Abstract
Рано-мозговая травма и задержкой спазм сосудов головного мозга и способствуют неблагоприятных исходов после субарахноидального кровоизлияния (САК). Воспроизводимые и управляемые модели на животных, которые имитируют оба условия в настоящее время редкость. Поэтому новые модели необходимы для того, чтобы имитировать патофизиологические условия человека в результате САК.
В настоящем отчете описаны технические нюансы кроличьей крови шунта SAH модели, которая дает контроль внутримозгового давления (ICP). Экстракорпоральной шунта помещается между артериальной системы и субарахноидальное пространство, которое позволяет контролера-независимый SAH в закрытом черепа. Шаг за шагом процедурные инструкции и необходимое оборудование, описаны, а также технических соображений выпустить модель с минимальным смертности и заболеваемости. Важные детали, необходимые для успешного хирургического создания этой надежной, простой и последовательной ПМС управлением модели SAH кролика описаны.
Introduction
Аневризматическое субарахноидальное кровоизлияние (САК) является одним из самых опасных для жизни нейропатологические условия, часто приводит к постоянной неврологических повреждений или смерти 1. Прошлые исследования сосредоточены на замедленной церебрального вазоспазма (DCVS) в качестве основного этиологии неврологического дефицита, связанных с САК 2. Тем не менее, как правило, бедные клинические исходы у пациентов, страдающих от САК после лечения вазоспазма привело к расширению исследовательской внимания включить эффекты раннего черепно-мозговой травмой (EBI) после САК 3. Лучшее понимание значимости как EBI и DCVS в содействии бедных клинических исходов после САК имеет важное значение для разработки более эффективных терапевтических стратегий.
До сих пор, одноместные и двухместные инъекции аутокрови в большой цистерны был стандартным методом SAH индукции для изучения DCVS 2-6. Хотя обычно используется в предыдущих исследованиях,эта модель, скорее всего, не воспроизводит нейропатологические ключевые изменения, связанные с САК индуцированной EBI 7. В отличие от этого, эндоваскулярные перфорации, как известно, чтобы вызвать серьезные острые патофизиологических изменений, которые частично имитируют симптомы EBI 7.
В этом докладе описывается роман кролик модель САК предназначена для обеспечения расследования как EBI и DCVS, что позволяет более точно охарактеризовать SAH-индуцированной патологии 8-10. С описанной методике, стандарт цистерна модель адаптирована, подключив артериальной системы подключичной артерии и большой цистерны через экстракорпорального шунта. Кровоток, таким образом, связано с физиологией кролика и приводится в движение градиентом давления между артериальной крови и внутричерепное давление. Кровотечение останавливается, когда внутримозговое давления (ВЧД) равна диастолическое артериальное давление и кровь в системе шунта свертывается. Используя множество & #8217; ы физиология уменьшает контролера-зависимой индукции SAH, что приводит к более последовательной модели САК, что надежно производит как EBI и DCVS фенотипы 3,8-10.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Три месяца женские новозеландских кроликов весом 2,5 - 3,5 кг были использованы для этой процедуры. Исследование было проведено в соответствии с Национальными Институтами принципов здравоохранения по уходу и использованию лабораторных животных и с одобрения Care комитета животных кантона Берн, Швейцария (утверждение # 105/13). Все хирургические процедуры были выполнены в стерильных условиях на экспериментальной хирургическом институте кафедры клинических исследований в Берне университетской больницы в Берне, Швейцария. Ветеринарный врач анестезиолог мониторинг животных во время операции и в течение восстановления.
1 Подготовка животных, позиционирования и подключичной артерии катетеризации
- Общей анестезии у кроликов с внутримышечной инъекции кетамина (30 мг / кг; Ketalar, 50 мг / мл) и ксилазина (6 мг / кг; Xylapan 20 мг / мл) и глубина контроль анестезии путем проверки ответ кролика на вредные стимулирующимион (например, палец щепотку). Смотреть 1,7 в случае положительного ответа.
- Извлеките вниз нижние веки обоих глаз и применять небольшое количество мази на веки, чтобы предотвратить сухость и раздражение дальнейшее.
