Introduction
A principal função do pulmão é o de proporcionar para o oxigénio e dióxido de carbono troca entre um organismo e a atmosfera. Nos seres humanos, uma série de condições congênitas e adquiridas levar à redução da área de superfície do pulmão o que resulta em redução da função pulmonar. Apesar de uma série de terapias, como corticóides inalatórios, broncodilatadores, oxigênio suplementar e ventilação mecânica crônica são usados para atenuar as consequências da redução da função pulmonar 1-3, a terapia ideal para essas condições seria promover o crescimento do tecido pulmonar funcional - ou seja, pulmão regeneração.
Regeneração de tecidos de mamíferos tem sido bem documentada. O espinhoso Rato Africano pode regenerar grandes áreas da pele, sem a formação de cicatrizes 4. A falange distal em seres humanos podem se regenerar após uma lesão ou amputação 5-7. Seguindo pneumonectomy (PNX), o crescimento compensatório pulmonar ocorre em camundongos 8, 9 ratos, fazergs 10, e os humanos 11. Por definição, o crescimento compensatório pulmonar envolve não apenas a expansão dos espaços aéreos existentes, mas re-septation desses espaços aéreos ampliada com a expansão da microcirculação associada 12. Análise da expressão gênica tem demonstrado que este modelo recapitula muitos dos eventos de sinalização de desenvolvimento pulmonar 13. Quatro semanas após rato PNX, área superficial alveolar é equivalente ao de animais operados simulados 14. Neste artigo, são apresentadas a PNX mouse e procedimentos PNX sham.
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Protocol
Declaração uso Animal:: NOTA Todos os procedimentos deste estudo foram realizados com a aprovação e seguir as orientações da Institutional Uso de Animais e do Comitê Care (IACUC) no Hospital Infantil de Cincinnati. Oito semanas de idade C57BL / 6J machos foram obtidos a partir de Jackson Laboratories (Bar Harbor, ME) e deixados a aclimatar durante uma semana antes da utilização. Até a cirurgia, os animais foram alojados em uma instalação de barreira livre de patógenos e desde ração autoclavada e filtrada libdium ad água. Cada gaiola do rato foi fornecido com um ar dedicado e água, e quartos foram mantidos em um ciclo de dia-noite de 12 h. Após a recuperação da cirurgia, os ratos foram mantidos em gaiolas com tops filtrados, desde autoclavado libidum anúncio de comida, e desde que a água filtrada a partir de uma garrafa de água.
1. Preparação de Instrumentos
- Faça 6 afastadores pele usando clipes de papel e pinos. Torção endireitou clipes de papel nas hastes de papel pinos, lbeiral de um fio de aço resistente cinco centímetros em uma extremidade e fazer uma única 0,5 centímetro "L" em forma de gancho na extremidade do fio.
- Faça cerca de 15 x 15 centímetros campos cirúrgicos quadrados usando filme plástico. Prepare um molho por mouse. Coloque uma torre de papel entre cada envoltório.
- Esterilizar todos os instrumentos cirúrgicos, juntamente com uma pilha de telhas de 12 x 12 polegadas de cortiça, gazes, e cotonetes.
2. Preparação do rato
- Induzir a anestesia com isoflurano a 2%. Pesar animal.
- Em uma área dedicada preparação cirúrgica raspar tórax esquerdo e pescoço com barbeador elétrico.
- Aplicar uma gota de lágrima artificial do unguento para os olhos do rato.
- Descontaminar pescoço e tórax esquerdo com clorexidina e álcool isopropílico. Repita mais duas vezes.
Intubation 3. Rato Oro-traqueal e ventilação mecânica
- Ter um lugar não-estéril técnico cirúrgico o supino do mouse na área cirúrgica pré-aquecido.
- Confirme profundidade da anestesia, documentando a falta de uma resposta a pata pitada.
- Depois de lavar as mãos e vestindo traje cirúrgico, máscara e chapéu, don luvas cirúrgicas estéreis.
- Depois de drapeados e utilizando uma técnica asséptica, fazer uma incisão vertical um centímetro sobre o mid-neck anterior para expor a laringe. Levemente retrair os músculos da cinta com curvas, serrilhadas 10 centímetros forceps e expor a laringe e traquéia, espalhando os músculos da cinta com a ponta de uma tesoura reta.
