A / J par l'immunisation des animaux avec MyHC-α 334-352 en CFA 7, et les animaux ont été soumis à des expériences GRM 21 jours après la vaccination. L'imagerie par MRM a été effectuée sur des animaux vivants, sous anesthésie à l'isoflurane à 9,4 T (400 MHz pour les protons) en utilisant un aimant vertical de l'alésage de 89 mm équipée de gradients d'axe triples (force maximale de 100 U / cm). Une image de scout a été acquis pour localiser et positionner au cœur de la souris dans le centre de la FOV, suivie par des images axiales à obtenir le long axe 4 cavités. L'angle sous lequel le coeur a été imagée pour la vue 2-chambre est représentée sur la figure 2A. Images cardiaques ont été acquises à l'aide d'une sonde RF d'imagerie de mille-pattes 4 cm avec une séquence d'impulsions cine basée à écho de gradient. Fonction meas cardiaqueurements (imagerie: l'épaisseur de la paroi du VG; sortie: LV fin de diastole volume et la fraction d'éjection) ont ensuite été analysées en utilisant le logiciel de segment. Défauts structurels dans les coeurs de souris EAM touchés ont été mis en évidence par l'augmentation de l'épaisseur de LV d'environ 1,5 fois (p = 0,018) (figure 2B et tableau 1), avec une diminution correspondante de la LV en fin de diastole volume [18,0 ± 4,2 pi vs . 37,5 ± 3,5 pi, la figure 2C (i); p = 0,002] et la fraction d'éjection [49,4 ± 2,3% contre 71,5 ± 6,0%, p = 0,00066; Figure 2C (ii)] par rapport aux souris saines. Comme prévu, l'évaluation histologique des coeurs de myocarditic, mais pas en bonne santé, des souris a montré des infiltrats lymphocytaires multifocales, comme nous l'avons démontré précédemment 7; figure 2D). Les données suggèrent que des modifications morphologiques et fonctionnelles dans les cœurs enflammés peuvent être surveillés de manière non invasive par MRM in animaux vivants.
Figure 1. Préparation d'un animal et le positionnement des sondes pour l'acquisition d'images MRM du coeur de la souris. Pour acquérir des images du cœur, la souris anesthésiée est placé dans le support de l'animal spécialement conçu pour l'imagerie par MRM et relié au dispositif de chauffage par soufflage d'air pour maintenir l' la température du corps. Sous anesthésie continue, l'animal est immobilisé dans la position couchée. Un oreiller pneumatique, capteur d'oxymétrie de fibre optique et le capteur de température sont mis en place pour surveiller la respiration, le pouls et la température du corps, respectivement, jusqu'à ce que l'acquisition MRM d'images cardiaques est terminée. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 2. MRM imagerie de souris atteints de myocardite auto-immune révèle des anomalies cardiaques. Myocardite a été induite chez des souris A / J par l'immunisation des animaux avec MyHC-α 334-352 en CFA. Les animaux ont été soumis à l'imagerie de MRM 21 jours après immunisation pour évaluer des anomalies cardiaques. (A) Position de MRM tranchage. L'angle sous lequel le cœur a été coupé pour l'acquisition de l'image est affichée. (B) l'imagerie par MRM. Tranches petit axe de coeur ont été capturées à l'aide séquence d'impulsions ciné basé écho dans huit des délais avec un TR de 500 ms (TE, 5 ms, angle de bascule de 20 °, le nombre d'acquisitions, 4; matrice d'acquisition, 256 x 256) .. [flèches: épaisseur de la paroi du VG] (C) Le débit cardiaque de débit cardiaque a été mesurée sur la base de (i) en fin de diastole LV volume et (ii) une fraction d'éjection dans des souris en bonne santé et myocarditic uchanter analyse d'images médicales quantitative avec des logiciels de segment. SEM valeurs moyennes pour un groupe de souris sont indiquées (n = 2 à 5 par groupe). (D) Histologie. Coeurs des groupes de traitement ci-dessus ont été évalués pour l'inflammation par l'hématoxyline et l'éosine. Cercles: infiltrations lymphocytaires. Multifocales S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
| Animaux | Santé (n = 3) | EAM (n = 5) |
| Souris 1 | 1.03 | 1,48 |
| Souris 2 | 1.3 | 1,59 |
| Souris 3 | 0,94 | 1,44 |
| Souris 4 | 2.11 | |
| Souris 5 | 1,92 | |
| Moyenne ± SEM | 1,71 ± 0,1 |
Tableau 1. Comparaison du ventricule gauche (VG) d'épaisseur de paroi entre myocardite sain et expérimentale auto-immune (EAM). Trois souris en bonne santé et cinq souris EAM-induits ont été soumis à la microscopie par résonance magnétique (MRM) imagerie 21 jours après immunisation. Après l'acquisition des images cardiaques de MRM, l'épaisseur de la paroi LV a été mesurée en utilisant un logiciel de segment comme décrit dans le protocole. Les valeurs affichées dans le tableau représentent LV épaisseur de paroi en mm.