- Катетер боковую вену уха с 20 Gbutterfly venflon (20 G сосудистой катетера), исправить с помощью клейкой ленты, а также подключаться к тяжести мешка с 0,9% хлорида натрия (500 мл / 24 ч), а кетамин (40 мг / кг / ч) / ксилазина (4 мг / кг / ч) для непрерывного внутривенного (IV) анестезии. Администрировать дополнительные анальгетики каждые 15 мин IV (фентанил, 1 мкг / кг). Примечание: Избегайте летучих газов анестетиков, что связано со снижением CPP, увеличивая CBF, и уменьшающиеся мозговой скорость метаболизма кислорода 11 внутривенные анестетики обеспечивают более идеальные характеристики для neuroanesthesia сохраняя БФК и мозговой сужение сосудов, 12, который имеет верхней значение при изучении мозговой. спазм сосудов. Кроме того, хотя смертность увеличивается в SPONTaneously дыхания животных, это может лучше имитировать человеческую ситуацию острого САК.
- Подать кислород (1 - 2 л / мин) через защитную маску, которая позволяет в конце выдоха углекислый газ (Eţco 2) мониторинг.
- Установите электрокардиограмма 3 канала (ЭКГ) .Установить три подкожные электроды в треугольным расположением на брюшной стороне кролика; В частности, разместить один электрод на правую midthoracic области (с расстояния до стерильной бритой области для катетеризации подключичной артерии) и двух электродов в нижней части живота, распределенных по обе конечности.
- Монитор глубины анестезии каждые 15 мин во время операции, следуя частоту дыхания, частоту сердечных сокращений (ЧСС) контролируется из сигнала ЭКГ и реакции на вредных стимуляции.
- В случае положительного ответа на вредных стимуляции (носок щепотку), адаптировать глубину анестезии кетамином болюса (6 мг / кг) IV и ксилазина болюс (0,05 мг / кг) внутривенно и / или дополнительного обезболивания болюса с фентанила (1 тсг / кг) IV
- Закрепите кролика в положении лежа на спине на тело потепления пластины, наклоняя голову 20 ° вниз и, повернув его слегка контралатерально к стороне, на которой будет подвергаться подключичной артерии.
- применять глазную мазь и подготовить область к операции после бритья волосы над правым грудной мышцы вокруг средней трети ключицы, и над frontal-, parietal- и затылочной черепа, шеи, и над правой общей бедренной артерии.
- Лечить кожу в течение 3 мин с широким спектром антисептическое, например., Повидон-йода.
- Накройте кролика с стерильных простыней. Выполните все дальнейшие процедуры в стерильных условиях и часто применяются 4% папаверин HCl и раствором антибиотика (неомицина сульфат 5 мг / мл) местно для предотвращения артериальной спазм сосудов по манипуляции судна и местных инфекций.
- Проникновения грудную мышцу с местными анестетиками (лидокаин 1% максимальная 6 мг / кг). Сделать парастернальной разрез кожи и подготовитьгрудная мышца. Используя микроскоп, рассекают подключичной артерии и закрепите с проксимальной и дистальной лигатуры (4-0 polyfilament швов) вокруг открытого конца. Храните одну вязь, близкий к проксимального контроля в месте, чтобы обеспечить катетер и перевязывать сосуд дистально.
- Выполнение артериотомия в стенке подключичной артерии путем надреза артерию с изогнутой microscissor и иглу подключичной артерии ретроградно с небольшой intravasal 3-ходовым запорным краном. Безопасный катетер двойным узлом лигатуры к дистальной лигатуры, чтобы предотвратить скручивание или артериальный изгиб проксимальной части артерии и во избежание проскальзывания или обильным кровотечением.
2 артериального давления и артериальной крови контроля газов
- Подключите 3-ходовой запорный кран к I) intravasal канюли для газа артериальной крови (ABG) анализирует, рН, Пако 2, ПАО 2, бикарбонат, избытка оснований, и так 2, II) инвазивная артериальноеИзмерение давления устройство, и в) шунт.
- Соберите образцы крови для статуса ABG (Paco 2, ПАО 2) и постоянно контролировать стандартные сердечно-сосудистых и респираторных параметров (кровяное давление, HR, ЭКГ, частоты дыхания и в конце выдоха CO 2) и передачи данных через интерфейс аналогового выхода к аналого Конвертер цифровой / регистратор данных и магазин.
