Abstract
La miocardite è una infiammazione del miocardio, ma solo circa il 10% di questi spettacoli manifestazioni cliniche interessate della malattia. Per studiare gli eventi del sistema immunitario di lesioni del miocardio, vari modelli murini di miocardite sono stati ampiamente utilizzati. Questo studio ha coinvolto sperimentale miocardite autoimmune (EAM) indotto con miosina cardiaca catena pesante (MyHC)-α 334-352 in A / J topi; gli animali colpiti sviluppano miocardite linfocitica ma senza segni clinici evidenti. In questo modello, l'utilità di microscopia a risonanza magnetica (MRM) come modalità non invasiva per determinare le cardiaci cambiamenti strutturali e funzionali in animali immunizzati con MyHC-α 334-352 è mostrato. EAM e topi sani sono stati ripresi con un 9.4 T (400 MHz) 89 millimetri scanner foro centrale verticale dotato di una sonda di imaging a radiofrequenza 4 centimetri millepiedi e 100 g / cm gradienti triple assi. Immagini cardiache sono state acquisite da animali anestetizzati utilizzando una sequenza di impulsi cine-based gradient-echo, e l'animaLS sono stati monitorati dalla respirazione e pulsossimetria. L'analisi ha rivelato un aumento dello spessore della parete ventricolare in topi EAM, con una corrispondente diminuzione del diametro interno dei ventricoli, se confrontato con topi sani. I dati suggeriscono che i cambiamenti morfologici e funzionali nei cuori infiammati possono essere non invasiva monitorato da MRM di animali vivi. In conclusione, MRM offre un vantaggio di valutare la progressione e regressione delle lesioni miocardiche in malattie causate da agenti infettivi, così come la risposta alle terapie.
Introduction
L'insufficienza cardiaca è la causa principale delle morti, e miocardite è una causa predominante di insufficienza cardiaca nei giovani adolescenti 1. La maggior parte dei pazienti affetti da miocardite rimangono asintomatici e la malattia viene spontaneamente risolti 2. Tuttavia, il 10-20% dei soggetti colpiti in grado di sviluppare malattie croniche, portando a cardiomiopatia dilatativa (DCM) 3. Vari modelli animali sono stati sviluppati per studiare la patogenesi immunitaria di miocardite. La malattia può essere indotta in miocardite-suscettibile A / J e topi Balb / c immunizzando gli animali con miosina cardiaca catena pesante (MyHC)-α o dei suoi frammenti peptidici immunodominanti o infettando con agenti patogeni come virus Coxsackie B3 4-9. Questo studio coinvolge MyHC-α miocardite 334-352 indotta in A / J topi. Nonostante mostrando infiltrazioni del miocardio, gli animali miocardite colpite appaiono clinicamente normali; diagnosi si basa sulla valutazione istologica di cuori per l'infiammazione 7 bisnd ecocardiografia 10.
Microscopia a risonanza magnetica (MRM) è un metodo comunemente utilizzato per ottenere imaging cardiovascolare ad alta risoluzione piani tridimensionali, che consenta di valutare dettagli funzionali al livello dei vasi sanguigni minute (fino a 10 micron di diametro), ma questo livello di potere risolvente è non realizzabili con la routine risonanza magnetica (MRI) procedura di scansione, in cui, la risoluzione viene generalmente ottenuta 1 mm 11-14. MRM offre un vantaggio in quanto permette l'acquisizione di immagini ad alta risoluzione e anche per ricavare i parametri di prestazione nei momenti iniziali della malattia processo 14. Clinicamente, l'imaging MRM è stato ampiamente applicato per studiare i parametri funzionali del malato cuore, polmoni o cervello 15-17. In questo studio, è mostrato l'uso di una tecnica MRM come strumento non invasivo per verificare anomalie cardiache in A / J topi affetti da miocardite autoimmune. Specificamente, tegli Imaging MRM permette la quantificazione dei parametri funzionali quali ventricolare sinistra (LV) volume telediastolico e frazione di eiezione (EF) con ragionevole precisione 18. Le definizioni dei rispettivi parametri sono: fine LV volume telediastolico, volume di sangue nel ventricolo sinistro a fine ciclo diastolica e frazione di eiezione, stroke volume / volume telediastolico. L'analisi dei dati viene effettuata utilizzando il software liberamente disponibile segmento sviluppato per l'elaborazione immagini cardiovascolari DICOM acquisiti da scanner a risonanza magnetica 19. I dati hanno rivelato un aumento dello spessore della parete LV negli animali myocarditic, corrispondente ad una diminuzione del volume telediastolico LV, gittata sistolica e frazione di eiezione, rispetto a questi parametri funzionali in topi sani.