- Oralmente inserir um 22 G de ponta romba angiocateter em meados da década de traquéia (Figura 1A) e visualmente confirmar a colocação (Figura 1B). Manter a anestesia e ventilar usando 1-3% de isoflurano através roedor ventilador (225 mL por acidente vascular cerebral; 200 AVC por min). Empregar um limite de pressão de 15 cm H 2 O.
4. Rato Pneumonectomia
- Coloque o mouse em decúbito lateral direito, com frente para as costas do ratoo operador (lateral-se à esquerda). Usar um filme plástico auto-selante como um campo estéril. Corte através da cortina, usar tesoura curva sem corte para fazer um 2 cm de comprimento corte paralelo às costelas no 4º e 5º espaço intercostal. Insira a ponta curvada tesoura sem corte e dissecar a pele longe das costelas subjacentes e músculos intercostais.
- Retirar a pele com quatro afastadores para expor um quadrado de 1,5 x 1,5 centímetros janela cirúrgica (Figura 2A). Prenda os retratores à placa de cortiça.
- Dissecar até costelas usando uma pinça curva, e usar uma ponta da pinça curvas para entrar na cavidade torácica.
- Usando as micro-tesoura com ponta romba, utilizar a lâmina inferior para entrar na cavidade torácica. Faça um 0,5 centímetros incisão entre as costelas e repita na direção oposta.
- Usando os dois afastadores restantes, abrir o tórax no eixo ântero-posterior e o seguro dos retratores para a placa de cortiça (Figura 2B). <li> Usando pinças curvas de ponta romba na mão esquerda, o pulmão esquerdo agarrar e deslocar a parte superior do pulmão esquerdo lateralmente e inferiormente através da toracotomia até a artéria pulmonar esquerda e brônquios são exposto (Figura 3A, B).
- Segurando o titânio microclipe vascular aplicador carregado na mão direita com o corpo do aplicador na palma e ponta curvada apontando para fora a partir da palma (Figura 3C), deslize a ponta do aplicador para o tórax ao longo da curvatura da face posterior da esquerda pulmão e prender o brônquio esquerdo e artéria pulmonar (Figura 3D).
- Retire o aplicador, mas manter o pulmão esquerdo retraído. Segure as contundentes micro-tesoura de ponta com a mão direita e cortar o brônquio e distal da artéria pulmonar ao clipe e remover pulmão esquerdo (Figura 3E).
- Retire os afastadores de costela.
- Use a pinça sem corte curvas para beliscar até 1 cm de pele inferior ao incisiem, mas acima do nível do diafragma e inserir um angiocateter de 24 L através da pele e para dentro da cavidade torácica esquerda (Figura 4A, B).
- Use 5-0 prolene sutura para colocar dois pontos separados em torno da 4ª e 5 ª costelas para fechar a cavidade torácica.
- Remover os afastadores de pele. Usar dois conjuntos de pinças para aproximar a pele ao longo do comprimento da incisão e cola a pele fechada.
- Conecte-se a 3 ml seringa luer-lock ao angiocateter e remover o ar residual através da aplicação de sucção suave e retirada do angiocateter.
- Cole a incisão no pescoço fechada com dois conjuntos de fórceps, como antes.
5. Rato Sham Pneumonectomia
- Exponha o pulmão esquerdo como observado no protocolo "Rato Pneumonectomia". Levantar a caixa torácica com uma pinça sem corte curvas para permitir que o ar na cavidade torácica esquerda (Figura 5A, B).
- Coloque um G angiocateter 24 para o tho esquerdaRacic cavidade como acima tomando cuidado para não ferir o pulmão esquerdo.
- Usando 5-0 prolene sutura e tomando cuidado para não perfurar o pulmão (Figura 5C), coloque dois pedaços de material de sutura na 3ª / 4ª e 5ª / 6 interspaces th costela (Figura 5D). Coloque os dois pedaços de material de sutura antes de amarrar para diminuir os riscos de hérnia de pulmão esquerdo. Amarre o material de sutura para fazer dois pontos separados (Figura 5E).