ПРИМЕЧАНИЕ: Давление будет обнуляться на уровне сердца до и после каждой сессии, и калибровка давления аналогового / цифрового преобразователя и системы регистрации данных будет сделано, как только до начала серии.
3 Базовый цифровой ангиографии вычитания
- Разместить поверхностной проклейки устройство (маленькая сфера) в отношении обоих челюсти углов для калибровки ангиограмму.
ПРИМЕЧАНИЕ: Это позволяет точное сравнение постфактум измерений базовой линии и следить за диаметр сосуда. - Выполните цифровой вычитания ангиографии (DSA) ретроградной внутрисетевого аrterial болюсное неионных Iopamidol (0,6 мл / кг, 5 мл / сек на 2 сек) через канюлированного артерии и немедленно промойте канюли после болюсного введения с физиологическим раствором, чтобы предотвратить закупорку последнего.
- Получение изображений (7 изображений в 14 сек), вертебробазилярной системе, используя быстрое последовательное запись ангиографии в 5 ° влево-переднем косом положении.
- Проникнуть область вокруг правой общей бедренной артерии с местными анестетиками (лидокаин 1%, максимальная 6 мг / кг). Сделайте небольшой паховой разрез кожи. Используя микроскоп для визуализации, рассекают общую бедренную артерию и закрепите с проксимальной и дистальной лигатуры (4-0 polyfilament швов) вокруг открытого конца.
- После артериотомии, иглу бедренную артерию с оболочкой 5-F. Промойте боковую порт оболочки с физиологическим раствором.
- Авансовые 5-F катетер в брахиоцефальных артерий через оболочку под контролем рентгеноскопии. Создайте дорожную карту, то заранее направляющую проволоку к йэ вертебробазилярной системе. Введите болюс Неионная Iopamidol (0,6 мл / кг, 5 мл / сек в 2 сек) для DSA, как описано в шаге 3.2.
4 Вращение положении лежа
- После базового DSA, изменить кролика от лежа на положении лежа. Будьте осторожны, чтобы не манипулировать или переместить положение внутри артериальных катетеров.
- Расположите головку в головной держатель под углом 30 °, ориентированных голову.
5 цистерна Прокол
- Лечить кожу над головы и шеи с повидон-йода в 3 раза в течение 1 мин каждый, и самого хирургического зона с стерильных простыней.
- Вставьте 22 G х 40 мм педиатрической иглу спинного доступа транскутанно в большой цистерны без предварительного разреза кожи или смещения мышц.
- Убедитесь, что животное полностью под наркозом путем обеспечения отсутствие реакции схождение пинч до скольжения иглу вниз вдоль костной внешнего затылочного буграпока разрыв обнаружен; не толкать иглу дальше.
- Подтвердите правильное позиционирование иглы, наблюдая спонтанное капает спинномозговой жидкости с головой кролика отклоненным вниз под углом 20 ° в течение нескольких минут.
6 Установка внутричерепного давления и церебрального мониторинга кровотока
- После средней линии кожи и Galea разреза, вставить небольшой хирургической втягивающим.
- Сделайте три круглых остеотомий (2 мм в диаметре) с помощью высокоскоростного microdrill в лобной части черепа в соответствии с внешних ориентиров черепа (рисунок 1) 9, то есть, над обонятельной луковице и двустороннего лобной для размещения в нейромониторинг устройства, если необходимо. Используйте мм масштабную линейку, чтобы определить координаты для размещения заусенцев отверстия следующим образом: внутричерепного давления (ВЧД) мониторинг в midpupillary линии, 1:59 мм от среднесагиттальных линии; интрапаренхимальные лазер-доплеровские датчики4:56 мм впереди и сбоку от темени (Рисунок 1).
- Представьте твердую мозговую оболочку, а также выполнять гемостаз: использовать костный воск для костной гемостаза в силу своей тампонады действий и выполнять локальный гемостаз с использованием биполярного коагуляцию твердой мозговой оболочки.