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Protocol
DICHIARAZIONE ETICA:
Tutte le procedure di polizia sono state condotte in conformità con le linee guida per la cura e l'uso di animali da laboratorio e approvati dalla University of Nebraska-Lincoln, Lincoln, NE.
1. Induzione di autoimmune sperimentale miocardite
- Preparare la soluzione sciogliendo peptide MyHC-α 334-352 in 1x PBS ad una concentrazione finale di 2 ml mg/1.5.
- Preparare la tossina della pertosse (PT) aggiungendo 1 ml di PBS sterile 1x in una fiala contenente 50 mg di PT liofilizzate per ottenere una concentrazione magazzino di 50 ng / ml. Prendere 20 ml di brodo in una provetta sterile da 1,5 ml e aggiungere 980 ml di sterile 1x PBS per ottenere una concentrazione di lavoro di 1 ng / ml.
- Preparare adiuvante completo di Freund (CFA) con l'aggiunta di 40 mg di Mycobacterium tuberculosis H37Rv (MTB) estratto a 10 ml di CFA per ottenere una concentrazione finale5 mg / ml.
- Preparare l'emulsione peptide-CFA. NOTA: Per l'induzione EAM, l'emulsione peptide-CFA è stato somministrato a 150 ml contenenti 100 mg di MyHC-α 334-352 per animale. Ad esempio, per immunizzare topi dieci usano 1,5 ml di emulsione peptide-CFA contenente 1 mg di MyHC-α 334-352.
- Per preparare 1,5 ml di emulsione, un'aliquota 750 microlitri di MyHC-α 334-352 soluzione di peptide in una provetta da 1,5 ml, e CFA integrati con MTB in un'altra provetta da 1,5 ml. Usando una siringa luer-lok 3 ml, aspirare la soluzione peptide prima, seguita dalla estratto CFA / MTB.
- Collegare la siringa al rubinetto a 3 vie e collegare l'altra uscita del rubinetto ad un vuoto siringa 3 ml. Regolare la pervietà del rubinetto in modo che la miscela peptidica-CFA scorre da una siringa all'altra con ragionevolmente buona resistenza.
- Mescolare spingendo il contenuto da una siringa all'altra ripetutamente per ~ 1 min e poi posizionare l'intero gruppo sul ghiaccio per ~ 3 min. Ripetere questaprocedura un minimo di 10x.
- Determinare la consistenza dell'emulsione ponendo attenzione una piccola goccia su ancora acqua in un becher da 100 ml in vetro. La gocciolina non dovrebbe disperdere in acqua. Se è così, continuare a mescolare fino ad ottenere la consistenza desiderata.
- Trasferire il contenuto di emulsione da 3 ml siringhe in 1 ml siringhe Luer-Lok sostituendo una delle due siringhe da 3 ml collegati al rubinetto con la siringa da 1 ml, e inserire un ago 27 G ½ alla siringa 1 ml.
- Iniettare 150 ml di emulsione peptide-CFA in dosi per via sottocutanea divisi nelle due regioni inguinali di sei-otto settimane di età femminile A / J topi (~ 75 ml ciascuna).
- Somministrare 100 ml di sospensione PT (100 ng) per via intraperitoneale a ciascun animale al giorno 0 e il giorno 2 post-immunizzazione.