- Cole a pele sobre a incisão torácica, remover o ar residual com o angiocateter e cole a incisão no pescoço, como acima.
6. Resuscitation, Analgesia, e Recovery
- Desligue o isoflurano, e administrar 0,1 mg / kg de buprenorfina e 0,5 ml de solução salina normal subcutaneamente.
- Quando respirações espontâneas retomar, remova o tubo endotraqueal.
- Observe rato até que seja novamente ambulatorial. Andando normalmente resumes vários minutos após a remoção do tubo endotraqueal.
- Posicione o mouse em um 27 ° C incubadora (umidificado, 25% de oxigênio) para recuperar O / N.
NOTA: Nós colocamos vários pellets de ração umedecida com água no chão da gaiola para as primeiras 24 horas após a cirurgia. - Administrar 0,1 mg / kg de buprenorfina por via intraperitoneal duas vezes por dia durante três dias após a cirurgia. Tome cuidado para não abrir o local da cirurgia ao manusear animais.
7. Rato Monitoring
- Pesar camundongos em 1, 3, 5, e 7 dias após a cirurgia.
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Representative Results
. Um lote de PNX e operação simulada rato pesos é fornecido na Figura 6 Em nossas mãos, a sobrevivência é constantemente 95-100% para ambos PNX e sham pneumonectomy. 14 Para obter descrições de como o pulmão direito re-cresce neste modelo e o curso do tempo esperado, nos referimos ao leitor manuscritos de Gibney 15 et al. E Wang et al.
Várias armadilhas comuns devem ser evitados para realizar com êxito os procedimentos sham pneumonectomia PNX rato e rato.
Entubação endotraqueal: Muitos pesquisadores aprendem a técnica do mouse PNX têm dificuldade com entubação endotraqueal. À medida que a laringe rato é anterior e o cateter endotraqueal deve ser passado através das cordas vocais, é fácil para o cateter passe para dentro do esófago. Como demonstrado na Figura 1A, o cateter de ponta romba deve ser dobrado como anterior possível após a curvatura da língua ao longo da linha média e, em seguida, passou para a traqueia com suavemente pressão. Posição do cateter Mid-traqueal deve ser confirmada visualmente (Figura 1B). Colocação endotraqueal pode ser confirmada por mover suavemente lado do cateter para o outro e observando o movimento da traqueia. O posicionamento adequado é confirmada pela observação de elevação do tórax bilateral. Uma técnica alternativa é descrita abaixo.
Criação campo cirúrgico: A segunda armadilha comum é a incapacidade de criar uma janela de toracotomia adequada. Como ilustrado na Figura 2A e 2B, a janela de toracotomia deve ser suficientemente grande e posterior para permitir a visualização adequada da artéria pulmonar esquerda e principais brônquio esquerdo. O operador inexperiente comumente vai fazer sua toracotomia muito pequeno, muito anterior, ou muito inferior a retrair facilmente do pulmão esquerdo e acessar o hilo esquerdo.
Vascular Clipe applicatiem: Falta de aplicar corretamente o clipe vascular resultará em sangria. A identificação adequada do hilo é crítica (Figura 3A). Como demonstrado na Figura 3B e 3C, quando o clipe é removido do suporte por o aplicador clipe, a extremidade do grampo é alinhada com a ponta do aplicador de clipe e o corpo do grampo está dentro do corpo do aplicador de ponta curvada . Fecho suave da pega do aplicador vai fechar o grampo. Qualquer alteração na orientação clipe pode resultar em fechamento clipe inadequada; portanto, um novo clipe deve ser carregado se um clipe fica desalojado do aplicador. Da mesma maneira, a tracção sobre o pulmão esquerdo deve ser suave de modo a não rasgar o hilo proximal ao clipe. A ponta curvada do aplicador deve seguir a curvatura da face superior do pulmão esquerdo para ligar o hilo esquerdo (Figura 3D). Um erro comum é a ligadura do esôfago. Conforme demonstrado na figura 3E
Evitando Esquerda Lesão Pulmonar Durante Sham PNX: Provavelmente a armadilha mais comum de operadores experientes e inexperientes é deixado lesão pulmonar durante sham PNX. Como demonstrado na Figura 5, o operador deve ter cuidado durante o fecho toracotomia não perfurar o pulmão com a agulha de sutura, ou para permitir o aprisionamento de pulmão hérnia. É importante para levantar as nervuras ao colocar o afastador, a 24 G angiocateter para evacuação de ar, e o fio de sutura (Figura 5A-D). Durante o fechamento toracotomia, colocando as duas vertentes de sutura antes de amarrar minimiza o risco de encarceramento pulmonar (Figura 5E). Nosso laboratório comumente vai realizar quatro procedimentos sham seguido por quatro PNX para que possamos converter um rato sham em um rato PNX devemos ferir o pulmão esquerdo. Deve notar-se que nem todos os grupos realizar a evacuação do ar residual torácica esquerda. Para o melhor de nosso conhecimento, não há nenhuns dados comparando PNX com e sem evacuação aérea residual.