- Поместите интрапаренхимальные внутричерепное давление (ICP) наконечник монитора в правой обонятельной луковицы на глубину 2 мм, а затем калибровку.
- Поставьте два лазерно-допплеровской флоуметрии тонкой иглой зондов, используя внешнюю систему зажима и вставьте их в соответствующие заусенцев отверстия в обоих правая и левая фронтальные полушария латеральнее желудочковой системы, т.е., в средней линии, чтобы избежать помех спинномозговой жидкости. Поместите иглу зондов на глубину 2,5 мм.
- После размещения нейромониторинга зондов, печать всех заусенцев отверстия толстой втулки костного воска, чтобы сохранить черепа герметичное.
- Измерьте базовые параметры среднего артериального давления (MAP), ICP и мозговой кровоток (CBF), используя многопараметрическое монитор и лазерно-доплеровский тканевой перфузии крови монитор четыре канала.
7 Независимый Индукционная
- Подключите спинальную иглу доступа в большой цистерны с ранее катетерами подключичной артерии через крови заполнены трубки контроля давления. Используйте 3-ходовой кран для измерения артериального давления и как порт забора крови.
ПРИМЕЧАНИЕ: Тяжесть САК зависит от количества крови, и можно грубо оценить по обширности субарахноидальных сгустков во время сбора урожая мозга 5,11. - Постоянно не следить MAP, HR, ЭКГ, частоту дыхания и в конце выдоха CO 2 с частотой дискретизации 1 Гц от 6 мин до по крайней мере до 20 мин после САК.
- Убедитесь, что животное полностью под наркозом путем обеспечения отсутствие реакции палец щепотку перед открытием соединения шунта между подключичной артерии и большой цистерны, чтобы побудить САК по gradie давлениянт.
Примечание: контролируемое САК может быть достигнуто путем закрытия шунта в любой момент времени (например, на желаемом уровне ПМС.). - Запись значения устойчивого состояния в течение периода времени от примерно 15 мин.
- После ICP достигает своего пика, держать спинальную иглу доступа на месте, пока ICP не возвращается в устойчивом состоянии, близком к исходным значениям. Если ПМС плато сохраняется в течение более 10 секунд, или если ПМС самопроизвольно падает, закрыть шунта.
- Удалить CBF Тонкоигольная зондов и ПМС зонд, подключите заусенцев отверстия костного воска, удалить все катетеры (в том числе подключичной катетера, так как катетер манипуляции с последовательным кровотечения связано с высокой заболеваемостью и смертностью, и увеличивает уровень инфицированности), выполнить строгий раны орошение Неомицин сульфат и сшивать кожу.
8 послеоперационного ведения
- Процедура длится около 2 часов. В связи с периодом полураспада кетамина и ксилазина, времени восстановления анимыл довольно короткий - примерно 1 час. Животные находятся под нагревательным лампы во время восстановления. Дополнительные жидкости не предусмотрены. В течение этой начальной фазе восстановления после операции, применять бупренорфин 0,02 мг / кг подкожно каждые 8 ч в течение 24 часов.
- Применить трансдермальный фентанил матричные патчи выпуская 12,5 мкг / ч в бритой области шеи животных для эффективного обезболивания в течение следующего 72 часа.
- Не оставляйте животное без присмотра, пока он не пришел в достаточной сознание поддерживать грудины лежачее положение.
- Не возвращать животное, которое претерпела хирургии в компании других животных, пока полностью не восстановился.
9 Последующие Digital ангиографии вычитания для оценки DCVS на 3-й день
- Выполните шаги 1,1 до 3,6, как описано выше.
- Усыпить животных по внутриартериального болюсной инъекции thiopenthal натрия (40 мг / кг) (Пентотал, Ospedalia AG, Хюненберге, Швейцария). В случаях, когда гистология и immunohistochemistry необходим, выполнить внутрисердечную перфузии-фиксацию при комнатной температуре при давлении перфузии 100 см H 2 O.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Шунт модель кролика кровь SAH описано в этом отчете производит EBI в гиппокампе (Фигура 2А, В), базально-коры головного мозга (Фигура 2А, В), и церебральной сосудистой сети (фиг.2С) в начале 24 ч после травмы и показывает характерный Распределение крови (Рисунок 2D) 8. Кроме того, модель вызывает умеренной до тяжелой степени DCVS на третий день после САК индукции (рисунок 3) 10. Смертность составляет 20 - 30% в связи с остановкой дыхания или тяжелой брадикардии во время острого САК. Почти все кролики показывают прогрессивное ухудшение неврологического дефицита от дней 1 - 3. 10 В этот момент времени животные находятся под полным наркозом. С технической точки зрения, модель шунт крови позволяет как экзаменатор-независимых и управляемых индукции САК (рисунок 4).