- Ripetere la procedura immunizzazione al giorno 7 somministrando 150 ml di emulsione peptide-CFA in dosi parziali sottocutanea in entrambi i lati di tegli sterno (~ 75 ml ciascuna). Preparare questa emulsione fresca come sopra. Poi, il giorno 21, sottoporre gli animali a immagini MRM, vedere il punto 3.
2. Manipolazione di animali
- Posizionare ciascun topo in una camera di induzione anestetica contenente 2% isoflurano miscela di aria con una piastra elettrica posta sotto per mantenere il calore, e trasferire l'animale a un titolare animale appositamente progettato (Figura 1).
- Immobilizzare l'animale in posizione prona sul supporto animale così il muso si inserisce il cono per mantenere l'anestesia (Figura 1). Fissare la testa del topo con un morso-bar attaccato ai denti anteriori del mouse.
- Accendere il riscaldamento soffio d'aria con il suo tubo di scarico inserita nel foro verticale dello scanner per mantenere la temperatura corporea degli animali durante l'esperimento.
- Mantenere l'anestesia a 0,5 al 2% isoflurano con un flusso di 2 ml / min durante l'intera sessione di imaging. Confermareanestesia con il metodo pinch punta, previsto nessun movimento.
- Impostare un sensore pneumatico cuscino, coda di topo / caviglia cardiofrequenzimetro a fibra ottica ossimetria, e la sonda di temperatura rettale per controllare la respirazione, il battito cardiaco e la temperatura corporea, rispettivamente (Figura 1). Nota: gating cardiaco viene eseguita mediante ossimetria Pulse, che permette il monitoraggio non invasivo della saturazione arteriosa di ossigeno nel sangue. Il sensore pulsossimetria deve essere attaccato alla caviglia sinistra, e il piede deve essere fissato con un anello di filo e nastro per mantenere la caviglia nel sensore. Imaging MRM si ottiene gating la respirazione e segnali cardiaci senza l'uso di mezzi di contrasto.
3. Acquisizione Immagine
- Dopo aver preparato la (Figura 1) animale, posizionare il mouse al centro dello scanner MRM con cuore posizionato al centro del campo di vista (FOV), dove il campo magnetico è massima omogeneità. NOTA: A wide-bore(89 mm) 9.4 T magnete verticale-foro dotato di gradienti triplice asse di 100 g / cm e 4 cm radiofrequenza (RF) bobina di imaging deve essere utilizzato per ottenere ad alta risoluzione tridimensionale (3D) immagini. Nota: Assicurati di forniture non-magnetici quando si utilizza uno scanner MRI.
- Eseguire l'interfaccia di imaging e selezionare "Nuovo studio" dal menu "Opzioni di studio". Digitare "mtune" al bar dei comandi ed eseguirlo per tirare su il "Tune GUI". Quindi selezionare "Start Probe Tune" e fare clic sul pulsante "Autoscale". Il Tune GUI cambierà per mostrare il RFsignal. Utilizzare la melodia / coi remoti manopole alla fine della bobina per sintonizzare la bobina RF alla frequenza di risonanza protonica (400 MHz). Sulla scheda "Start" vai alla pagina "Scansione preliminare" per eseguire la calibrazione della frequenza e della potenza cliccando sui relativi pulsanti. Premi il pulsante XYZ (rapida) sul '"scheda di" Shim studio' linguetta per tirare su la pagina di spessoramento.Vai alla pagina di spessore, selezionare tutte le iterazioni, e premere il pulsante shim per eseguire l'auto spessoramento.
- Selezionare una sequenza esploratore dalla scheda "Studio" dell'interfaccia di imaging per localizzare il cuore del mouse. Sulla scheda "Acquire" cambiare il FOV a 35 mm 2 e mantenere le impostazioni predefinite della macchina. Fare clic su Start per eseguire la sequenza; regolare la posizione del supporto animale se il cuore non è al centro del FOV, sintonizzare la bobina RF e avere nuovamente le immagini scout.