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Discussion
Cette étude décrit la procédure de MRM et de son utilité comme outil non invasif pour déterminer des anomalies cardiaques chez des souris atteintes de myocardite auto-immune. Depuis les caractéristiques histologiques de l'EAM ressemblent myocardite postinfectious de l'homme, des modèles de souris sont couramment utilisés pour délimiter les mécanismes immunitaires de lésions cardiaques 23-25. Cependant, les animaux atteints de myocardite apparaissent cliniquement normaux, et le diagnostic est fait sur la base de l'histologie à la fin des expériences 7. Les animaux sont généralement sacrifiés au jour 21 après immunisation. Évaluation du processus de la maladie de cette manière au moment unique souligne les limites de ces modèles utilisent, notamment dans la recherche pharmaceutique, où la surveillance de la progression de la maladie dans la réponse aux traitements est une condition essentielle.
Pour vérifier des anomalies cardiaques chez les animaux vivants, l'utilisation de modalités non invasives comme MRM est utile. La technique de MRM que décrit icioffre un avantage d'obtenir les caractéristiques structurelles et fonctionnelles des coeurs sans la nécessité d'utiliser des agents de contraste. Cependant, cette technique nécessite l'acquisition d'images anatomiques haute résolution en 3D dans de forts champs magnétiques. Néanmoins, une fois que les images sont acquises, les paramètres fonctionnels tels que le BT volumes de fin de diastole et des fractions d'éjection peuvent être analysés par la suite en utilisant un logiciel disponible dans le commerce, sans qu'il soit nécessaire d'assembler en outre l'appareil de MRM. Comme le montre la figure 2, MRM examen des animaux immunisés avec MyHC-α 334-352 révélé épaisseur de la paroi du VG à être plus grande que chez les souris en bonne santé (Figure 2B), avec une diminution correspondante des sorties fonctionnelles (LV volumes de fin de diastole et une fraction d'éjection ; Figure 2C). Comme prévu, les coeurs des vaccinés, mais pas en bonne santé, les animaux avaient des infiltrats inflammatoires (figure 2D). Ainsi, les résultats de la technique de MRM et histologie corroborate de l'autre.
Néanmoins, pour obtenir des résultats reproductibles par MRM, les trois facteurs suivants doivent être pris en compte. (A) Les animaux doivent être placés dans le scanner de MRM si les cœurs sont positionnés dans le centre de l'aimant de les exposer au champ magnétique avec un maximum d'homogénéité. (B) Proposition artefact est un sujet de préoccupation dans les expériences d'animaux vivants. Pour diminuer le flou dû à la respiration et des mouvements cardiaques image dans l'oxymétrie de pouls et de respirométrie ont été utilisés pour porte MRM acquisition-à-dire d'acquérir des signaux d'image en des points de temps spécifiques à l'intérieur des voies respiratoires et des cycles, qui cardiaques ont nécessité l'utilisation d'un système de surveillance des animaux . (C) Acquisition de haute résolution des images cardiaques 3D est une condition essentielle pour permettre une analyse détaillée des anomalies cardiaques. Pour obtenir des images en trois dimensions, et d'augmenter le rapport signal-sur-bruit, il est important de concevoir des bobines d'imagerie plus sensibles à MRM spécifiques qui permettent exacte et comcomplète la capture d'images dans de forts champs magnétiques dans une orientation à court axe dans les scanners pour animaux.
