Summary

Telafi Akciğer Büyüme Fare Pnömonektomi Modeli

Published: December 17, 2014
doi:

Summary

Mouse pneumonectomy is a commonly employed model of compensatory lung growth. This procedure can be used in conjunction with lineage tracing or transgenic mouse models to elucidate underlying mechanisms.

Abstract

In humans, disrupted repair and remodeling of injured lung contributes to a host of acute and chronic lung disorders which may ultimately lead to disability or death. Injury-based animal models of lung repair and regeneration are limited by injury-specific responses making it difficult to differentiate changes related to the injury response and injury resolution from changes related to lung repair and lung regeneration. However, use of animal models to identify these repair and regeneration signaling pathways is critical to the development of new therapies aimed at improving pulmonary function following lung injury. The mouse pneumonectomy model utilizes compensatory lung growth to isolate those repair and regeneration signals in order to more clearly define mechanisms of alveolar re-septation. Here, we describe our technique for performing mouse pneumonectomy and sham pneumonectomy. This technique may be utilized in conjunction with lineage tracing or other transgenic mouse models to define molecular and cellular mechanism of lung repair and regeneration.

Introduction

akciğerin başlıca fonksiyonu, bir organizmaya ve atmosfer arasındaki oksijen ve karbon dioksit değişimi sağlamaktır. İnsanlarda, doğumsal ve edinsel koşulları bir dizi bozulmuş akciğer fonksiyonu ile sonuçlanan azalmış akciğer yüzey alanına yol açar. Yani, akciğer – örneğin inhale kortikosteroidler, bronkodilatör, ek oksijen, ve kronik mekanik ventilasyon gibi tedavilerin bir ev sahibi engelli akciğer fonksiyonu 1-3 sonuçlarını hafifletmek için kullanılmasına rağmen, bu koşullar için ideal bir tedavi fonksiyonel akciğer dokusunun yeniden büyümesini teşvik ediyorum yenilenmesi.

Memeli doku rejenerasyonu iyi belgelenmiştir. Afrika Dikenli Fare skar oluşumu 4 olmaksızın cildin geniş alanlar yeniden yapabilirsiniz. İnsanlarda distal falanks yaralanma veya ampütasyon 5-7 aşağıdaki yeniden yapabilirsiniz. Aşağıdaki pnömonektomi (PNX), telafi akciğer büyümesi yapmak, 9 fare, sıçan 8 oluşurgs 10, ve 11 insanlarda. Tanım olarak, telafi akciğer büyümesi ilişkili mikrosirkülasyon 12 genişlemesi ile bu genişlemiş hava sahasındaki mevcut hava sahasındaki değil sadece genişleme, ancak yeniden bölümlenmenin içerir. Gen ifadesi analizi bu modeli akciğer gelişimi 13 sinyalizasyon olaylar birçok özetlediği olduğunu göstermiştir. Dört hafta, fare PNX sonra, alveol yüzey alanının ve sahte işlemden geçirilmiş hayvan 14 edilene eşdeğerdir. Bu yazıda, fare pNX ve sahte PNX prosedürlerini açıklar.

Protocol

NOT: Hayvan kullanım bildirimi: Bu çalışmada tüm işlemler onay ve Cincinnati Çocuk Hastanesi Kurumsal Hayvan Kullanımı ve Bakımı Komitesi (IACUC) yönergeleri takip gerçekleştirilmiştir. Sekiz hafta yaşında C57BL / 6J erkek fareleri, Jackson Laboratories'den (Bar Harbor, ME) elde edilir ve kullanımdan önce bir hafta boyunca ortama alışmaları sağlandı. Cerrahi kadar, hayvanlar patojen madde içermeyen bir yere yerleştirilmesi ve otoklavlanmıştır yemi ve süzüldü suyu ad libdium s…

Representative Results

. Hem PNX ve sahte pnömonektomi için% 100 – pNX ve Sham fare ağırlıkları bir arsa Şekil 6'da verilmiştir Bizim ellerde, hayatta sürekli 95. Sağ akciğer-yetişir yeniden bu model ve beklenen zaman ders, biz Gibney ark. 15 ve Wang ve ark yazmaları okuyucuyu bakın nasıl açıklamaları için. 14 Birkaç ortak tuzaklar başarıyla fare PNX ve fare sahte pnömonektomi prosedürleri gerçekleştirmek için kaçın?…