Com a prática e experiência, ambos os procedimentos PnX sham e deve ser realizado em 10 minutos permitindo-se a duas cirurgias dúzia de rato a ser realizado em uma única sessão.
Figura 1. Rato entubação endotraqueal. (A) O cateter orotraqueal deve ser usado na linha média e a deprimir a língua como é avançada e angular anterior para a laringe. (B) O posicionamento apropriado do cateter no meio da traqueia deve ser confirmado visualmente."Target =" _ blank "> Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2. Rato toracotomia. (A) Após a incisão e liberação da pele da caixa torácica subjacente, uma janela cirúrgica 1,5 x 1,5 cm, é criado centrada no 4º e 5º espaço intercostal. (B) Após a criação da toracotomia em dias 4 e 5 o espaço intercostal costela, afastadores são utilizados para visualizar o pulmão. Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3. Pneumonectomia. (A) O l esquerda ung é apreendido com uma pinça curva e levantou através da toracotomia para revelar o hilo esquerdo (seta branca). (B) O clipe vascular deve sentar-se alinhada com a ponta do aplicador clipe vascular e na ponta do aplicador curvo. (C) O aplicador deve ser realizado com o polegar direito e 4 ° dedo com o corpo do aplicador estar ao longo da palma da mão direita, com a ponta curvada inclinado em relação à palma da mão. (D) Após a curva do lobo superior esquerda, o grampo vascular é aplicada ao hilo esquerdo. (E) Como visto seguinte PNX esquerda, o esôfago (entre as setas brancas) está localizado apenas posterior ao hilo esquerdo (clipe vascular delineado por caixa branca). Por favor, clique aqui para ver uma versão maior do esta figura.
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Figura 4. Colocação de angiocateter Para a evacuação. (A) A dica angiocateter perfura a pele. (B) O angiocateter é inserido acima do diafragma na cavidade torácica. Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 5. Rato Sham pneumonectomy. (A) Durante o procedimento simulado, o levantamento da ponta de costela antes de afastador colocação minimiza o risco de lesão pulmonar. (B) Os afastadores deve ser deixado no local como eles são para a PNX. (C) A borda inferior da caixa torácica deve ser levantado quando colocar o 24 G angiocateter usado para aspirar o ar residual após o fechamento do tórax e excessivamenteing pele. (D) A caixa torácica também deve ser levantado para a colocação de sutura. (E) Ao colocar dois fios de sutura no local da toracotomia antes de amarrar, o risco de encarceramento pulmonar é minimizado. Por favor, clique aqui para ver uma versão maior esta figura.
Figura 6. esperada perda de peso. Usando cinco ratos de cada grupo, foi demonstrado que 24 horas após a cirurgia, os ratos PNX irá perder uma média de 1,5 g (7,2%), e os ratos sham irá perder uma média de 1,1 g (5,2%). Ambos os grupos recuperar o seu peso pré-operatório por dia pós-operatório 3.
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Discussion
Nós fornecemos a descrição mais detalhada dos procedimentos PNX PNX rato e rato sham reportados à data. Fizemos o leitor ciente de várias das armadilhas comuns que os investigadores de aprendizagem do procedimento comumente encontrar, e nós descrevemos várias técnicas desenvolvidas por nosso laboratório para mitigar contra essas armadilhas. Outros laboratórios que utilizam este modelo pode ter desenvolvido outras modificações na técnica ou utilizar diferentes instrumentos. Ao avaliar as diferenças de técnicas, os investigadores terão de decidir se quer ou não essas diferenças afetar significativamente os resultados da experiência.