Re 1 "FO: контент-ширина =" 6 дюймов "шириной =" 600 "SRC =" / файлов / ftp_upload / 52132 / 52132fig1highres.jpg "/>
Рисунок 1. Внешние ориентиры черепа для CBF и ПМС зондов (воспроизводится с разрешения Журнале методов Neuroscience 201: 322 - 326) 9 Схематическое изображение изображает размещение интрапаренхимальных CBF и ПМС зондов в лобных долях и в правильном обонятельной луковице. . CBF зонды размещаются 4 - 5 мм впереди и Парасагиттальное к темени. ICP датчики помещаются в midpupillary линии в хвостовой-ростральная направлении на расстоянии 1 - 2 мм от среднесагиттальных линии. Интрапаренхимальные CBF (Панели А и В) и МСП (Панели C и D) зонды приведены в сагиттальной и корональной плоскостях Т2-взвешенных МРТ. Примечание свое отношение к желудочков. CBFl = левая лобная burrhole для мозга зондов кровотока. РПКБ = правой лобной заусенцев отверстие для мозга зондов кровотока. ICP = позиция заусенцев отверстие для внутричерепных датчиков давления. * Брегмы; ** Лямбда.е = "https://www.jove.com/files/ftp_upload/52132/52132fig1highres.jpg" целевых = "_blank"> Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.
Рисунок 2 Рано-мозговая травма после субарахноидального кровоизлияния (Воспроизводится с разрешения из журнала Neuroscience Methods 208, 138 - 145 8 и журнале Neuroscience Methods 191: 227 - 233). 10. Окрашивание TUNEL показал апоптоз в гиппокампе (а) и базальной коры головного мозга (В) САК животных. Нейродегенерация анализировали FJB (фтор-нефрита пятен) положительных клеток локализуется с DAPI. Колокализации с DAPI (левая колонка) показал, что TUNEL положительное окрашивание (средняя колонка) был локализован в ядре (правая колонка). Открытые стрелки показывают DAPI положительный ядерное окрашивание. Твердые стрелки указывают TUNEL положительным или FJB-Позитиве клетки. Шкала бар = 50 мкм. (С) Апоптоз и нейродегенеративные изображены 24 ч после SAH в базилярной артерии эндотелиальных клеток. Заполненные стрелки указывают TUNEL- положительный АПОПТОТИЧЕСКУЮ, опухшие, и обособленные эндотелиальные клетки. Шкала бар = 50 мкм. (D) Полная экспертиза мозга показывает расширенную распределение крови на брюшной и спинной поверхности мозга и базальных цистерн 24 ч после индукции SAH по сравнению с ложнооперированных животных. * = Базальная цистерна,; ** = Prepontine цистерны; *** = Цистерна; Право лобная кора поражение от кончика периоперационной ICP монитора (**** = ICP зонд поражения). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.
Рисунок 3.Vertebrobasilar ангиограммы до (A1) и после (A2) САК индукции. Baseline ангиографии (A1) показывает нормального диаметра сосуда позвоночных и основной артерий. Через три дня после SAH индукции (А2), ангиография показывает диффузное сужение базилярной (стрелка) и позвоночных артерий. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.