- Fare clic sul pulsante "GEMS" sequenza sulla scheda "Studio", quindi inserire i parametri di acquisizione sulla scheda "Acquire" corrispondente ottenere due piani ortogonali lungo l'asse corto e lungo l'asse del cuore 20,21. NOTA: I parametri tipici di acquisizione per la scansione gradient-echo sono: spessore di strato, 1 mm; tempo di ripetizione (TR), 200 msec; tempo di eco (TE), 2.67 msec (minimo); flip angle, 25 °; dimensione della matrice inplane, 128 x 128; FOV, 22 millimetri2; numero di acquisizioni, 4; e un tempo approssimativo di acquisizione di 1 min e 30 sec.
- Sulla scheda "Adv", selezionare la sequenza "CINE" per raccogliere i asse corto cine immagini RM ossimetria-gated impulsi al fine di misurare i parametri anatomici e funzionali LV. Regolare la posizione e l'angolo delle fette di imaging basata sulla vista asse lungo del cuore con il mouse hovering e trascinamento. Inserire i seguenti parametri di imaging nella scheda "Acquisisci" per ottenere il gradiente echo sequenza cine: TR, 500 msec; TE, 5 msec; FOV 22 mm 2; matrice di acquisizione, 256 x 256; spessore di strato, 1 mm; numero di acquisizioni, 8; numero di fotogrammi, 6; e un tempo di acquisizione di ~ 17 min. Fare clic su Start per avviare l'acquisizione.
- Convertire le immagini acquisite in formato DICOM utilizzando la scheda "I / O" del software di imaging e trasferire i file corrispondenti al centro dati per l'elaborazione.
- Al termine della procedura di imaging, tuttiow i topi di recuperare dall'anestesia all'interno del filtro-top gabbie. Non lasciare incustoditi i topi fino a che riprendano conoscenza sufficiente a mantenere decubito sternale e conservarle per ulteriori studi, se necessario.
4. Analisi dei dati del Cardiac Magnetic Resonance Imaging Microscopy
- Utilizzare il software di settore per analizzare i parametri anatomici e funzionali del LV 19. Con il caricamento delle immagini cine formato DICOM nel software utilizzando il "Image File Open (s)" sottomenu del menu "File". Sulla GUI selezionare 'MRGE' come la tecnica di imaging, 'Cine' come il tipo di immagine e 'asse corto medio-ventricolare' come piano di vista dell'immagine.
- Specificare le cornici di tempo da utilizzare per end-diastole e sistole-end attraverso il "Set temporale corrente per porre fine diastole" e "Set temporale corrente per porre fine sistole", rispettivamente sottomenu del menu "Modifica".
- In primo luogo fate clic sul pulsante di comando "LV" e poi il "EPI" pulsanti di comando sul pannello in basso a destra "ENDO" e per disegnare manualmente il endocardio ventricolo sinistro ed epicardio, rispettivamente. Rimuovere i muscoli papillari premendo il pulsante di comando corrispondente, allo scopo di aumentare la precisione dei calcoli.
- Leggere i parametri quantificati LV come volume diastolico, il volume sistolica, gittata sistolica e frazione di eiezione sul pannello in alto a destra. Fare clic sul pulsante di comando "Varie" e poi il pulsante di comando "Misura pinza" per misurare i parametri LV quali lo spessore della parete, e il diametro ventricolare 22.
- Fare clic sul sottomenu "Salva Sia Immagine Pile e segmentazione" del menu "File" per salvare le immagini, comprese le segmentazioni, in formato '. Mat' per rielaborare le immagini, se necessario.