O modelo do rato PNX de crescimento compensatório pulmonar tem muitas vantagens sobre outros modelos animais de reparação e regeneração do pulmão. O grande número de ratos transgênicos disponíveis make linhagem rastreamento, gene sobre-expressão, e geral de experimentos deleção do gene alvo exequíveis para a maioria dos laboratórios 16. Em segundo lugar, mortécnicas morfométricas para a quantificação re-crescimento alveolar são bem descrita 17. Em terceiro lugar, o custo da adoção desse modelo é moderado. O único equipamento especializado esses procedimentos exigem é aplicadores clipe vasculares e ponta romba Cohan-Vannas tesoura primavera. Todos os outros equipamentos, normalmente, serão fornecidos em um kit cirúrgico mouse ou disponíveis através de um rato cirúrgico instalação do núcleo. Em quarto lugar, com a experiência, o rato e procedimentos PNX PnX sham são relativamente rápido permitindo muitas cirurgias a ser realizadas no mesmo dia. Finalmente, a pequena dimensão do rato em comparação com outros modelos animais, aos requisitos de alojamento modestas, e a facilidade com que eles podem ser criados também fazer o modelo de ratinho mais fáceis de manter do que outros modelos animais.
Há também várias desvantagens para o modelo PNX mouse quando comparado a outros modelos de regeneração do pulmão. Embora o crescimento do mouse compensatório pulmonar depende muito stretch 18, pulmão compensatória crescerth em mamíferos superiores depende tanto stretch e aumento do fluxo sanguíneo pulmonar 19. Desde a regeneração do pulmão humano é provavelmente mais parecido com os mecanismos de regeneração destes mamíferos superiores, o investigador deve ter cuidado extrapolar as descobertas no mouse diretamente ao humano. Rato mecânica respiratória são diferentes do que a mecânica respiratória humanos. Nos seres humanos, a expiração final é acompanhada por uma pausa na qual não existe qualquer fluxo de ar. Na expiração final em seres humanos, o recrutamento de pulmão é mantida pela tracção radial de uma caixa torácica baixa adesão. O ciclo respiratório do mouse não tem essa pausa expiratória resultando em uma pequena quantidade de aprisionamento de ar, devido à expiração incompleta. Desde que o rato tem uma gaiola complacência torácica muito maior, é este o aprisionamento de ar que mantém recrutamento pulmonar 20. A terceira desvantagem do modelo de mouse é a sua anatomia. Desde o mouse tem apenas um único lobo pulmão esquerdo, parcial PNX esquerda não é possível, uma vez que está em outroespécies.
Várias armadilhas comuns devem ser evitados em vários momentos críticos para realizar com êxito a PNX mouse e procedimentos simulados. Estes momentos críticos são entubação endotraqueal, a criação do campo cirúrgico, aplicação clipe vascular, assim como evitar lesão do pulmão esquerdo durante a cirurgia sham.
Necropsia de quaisquer camundongos que não conseguem sobreviver a estes procedimentos cirúrgicos é essencial para o aperfeiçoamento das técnicas cirúrgicas no futuro. Abaixo, vamos resolver várias dificuldades comuns e fornecer técnicas alternativas que podem render um maior grau de sucesso.
A falta de Canular com sucesso o Traqueia: Outros laboratórios utilizam suspensão e iluminação trans-traqueal para intubação oro-traqueal, que elimina a necessidade de visualização direta 21.
Dificuldade em visualizar Hilo: Criando uma janela toracotomia grande, devidamente colocado é necessário in fim de visualizar o hilo esquerdo. Se durante o processo de visualização é inadequada ou não há espaço suficiente para a inserção dos aplicadores de clipes vasculares, a toracotomia deve ser prolongado e afastadores reposicionado. Não deve haver acúmulo de sangue durante este procedimento. Se houver, o investigador deve determinar se ele está ou não colocar muita tensão no pulmão esquerdo e rasgando a artéria pulmonar esquerda.