Рисунок 4 ICP-контролем индукция различных степеней САК. Ключевым элементом шунта модели кролик крови является способность контролировать для различных степеней тяжести САК, в том числе на сумму кровотечения, увеличение внутричерепного давления (ICP), или снижение мозгового перфузионного давления (СРР). Рисунок 4 иллюстрирует временной ход ПМС followiнг индукцию САК (стрелка = Открытие шунта). Прогрессирование кривая зависит от физиологии кролика, в первую очередь градиента давления между ПМС и среднего артериального давления. Если ICP достигает значения, близкого к диастолического артериального давления, поток в шунта останавливается. В этот момент времени либо ПМС начинает уменьшаться или значение ПМС остается на плато. Если плато остается дольше, чем 10 сек шунт закрыта. Контролируемая САК может быть выполнена на любом уровне ПМС через закрытия шунта до спонтанной тромбоза (X = закрытия шунта). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Шунт модель производит патологию подобную той, которая наблюдается у человека после острого SAH 3,8,10. Было высказано предположение, что EBI может усугубить, сохранить и даже вызвать DCVS 12, и как таковой эта модель может помочь в расследовании как ранние и поздние фазы DCVS, в том числе EBI и DCVS взаимодействий следующих САК. В частности, повторяемые в естественных условиях DCVS методы мониторинга, включая суточные 13, компьютерная томография ангиография 14, и транскраниальная допплерография 15 более readibly применяется в кроликов, чем в небольших лабораторных животных. Кроме того, включение контролера-независимый спонтанное САК, модель позволяет пользователю контролировать для различных степеней тяжести (количество крови или ПМС, и последующие изменения в коре головного давления перфузии).
Самое главное, эта модель приводит к очень последовательной, воспроизводимым, и патофизиологически адаптированной ход событий после острого САК. Rebleed Ing не существует и смертности является относительно низким по сравнению с другими моделями острого САК 16,17. Взаиморасположение зонда потока в шунтирующей системы дальнейшей позволяет оценить в режиме реального времени во объема SAH кровотечение 10. Тем не менее, затраты, связанные с большими процедур животных значительно больше, чем у более мелких, обычно используемых лабораторных животных, и генетическое манипулирование кроликов является чрезмерно сложным, таким образом ограничивая исследования конкретных генов на SAH результатов 18-20.
Для обеспечения последовательности и точности в нынешней модели САК мы рекомендуем учитывать следующие общие критерии и критические хирургических шагов:
Выполните эксперименты на 3:57 месячных кроликов, потому что я) смертность после индукции SAH заметно снижается по сравнению с более старыми кроликов, и б) период спазм сосудов увеличивается в старших кроликов (от 20 до 40 месяцев) 21.
Палатка "> Калибровка ангиографии с внешним калибровочное устройство (маленькая сфера) позволяет оценить диаметр сосуда слепым методом с низкой изменчивости и точной калибровки в начале исследования и следить за ангиографии. Измерение диаметра сосудов в три раза (вдоль определенной длиной от верхушка основной артерии) с помощью автоматического программного обеспечения для анализа измерений для определения средних значений (шаг 3 в протоколе) рекомендуется.Безопасные лигатуры из подключичной артерии, чтобы предотвратить скручивание или изгиб подключичной артерии во время репозиционирования от лежа в положении лежа (этап 4 в протоколе).
Закройте все заусенцев отверстия толстой пробкой костного воска до САК индукции, чтобы сохранить череп герметичное и главного стационарного состояния МСП, CPP и MAP (Step 6 в протоколе).
Держите спинальную иглу доступа на месте, пока ICP не возвращает к исходным значениям. Неполучение спинного пе доступаEdle может привести к значительной заболеваемости (этап 7 в протоколе).
EBI и DCVS, оба из которых в значительной степени способствовать неблагоприятного исхода и смертности после САК, могут быть изучены с помощью шунта крови модель САК. Осознание отдельных технических деталей гарантирует успешную реализацию этой модели и позволяет для оценки SAH осложнений и скрининга потенциальных методов лечения.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Acknowledgments
Авторы благодарят Лори фон Melchner, Берн University Hospital, отделение нейрохирургии, Берн, Швейцария, для корректуры и редактирования рукопись и Paskus Иеремии, больницы Бостонской детской, Boston, MA для корректура первоначальный проект. Мы ценим умелое управление ухода за животными, анестезии, и оперативную помощь от Daniel Mettler, DVM, Макс Мюллер, DVM, Даниэль Цалокар и Ольгица Beslac, экспериментальной хирургическом институте, факультет клинических исследований, Университета Берна, Берн, Швейцария. Мы благодарим Майкла Ленч главный научный Медсестра, Департамент интенсивной терапии, Берн University Hospital и Университет Берна, Берн, Швейцария, для мониторинга данных в реальном времени и постобработки физиологических параметров. Мы благодарим Эдин Nevzati, Карл Muroi и Саломе Erhardt, за их отличную лаборатории технической и оперативной помощи.