En conclusion, le développement d'une technique de GRM afin d'évaluer des anomalies cardiaques chez les animaux vivants est difficile. Cela est particulièrement vrai pour les souris, en raison de leurs petites tailles cardiaques (~ 1/2, 000 la masse d'un coeur humain) et les fréquences cardiaques élevées (~ 600 battements par minute) par rapport à l'homme 26. Néanmoins, une fois développé et validé, la technique de MRM peut être utilisé pour comparer les changements anatomiques et fonctionnelles du cœur entre les animaux sains et malades. Ainsi, la technique de MRM pourrait servir comme un outil précieux, non-invasive pour évaluer la progression longitudinale de pathologies cardiaques inflammatoires liées à la fois à la nature aiguë et chronique de l'évolution de la maladie, et de surveiller les réponses aux traitements chez les animaux vivants.
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Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Myhc-a 334-352 (DSAFDVLSFTAEEKAGVYK) | Neopeptide, Cambridge, MA | Store at 4 °C | |
| CFA | Sigma Aldrich, St Louis, MO | 5881 | Store at 4 °C |
| MTB H37Rv extract | Difco Laboratories, Detroit, MI | 231141 | Store at 4 °C |
| PT | List Biologicals Laboratories, Campbell, CA | 181 | Store at 4 °C |
| 1x PBS | Corning, Manassas, VA | 21-040-CV | Store at 4 °C |
| Isoflurane | Piramal Healthcare, Mumbai, India | NDC66794-013-25 | |
| Female A/J mice | Jackson Laboratories, Bar Harbor, ME | 646 | |
| Luer-lok sterile 1 ml syrringe | BD, Franklin Lakes, NJ | 309628 | |
| Luer-lok sterile 3 ml syrringe | BD, Franklin Lakes, NJ | 309657 | |
| Sterile needle, 18 G | BD, Franklin Lakes, NJ | 305195 | |
| Sterile needle, 27 1/2 G | BD, Franklin Lakes, NJ | 305109 | |
| 3-way stopcock | Smiths Medical ASD, Inc. Dublin, OH | MX5311L | |
| Kerlix gauze bandage rolls | Covidien, Mansfield, MA | 6720 | |
| Kimwipes | Kimberly-Clark Professional, Roswell, GA | 34155 | |
| Protouch Stockinette | Medline Industries, Mundelein, IL | 30-1001 | |
| Sterile surgical scissors and forceps | INOX tool Corporation | ||
| Micro oven | GE Healthcare, | ||
| ThermiPAQ hot and cold therapy system | Theramics Corporation, Springfield, IL | ||
| Reptile heating lamp | Energy Savers Unlimited, Inc. Carson, CA | ||
| 3M Transpore tapes | Target Corporation, MN | ||
| Up and Up Polymyxin B sulfate/Bacitracin/Neomycin sulfate antibiotic ointment | Target Corporation, MN | ||
| North Safety DeciDamp-2PVC foam ear plugs | North Safety Products, Smithfield, RI | ||
| Cotton tipped applicator, 6’’ wooden stem | Jorgensen Laboratories, Inc. Loveland, CO | ||
| Anesthesia induction chamber | Summit Anesthesia Solutions, Ann Harbor, MI | ||
| Summit Anesthesia Support system for regulating flow of anesthesia | Summit Anesthesia Solutions, Ann Harbor, MI | ||
| Specially designed animal holder | Agilent Technologies, Santa Clara, CA | ||
| Bickford Omnicon F/Air anesthesia gas filter unit | A.M. Bickford, Inc. Wales Center, NY | ||
| Pulse-oximeter module, MR compatible small animal monitoring and gating system | Small Animal Instruments, Inc. Stony Brook, NY | ||
| Oxygen cylinder | Matheson-Tri Gas, North-Central Zone, Lincoln, NE | ||
| Gas regulator | Western Medica, West Lake, OH | ||
| Signal breaking module, MR compatible small animal monitoring and gating system | Small Animal Instruments, Inc. Stony Brook, NY | ||
| 9.4 T (400 MHz) 89 mm vertical core bore MR scanner | Agilent Technologies, Santa Clara, CA | ||
| 4 cm millipede micro-imaging RF coil | Agilent Technologies, Santa Clara, CA | ||
| SAM PC monitor | Small Animal Instruments, Inc. Stony Brook, NY | ||
| Quantitative Medical Image analysis software | http://segment.heiberg.se; Segment v1.8 R1430, Medviso, Oresunds region, Sweden | ||
| Matlab software | The Mathworks, Inc. Natick, MA | ||
| Computer-Unix operating system |
References
- Heidenreich, P. A., et al. Forecasting the future of cardiovascular disease in the United States: a policy statement from the American Heart Association. Circulation. 123 (8), 933-944 (2011).