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Representative Results
In questa relazione, viene mostrato l'utilità della tecnica MRM come una modalità non invasiva per determinare i cambiamenti strutturali e funzionali nei cuori di animali affetti da EAM. La miocardite è stata indotta in A / J topi immunizzando gli animali con MyHC-α 334-352 in CFA 7, e gli animali sono stati sottoposti ad esperimenti MRM al giorno 21 post-vaccinazione. La rappresentazione MRM è stata effettuata su animali vivi in anestesia isoflurano a 9.4 T (400 MHz per i protoni), utilizzando un magnete verticale-alesaggio 89 millimetri dotato di gradienti assi triple (forza massima di 100 G / cm). Una immagine esploratore stata acquisita da individuare e posizionare il cuore del mouse al centro del FOV, seguita da immagini assiali avere la vista lungo l'asse 4-camera. L'angolo a cui il cuore è stato ripreso per la vista 2-camera è mostrato in Figura 2A. Immagini cardiache sono state acquisite utilizzando un millepiedi sonda immagini RF 4 centimetri, con una sequenza di impulsi cine-based gradient-echo. Meas funzione cardiacaurements (Imaging: spessore della parete LV; uscita: volume telediastolico LV e frazione di eiezione) sono stati poi analizzati utilizzando il software di settore. Difetti strutturali nei cuori di topi EAM colpite sono state evidenziate da aumento di spessore LV di circa 1,5 volte (p = 0,018) (Figura 2B e Tabella 1), con corrispondente diminuzione del volume telediastolico LV [18.0 ± 4.2 ml vs . 37,5 ± 3,5 microlitri, Figura 2C (i); p = 0.002] e frazione di eiezione [49,4 ± 2,3% vs 71,5 ± 6,0%, p = 0,00066; la figura 2C (ii)] rispetto ai topi sani. Come previsto, la valutazione istologica dei cuori da myocarditic, ma non sano, topi ha mostrato infiltrati di linfociti multifocali, come abbiamo dimostrato in precedenza 7; Figura 2D). I dati suggeriscono che le variazioni morfologiche e funzionali in cuori infiammati possono essere non invasiva monitorato da MRM in animali vivi.
Figura 1. Preparazione animale e posizionamento di sonde per l'acquisizione di immagini MRM dal cuore mouse. Per acquisire immagini da cuore, il mouse anestetizzato è inserito nel supporto animale appositamente progettato per l'imaging MRM e collegato al riscaldatore soffio d'aria per mantenere la temperatura corporea. Sotto anestesia continua, l'animale viene immobilizzato in posizione prona. Un cuscino pneumatico, sensore di ossimetria fibra ottica e sensore di temperatura sono impostati per monitorare la respirazione, il polso e la temperatura corporea, rispettivamente, fino a quando l'acquisizione MRM di immagini cardiache è completa. Cliccare qui per vedere una versione più grande di questa figura.
Figura 2. MRM immagini di topi affetti da miocardite autoimmune rivela anomalie cardiache. Miocardite è stata indotta in A / J topi immunizzando gli animali con MyHC-α 334-352 in CFA. Gli animali sono stati sottoposti a immagini MRM al giorno 21 post-immunizzazione per valutare anomalie cardiache. (A) Posizione di MRM affettare. L'angolo in cui il cuore è stata tagliata per l'acquisizione delle immagini viene mostrata. (B) di imaging MRM. Fette asse corto del cuore sono stati catturati utilizzando sequenza di impulsi cine-based eco in otto tempi con TR di 500 msec (TE, 5 msec, flip angle, 20 °, il numero di acquisizioni, 4; matrice di acquisizione, 256 x 256) .. [frecce: spessore della parete LV] (C) La gittata cardiaca gittata cardiaca è stata misurata sulla base di (i) LV volume telediastolico e (ii) la frazione di eiezione nel sano e myocarditic topi ucantare quantitativa analisi delle immagini mediche con il software di settore. Valori medi SEM per un gruppo di topi sono mostrati (n = da 2 a 5 per gruppo). (D) Istologia. Cuori da gruppi di trattamento di cui sopra sono stati valutati per l'infiammazione ematossilina e eosina. Circles:. Infiltrazioni linfocitarie multifocali Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.
| Animali | Healthy (n = 3) | EAM (n = 5) |
| Mouse 1 | 1.03 | 1.48 |
| 2 del mouse | 1.3 | 1.59 |
| 3 del mouse | 0.94 | 1.44 |
| 4 del mouse | 2.11 | |
| Topo 5 | 1.92 | |
| Media ± SEM | 1.71 ± 0.1 |
Tabella 1. Confronto tra ventricolo sinistro (LV) spessore della parete tra il sano e sperimentale miocardite autoimmune (EAM) topi. Tre sano e cinque topi EAM-indotti sono stati sottoposti a microscopia a risonanza magnetica (MRM) immagini al giorno 21 post-immunizzazione. Dopo l'acquisizione delle immagini cardiache da MRM, lo spessore della parete LV è stata misurata utilizzando il software segmento come descritto nel protocollo. I valori visualizzati nella tabella rappresentano spessore LV in mm.