Sangramento após a remoção do pulmão esquerdo: Deve haver pouco sangramento durante este procedimento. Um clipe vascular mal carregado ou aplicada é a causa mais comum de sangramento, e um mouse com sangramento de sua artéria pulmonar esquerda devem ser sacrificados. Se este tipo de hemorragia ocorre, o carregamento apropriado do grampo vascular e a aplicação de pressão firme e uniforme durante a aplicação deve ser confirmada antes de tentar de novo o procedimento. Da mesma forma, a morte pós-operatória com a constatação de sangue no lado esquerdo do peito éprovavelmente devido à aplicação clipe vascular inadequada. Uma alternativa para a nossa técnica clipe vascular é ligadura com fio de seda.
Esquerda lesão pulmonar durante a cirurgia Sham: De muitas maneiras, o procedimento simulado exige um maior grau de habilidade cirúrgica do que o procedimento PNX. O pulmão esquerdo pode ser ferido durante toracotomia, durante a inserção da 24 L angiocateter abaixo do local da cirurgia, ou durante o fecho da toracotomia. Dependendo da necessidade experimental, os ratos submetidos a cirurgia sham pode ser convertido para PNX. Outra causa potencial de lesão do pulmão esquerdo é encarceramento de hérnia de pulmão esquerdo durante o fechamento do local da toracotomia. Ratos Sham com lesão pulmonar esquerda deve ou ser sacrificado ou têm seu procedimento cirúrgico alterado para PNX.
Angústia Respiratória Após Recuperação: Dificuldade respiratória após a recuperação da anestesia pode vir de inchaço da glote devido à intubação traumática, controle inadequado da dor, ou unrecolesão pulmonar gnized. Em geral, a menos que o sofrimento aliviado pela administração de medicação para a dor adicional, os animais devem ser sacrificados e causa determinada. Várias tentativas de intubação pode resultar em glótico ou subglottic inchaço com dificuldade resultante com inspiração. Na necropsia, a falta de uma abertura glótica patente serão aparentes após a glote é separada da hipofaringe. Abordagens alternativas para endotraqueal canulação são descritos acima. Controle inadequado da dor podem ser tratadas com doses adicionais de medicação para dor. Como observado acima, não intencional lesão pulmonar esquerda é comum ao aprender o procedimento cirúrgico simulado, e se não reconhecido, pode conduzir a aflição respiratória e alteração dos resultados experimentais.
Perda excessiva de peso e desidratação: Ratos que experimentam perda de peso excessivo ou desidratação após a cirurgia pode ter um esôfago ligado, controle inadequado da dor, ou uma incapacidade para se alimentar ou beber. O esôfago encontra-se just posterior ao hilo esquerdo e ligadura do esôfago deve ser suspeitada em qualquer rato desidratado. Controle inadequado da dor deve ser suspeitada em camundongos com piloereção, aumento da agressividade, ou reduzido a deambulação. A toracotomia pode evitar ratinhos de chegar comida e água suspensa do tecto da gaiola, no primeiro dia pós-operatório. Os ratos que não comer e beber após a recuperação da anestesia só se tornará mais fraco e desidratado. Recomendamos colocar comida umedecido no chão da gaiola por 24 horas após a cirurgia.
Em conclusão, o modelo pneumonectomy rato de crescimento compensatório pulmonar é um modelo valioso para elucidar os mecanismos subjacentes da regeneração do pulmão.