Эта работа была поддержана Департаментом Интенсивэ Медицина, Берн University Hospital и Университета Берна, Берне, Швейцария, Департамента клинических исследований, Университета Берна, Берн, Швейцария, и Научно-исследовательский фонд от Кантонсспитал Аарау, Аарау, Швейцария. Мы благодарим Elsevier, для разрешения издавать для 1 и 2.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Equipment | |||
| Operation microscope | Zeiss, Jena, Germany | Zeiss, OPMI-MD surgical microscope | |
| Surgical equipment | B. Braun, Germany | Forceps medical no. 5; vessel scissors 8 cm; microclip 4 mm | |
| Respirator | Hugo Sachs | ||
| Hair clipper | 3M Surgical Clipper | Starter Kit 9667A | |
| Body warm plate | FHC | ||
| Blood gas analyzer | Radiometer, Copenhagen, Denmark | ABL 725 | |
| Cardiac monitoring | Camino Multi-Parameter Monitor, Integra, Plainsboro, NJ, US | AP-05 | |
| Software analysis | BIOPAC Systems, Inc., Goleta, CA, USA | Biopac MP100 and acqKnowledge software,version 3.8.1 | |
| Software analysis | ImagePro Discovery, MediaCybernetics, Silver Spring, MD, USA | Image-Pro Plus version | |
| Angiography apparatus | DFP 2000 A-Toshiba | MIIXR0001EAA | |
| ICP monitor | Camino Laboratories, San Diego, CA, USA | ICP monitor, Model 110-4B | |
| Blood flow monitor | Oxford Optronix Ltd., Oxford, UK | CAL KIT microsphere solution | |
| Laser-Doppler flowmetry fine needle probes | Oxford Optronix Ltd., Oxford, UK | MNP110XP, 0.48 mm diameter | |
| Pressure tube | B. Braun, Germay | PE 1.0 mm × 2.0 mm | |
| Anesthesia monitor | GE Medical Systems, Switzerland | Datex S5 Monitor | |
| Material | |||
| 20 G vascular catheter | Smiths Medical | Jelco i.v. catheter, REF 4057 | |
| 5.5 F three-lumen central venous catheter | Connectors, Tagelswangen, Switzerland | Silicone catheter STH-C040 | |
| 22 G x 40 mm needle | Emergo Group Inc., Netherlands | ||
| High-speed microdrill | Stryker, Solothurn, Switzerland | 5400-15 | |
| Bone wax | Ethicon, Johnson & Johnson,NJ, USA | ETHW31G | |
| Bipolar forceps | Aesculap, Inc., PA, US | US349SP | |
| Ketamin | Any generic product | ||
| Xylazine | Any generic product | ||
| Buprenorphine | Any generic product | ||
| Fentanyl | Any generic product | ||
| Transdermal fentanyl matrix patches | Any generic product | ||
| Lidocaine 1% | Any generic product | ||
| 4% papaverin HCl | Any generic product | ||
| Neomycin sulfate | Research Organics Inc., OH, USA | Any generic product | |
| Povidone-iodine | Any generic product | ||
| 0.9% sodium chloride | Any generic product | ||
| Iopamidol | Abott Laboratories, IL, USA | Any generic product | |
| 3-0 resorbable suture | Ethicon Inc., USA | VCP824G | |
| 5-0 non absorbable suture | Ethicon Inc., USA | 8618G | |
| 4-0 polyfilament sutures | Ethicon Inc., USA | VCP284G |
References
- Taylor, T. N., et al. Lifetime cost of stroke in the United States. Stroke; a journal of cerebral circulation. 27, 1459-1466 (1996).