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Discussion
Questo studio descrive la procedura MRM e la sua utilità come strumento non invasivo per verificare anomalie cardiache in topi affetti da miocardite autoimmune. Poiché le caratteristiche istologiche di EAM assomigliano miocardite postinfettiva degli esseri umani, modelli murini sono comunemente impiegati per delineare i meccanismi immunitari di lesioni miocardiche 23-25. Tuttavia, gli animali affetti da miocardite appaiono clinicamente normali, e la diagnosi è fatta sulla base di istologia al termine degli esperimenti 7. Gli animali vengono sacrificati solito al giorno 21 post-immunizzazione. Valutare il processo di malattia in questo modo al momento sportelli limita l'uso di questi modelli, in particolare nella ricerca farmaceutica, in cui il monitoraggio della progressione della malattia in risposta ai trattamenti è un requisito fondamentale.
Per verificare anomalie cardiache in animali vivi, l'uso di modalità non invasive come MRM è utile. La tecnica MRM quello descritto quioffre un vantaggio di ottenere le caratteristiche strutturali e funzionali del cuore senza la necessità di utilizzare mezzi di contrasto. Tuttavia, questa tecnica richiede l'acquisizione di immagini ad alta risoluzione anatomiche 3D in forti campi magnetici. Tuttavia, una volta che le immagini sono acquisite, parametri funzionali come volumi telediastolico LV e frazioni di eiezione possono essere analizzati in seguito utilizzando software disponibile in commercio, senza la necessità di assemblare ulteriormente l'apparato MRM. Come mostrato in Figura 2, MRM esame di animali immunizzati con MyHC-α 334-352 rivelato spessore LV essere maggiore rispetto a topi sani (Figura 2B), con una corrispondente diminuzione uscite funzionali (volumi telediastolico LV e frazioni di eiezione ; Figura 2C). Come previsto, cuore da immunizzati, ma non è sano, animali avevano infiltrati infiammatori (Figura 2D). Pertanto, i risultati della tecnica di MRM e istologia corroborate vicenda.
Tuttavia, per ottenere risultati riproducibili da MRM, i seguenti tre fattori devono essere affrontate. (A) Gli animali devono essere posizionati nello scanner MRM così cuori sono posizionati nel centro del magnete esporle al campo magnetico con la massima omogeneità. (B) Proposta di artefatto è una preoccupazione in esperimenti su animali vivi. Per ridurre la sfocatura dell'immagine dovuta alla respirazione e dei movimenti cardiaci, pulsossimetria e respirometria sono stati usati per cancello MRM acquisizione cioè, per acquisire segnali di immagine discreti in punti temporali specifici all'interno respiratorie e cicli cardiaci che hanno richiesto l'utilizzo di un sistema di monitoraggio degli animali . (C) Acquisizione di immagini ad alta risoluzione cardiache 3D è un requisito fondamentale per consentire un'analisi dettagliata delle anomalie cardiache. Per ottenere immagini in tre dimensioni, e per aumentare il rapporto segnale-rumore, è importante progettare bobine di imaging più sensibili specifiche MRM che permettono accurate e comcompleta l'acquisizione di immagini in presenza di forti campi magnetici in un orientamento di breve asse entro gli scanner animali.
In conclusione, lo sviluppo di una tecnica MRM per valutare anomalie cardiache di animali vivi è impegnativo. Ciò è particolarmente vero per i topi, a causa delle loro dimensioni del cuore più piccole (~ 1/2, 000 la massa di un cuore umano) e frequenze cardiache superiori (~ 600 battiti al minuto) rispetto agli esseri umani 26. Tuttavia, una volta sviluppato e validato, la tecnica MRM può essere utilizzata per confrontare le variazioni anatomiche e funzionali di cuori tra animali sani e malati. Pertanto, la tecnica MRM potrebbe servire come strumento utile, non invasivo per valutare la progressione longitudinale di patologie cardiache infiammatori legati sia alla natura acuta e cronica del processo patologico, e per monitorare le risposte alle terapie in animali vivi.