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Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 6 inch Vascular clip applicator | Teleflex Medical (WECK) | 137062 | |
| Horizon small titanium red clip | Teleflex Medical (WECK) | 1201 | |
| Narrow pattern 12 cm curved forceps | Fine Science Tools | 11003-12 | |
| Curved serrated 10 cm Graefe forceps | Fine Science Tools | 11052-10 | |
| Castroviejo needle holder | Fine Science Tools | 12565-14 | |
| Straight 9 cm Strabismus scissors (blunt tip) | Fine Science Tools | 14075-09 | |
| Straight 8.5 cm hardened fine scissors | Fine Science Tools | 14090-09 | |
| Straight, blunt tip Cohan-Vannas spring scissors | Fine Science Tools | 15000-12 | |
| Skin glue | Gluture | 32046 | |
| 22 G Angiocatheter | |||
| 24 G Angiocatheter | |||
| 3 ml Luer lock syringe | |||
| 4 Short retractors | |||
| 2 Long retractors | |||
| 5-0 Prolene on curved cutting needle | Ethicon | 8698G | |
| 0.5 ml Syringe on 27 G needle | |||
| Normal saline | |||
| Buprenorphine | |||
| Press-n-Seal wrap | Glad Products Company | ||
| 12 x 12 inch Cork board stack | Office Depot | ||
| 70% Ethanol | |||
| Betadine | |||
| Mouse ventilator | Hugo Sachs Elektronnik | Minivent Type 845 | |
| Isoflurane vaporizer | OHMEDA | Excel 210 SE | |
| Artificial tear ointment | Puralube | NDC: 17033-211-38 |
References
- Strueby, L., Thebaud, B.
- Donn, S. M., Sinha, S. K. Recent advances in the understanding and management of bronchopulmonary dysplasia. Seminars in fetal & neonatal medicine. 14, 332 (2009).
- Molen, T., Miravitlles, M., Kocks, J. W. COPD management: role of symptom assessment in routine clinical practice. International journal of chronic obstructive pulmonary disease. 8, 461-471 (2013).
- Seifert, A. W., et al. Skin shedding and tissue regeneration in African spiny mice (Acomys). Nature. 489, 561-565 (2012).
- Vidal, P., Dickson, M. G. Regeneration of the distal phalanx. A case report. Journal of hand surgery. 18, 230-233 (1993).
- Potter, P. C., Levine, M. H. Bone Regeneration Following Chronic Suppurative Osteitis of the Distal Phalanx. Annals of surgery. 80, 728-729 (1924).
- McKim, L. H.
- Brown, L. M., Rannels, S. R., Rannels, D. E. Implications of post-pneumonectomy compensatory lung growth in pulmonary physiology and disease. Respir Res. 2, 340-347 (2001).
- Holder, N.
- Hsia, C. C. Lessons from a canine model of compensatory lung growth. Curr Top Dev Biol. 64, 17-32 (2004).
- Butler, J. P., et al. Evidence for adult lung growth in humans. N Engl J Med. 367, 244-247 (2012).
- Konerding, M. A., et al. Spatial dependence of alveolar angiogenesis in post-pneumonectomy lung growth. Angiogenesis. 15, 23-32 (2012).
- Kho, A. T., Liu, K., Visner, G., Martin, T., Boudreault, F. Identification of dedifferentiation and redevelopment phases during postpneumonectomy lung growth. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 305, 542-554 (2013).
- Wang, W., Nguyen, N. M., Guo, J., Longitudinal Woods, J. C. Noninvasive Monitoring of Compensatory Lung Growth in Mice after Pneumonectomy via (3)He and (1)H Magnetic Resonance Imaging. Am J Respir Cell Mol Biol. 49, 697-703 (2013).
- Gibney, B. C., et al. Detection of murine post-pneumonectomy lung regeneration by 18FDG PET imaging. EJNMMI research. 2, 48 (2012).
- Rawlins, E. L., Perl, A. K. The a'MAZE'ing world of lung-specific transgenic mice. Am J Respir Cell Mol Biol. 46, 269-282 (2012).
- Ochs, M., Muhlfeld, C. Quantitative microscopy of the lung: a problem-based approach. Part 1: basic principles of lung stereology. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 305, L15-22 (2013).
- Ysasi, A. B., et al. Effect of unilateral diaphragmatic paralysis on postpneumonectomy lung growth. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 305, L439-445 (2013).
- Dane, D. M., Yilmaz, C., Estrera, A. S., Hsia, C. C. Separating in vivo mechanical stimuli for postpneumonectomy compensation: physiological assessment. Journal of applied physiology. 114, 99-106 (2013).
- Mortola, J. P., Magnante, D., Saetta, M.
- MacDonald, K. D., Chang, H. Y., Mitzner, W. An improved simple method of mouse lung intubation. Journal of applied physiology. 106, 984-987 (2009).