- Kikkawa, Y., Kameda, K., Hirano, M., Sasaki, T., Hirano, K. Impaired feedback regulation of the receptor activity and the myofilament Ca2+ sensitivity contributes to increased vascular reactiveness after subarachnoid hemorrhage. Journal of cerebral blood flow and metabolism : official journal of the International Society of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 30, 1637-1650 (2010).
- Marbacher, S., Fandino, J., Kitchen, N. D. Standard intracranial in vivo animal models of delayed cerebral vasospasm. British journal of neurosurgery. 24, 415-434 (2010).
- Marbacher, S., Neuschmelting, V., Graupner, T., Jakob, S. M., Fandino, J. Prevention of delayed cerebral vasospasm by continuous intrathecal infusion of glyceroltrinitrate and nimodipine in the rabbit model in vivo. Intensive care medicine. 34, 932-938 (2008).
- Zhou, M. L., et al. Comparison between one- and two-hemorrhage models of cerebral vasospasm in rabbits. Journal of neuroscience. 159, 318-324 (2007).
- Vatter, H., et al. Time course in the development of cerebral vasospasm after experimental subarachnoid hemorrhage: clinical and neuroradiological assessment of the rat double hemorrhage model. Neurosurgery. 58, 1190-1197 (2006).
- Lee, J. Y., Sagher, O., Keep, R., Hua, Y., Xi, G. Comparison of experimental rat models of early brain injury after subarachnoid hemorrhage. Neurosurgery. 65, 331-343 (2009).
- Marbacher, S., et al. A new rabbit model for the study of early brain injury after subarachnoid hemorrhage. Journal of neuroscience. 208, 138-145 (2012).
- Marbacher, S., et al. Outer skull landmark-based coordinates for measurement of cerebral blood flow and intracranial pressure in rabbits. Journal of neuroscience methods. 201, 322-326 (2011).
- Marbacher, S., et al. Extra-intracranial blood shunt mimicking aneurysm rupture: intracranial-pressure-controlled rabbit subarachnoid hemorrhage model. Journal of neuroscience. 191, 227-233 (2010).
- Sugawara, T., Ayer, R., Jadhav, V., Zhang, J. H. A new grading system evaluating bleeding scale in filament perforation subarachnoid hemorrhage rat model. J Neurosci Methods. 167, 327-334 (2008).
- Macdonald, R. L. Delayed neurological deterioration after subarachnoid haemorrhage. Nature reviews. Neurology. 10, 44-58 (2014).
- Zhang, Z. W., et al. Platelet-derived growth factor-induced severe and chronic vasoconstriction of cerebral arteries: proposed growth factor explanation of cerebral vasospasm. Neurosurgery. 66, 728-735 (2010).
- Laslo, A. M., Eastwood, J. D., Chen, F. X., Lee, T. Y. Dynamic CT perfusion imaging in subarachnoid hemorrhage-related vasospasm. AJNR. American journal of neuroradiology. 27, 624-631 (2006).
- Shao, Z., et al. Effects of tetramethylpyrazine on nitric oxide/cGMP signaling after cerebral vasospasm in rabbits. Brain research. 1361, 67-75 (2010).
- Bederson, J. B., Germano, I. M., Guarino, L. Cortical blood flow and cerebral perfusion pressure in a new noncraniotomy model of subarachnoid hemorrhage in the rat. Stroke; a journal of cerebral circulation. 26, 1086-1091 (1995).
- Veelken, J. A., Laing, R. J., Jakubowski, J. The Sheffield model of subarachnoid hemorrhage in rats. Stroke; a journal of cerebral circulation. 26, 1279-1283 (1995).
- Zakhartchenko, V., et al. Cell-mediated transgenesis in rabbits: chimeric and nuclear transfer animals. Biology of reproduction. 84, 229-237 (2011).
- Capecchi, M. R. Gene targeting in mice: functional analysis of the mammalian genome for the twenty-first century. Nature reviews. Genetics. 6, 507-512 (2005).
- Flisikowska, T., et al. Efficient immunoglobulin gene disruption and targeted replacement in rabbit using zinc finger nucleases. PloS one. 6, e21045 (2011).
- Nakajima, M., et al. Effects of aging on cerebral vasospasm after subarachnoid hemorrhage in rabbits. Stroke. 32, 620-628 (2001).