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Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Myhc-a 334-352 (DSAFDVLSFTAEEKAGVYK) | Neopeptide, Cambridge, MA | Store at 4 °C | |
| CFA | Sigma Aldrich, St Louis, MO | 5881 | Store at 4 °C |
| MTB H37Rv extract | Difco Laboratories, Detroit, MI | 231141 | Store at 4 °C |
| PT | List Biologicals Laboratories, Campbell, CA | 181 | Store at 4 °C |
| 1x PBS | Corning, Manassas, VA | 21-040-CV | Store at 4 °C |
| Isoflurane | Piramal Healthcare, Mumbai, India | NDC66794-013-25 | |
| Female A/J mice | Jackson Laboratories, Bar Harbor, ME | 646 | |
| Luer-lok sterile 1 ml syrringe | BD, Franklin Lakes, NJ | 309628 | |
| Luer-lok sterile 3 ml syrringe | BD, Franklin Lakes, NJ | 309657 | |
| Sterile needle, 18 G | BD, Franklin Lakes, NJ | 305195 | |
| Sterile needle, 27 1/2 G | BD, Franklin Lakes, NJ | 305109 | |
| 3-way stopcock | Smiths Medical ASD, Inc. Dublin, OH | MX5311L | |
| Kerlix gauze bandage rolls | Covidien, Mansfield, MA | 6720 | |
| Kimwipes | Kimberly-Clark Professional, Roswell, GA | 34155 | |
| Protouch Stockinette | Medline Industries, Mundelein, IL | 30-1001 | |
| Sterile surgical scissors and forceps | INOX tool Corporation | ||
| Micro oven | GE Healthcare, | ||
| ThermiPAQ hot and cold therapy system | Theramics Corporation, Springfield, IL | ||
| Reptile heating lamp | Energy Savers Unlimited, Inc. Carson, CA | ||
| 3M Transpore tapes | Target Corporation, MN | ||
| Up and Up Polymyxin B sulfate/Bacitracin/Neomycin sulfate antibiotic ointment | Target Corporation, MN | ||
| North Safety DeciDamp-2PVC foam ear plugs | North Safety Products, Smithfield, RI | ||
| Cotton tipped applicator, 6’’ wooden stem | Jorgensen Laboratories, Inc. Loveland, CO | ||
| Anesthesia induction chamber | Summit Anesthesia Solutions, Ann Harbor, MI | ||
| Summit Anesthesia Support system for regulating flow of anesthesia | Summit Anesthesia Solutions, Ann Harbor, MI | ||
| Specially designed animal holder | Agilent Technologies, Santa Clara, CA | ||
| Bickford Omnicon F/Air anesthesia gas filter unit | A.M. Bickford, Inc. Wales Center, NY | ||
| Pulse-oximeter module, MR compatible small animal monitoring and gating system | Small Animal Instruments, Inc. Stony Brook, NY | ||
| Oxygen cylinder | Matheson-Tri Gas, North-Central Zone, Lincoln, NE | ||
| Gas regulator | Western Medica, West Lake, OH | ||
| Signal breaking module, MR compatible small animal monitoring and gating system | Small Animal Instruments, Inc. Stony Brook, NY | ||
| 9.4 T (400 MHz) 89 mm vertical core bore MR scanner | Agilent Technologies, Santa Clara, CA | ||
| 4 cm millipede micro-imaging RF coil | Agilent Technologies, Santa Clara, CA | ||
| SAM PC monitor | Small Animal Instruments, Inc. Stony Brook, NY | ||
| Quantitative Medical Image analysis software | http://segment.heiberg.se; Segment v1.8 R1430, Medviso, Oresunds region, Sweden | ||
| Matlab software | The Mathworks, Inc. Natick, MA | ||
| Computer-Unix operating system |
References
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