- Fujinami, R. S., et al. Molecular mimicry, bystander activation, or viral persistence: infections and autoimmune disease. Clin Microbiol Rev. 19 (1), 80-94 (2006).
- Cihakova, D., Rose, N. R. Pathogenesis of myocarditis and dilated cardiomyopathy. Adv Immunol. 99, 95-114 (2008).
- Donermeyer, D. L., et al. Myocarditis-inducing epitope of myosin binds constitutively and stably to I-Ak on antigen-presenting cells in the heart. J Exp Med. 182 (5), 1291-1300 (1995).
- Gangaplara, A., et al. Coxsackievirus B3 infection leads to the generation of cardiac myosin heavy chain-alpha-reactive CD4 T cells in A/J mice. Clin Immunol. 144 (3), 237-249 (2012).
- Huber, S. A., Lodge, P. A. Coxsackievirus B-3 myocarditis in Balb/c mice. Evidence for autoimmunity to myocyte antigens. Am J Pathol. 116 (1), 21-29 (1984).
- Massilamany, C., et al. Identification of novel mimicry epitopes for cardiac myosin heavy chain-alpha that induce autoimmune myocarditis in A/J mice. Cell Immunol. 271, 438-449 (2011).
- Pummerer, C. L., et al. Identification of cardiac myosin peptides capable of inducing autoimmune myocarditis in BALB/c mice. J Clin Invest. 97 (9), 2057-2062 (1996).
- Rose, N. R., Hill, S. L. The pathogenesis of postinfectious myocarditis. Clin Immunol Immunopathol. 80, (1996).
- Saraste, A., et al. Coronary flow reserve and heart failure in experimental coxsackievirus myocarditis. A transthoracic Doppler echocardiography study. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 291, (2006).
- Altes, T. A., et al. Hyperpolarized 3He MR lung ventilation imaging in asthmatics: preliminary findings. J Magn Reson Imaging. 13 (3), 378-384 (2001).
- Driehuys, B., et al. Small animal imaging with magnetic resonance microscopy. ILAR J. 49 (1), 35-53 (2008).
- Smith, B. R. Magnetic resonance microscopy with cardiovascular applications. Trends Cardiovasc Med. 6 (8), 247-254 (1996).
- Potter, K. Magnetic resonance microscopy approaches to molecular imaging: sensitivity vs specificity. J Cell Biochem Suppl. 39, 147-153 (2002).
- Benveniste, H., Blackband, S. MR microscopy and high resolution small animal MRI: applications in neuroscience research. Prog Neurobiol. 67, 393-420 (2002).
- Epstein, F. H., et al. MR tagging early after myocardial infarction in mice demonstrates contractile dysfunction in adjacent and remote regions. Magn Reson Med. 48 (2), 399-403 (2002).
- Gewalt, S. L., et al. MR microscopy of the rat lung using projection reconstruction. Magn Reson Med. 29 (1), 99-106 (1993).
- Kern, M. J. The cardiac catheterization handbook., Edn 5th. , (2011).
- Heiberg, E., et al. Design and validation of Segment--freely available software for cardiovascular image analysis. BMC Med Imaging. 10, (2010).
- Cranney, G. B., et al. Left ventricular volume measurement using cardiac axis nuclear magnetic resonance imaging. Validation by calibrated ventricular angiography. Circulation. 82 (1), 154-163 (1990).
- Hiba, B., et al. Cardiac and respiratory double self-gated cine MRI in the mouse at 7 T. Magn Reson Med. 55 (3), 506-513 (2006).
- Bryant, D., et al. Cardiac failure in transgenic mice with myocardial expression of tumor necrosis factor-alpha. Circulation. 97 (14), 1375-1381 (1998).
- Neu, N., et al. Cardiac myosin-induced myocarditis as a model of postinfectious autoimmunity. Eur Heart J. 12 Suppl D, 117-120 (1991).
- Neumann, D. A., et al. Induction of multiple heart autoantibodies in mice with coxsackievirus B3- and cardiac myosin-induced autoimmune myocarditis. J Immunol. 152 (1), 343-350 (1994).
- Rose, N. R., et al. Postinfectious autoimmunity: two distinct phases of coxsackievirus B3-induced myocarditis. Ann N Y Acad Sci. 475, 146-156 (1986).
- Farmer, J. B., Levy, G. P. A simple method for recording the electrocardiogram and heart rate from conscious animals. Br J Pharmacol Chemother. 32 (1), 193-200 (1968).