Discussion

Biz bugüne kadar bildirilen fare PNX ve fare sahte PNX prosedürleri en detaylı açıklamasını sağladı. Biz prosedürü öğrenme araştırmacılar sık ​​karşılaştıkları ortak tuzaklar birkaç okuyucu farkında yaptık, ve biz bu tuzaklar karşısında azaltmak için laboratuvar tarafından geliştirilen çeşitli teknikler belirttiğimiz. Bu modeli kullanan diğer laboratuvarlar diğer bir teknik değişiklikler geliştirilen veya farklı enstrümanlar kullanmak olabilir. Teknikleri farklılıkları de?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

The authors would like to acknowledge the Cincinnati Children’s Hospital Division of Veterinary Services for their assistance. This manuscript was supported by the National Institutes of Health K12 HD028827. Anna Perl PhD taught the authors this surgical procedure.

Materials

Name of the reagent Company Catalogue number Comments (optional)
6-inch Vascular Clip Applicator Teleflex Medical (WECK) 137062
Horizon Small Titanium Red Clip Teleflex Medical (WECK) 1201
Narrow Pattern 12cm Curved Forceps Fine Science Tools 11003-12
Curved Serated 10 cm Graefe Forceps  Fine Science Tools 11052-10
Castroviejo Needle Holder Fine Science Tools 12565-14
Straight 9 cm Strabismus Scissors (Blunt Tip) Fine Science Tools 14075-09
Straight 8.5 cm Hardened Fine Scissors Fine Science Tools 14090-09
Straight, Blunt Tip Cohan-Vannas Spring Scissors Fine Science Tools 15000-12
Skin Glue Gluture 32046
22 ga angiocatheter
24 ga angiocatheter
3 mL luer lock syringe
4 short retractors
2 long retractors
5-0 Prolene on curved cutting needle Ethicon 8698G
0.5 mL syringe on 27 ga needle
Normal Saline
Buprenorphine
Press-n-Seal Wrap Glad Products Company
12 inch X 12 inch cork board stack Office Depot
70% Ethanol
Betadine
Mouse Ventilator Hugo Sachs Elektronnik  Minivent Type 845
Isoflurane Vaporizer OHMEDA Excel 210 SE
artificial tear ointment puralube NDC: 17033-211-38

References

  1. Strueby, L., Thebaud, B. Advances in bronchopulmonary dysplasia. Expert review of respiratory medicine. , (2014).
  2. Donn, S. M., Sinha, S. K. Recent advances in the understanding and management of bronchopulmonary dysplasia. Seminars in fetal & neonatal medicine. 14, 332 (2009).
  3. Molen, T., Miravitlles, M., Kocks, J. W. COPD management: role of symptom assessment in routine clinical practice. International journal of chronic obstructive pulmonary disease. 8, 461-471 (2013).
  4. Seifert, A. W., et al. Skin shedding and tissue regeneration in African spiny mice (Acomys). Nature. 489, 561-565 (2012).
  5. Vidal, P., Dickson, M. G. Regeneration of the distal phalanx. A case report. Journal of hand surgery. 18, 230-233 (1993).
  6. Potter, P. C., Levine, M. H. Bone Regeneration Following Chronic Suppurative Osteitis of the Distal Phalanx. Annals of surgery. 80, 728-729 (1924).
  7. McKim, L. H. Regeneration of the Distal Phalanx. Canadian Medical Association journal. 26, 549-550 (1932).
  8. Brown, L. M., Rannels, S. R., Rannels, D. E. Implications of post-pneumonectomy compensatory lung growth in pulmonary physiology and disease. Respir Res. 2, 340-347 (2001).
  9. Holder, N. Regeneration and compensatory growth. British medical bulletin. 37, 227-232 (1981).
  10. Hsia, C. C. Lessons from a canine model of compensatory lung growth. Curr Top Dev Biol. 64, 17-32 (2004).
  11. Butler, J. P., et al. Evidence for adult lung growth in humans. N Engl J Med. 367, 244-247 (2012).
  12. Konerding, M. A., et al. Spatial dependence of alveolar angiogenesis in post-pneumonectomy lung growth. Angiogenesis. 15, 23-32 (2012).
  13. Kho, A. T., Liu, K., Visner, G., Martin, T., Boudreault, F. Identification of dedifferentiation and redevelopment phases during postpneumonectomy lung growth. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 305, 542-554 (2013).
  14. Wang, W., Nguyen, N. M., Guo, J., Longitudinal Woods, J. C. Noninvasive Monitoring of Compensatory Lung Growth in Mice after Pneumonectomy via (3)He and (1)H Magnetic Resonance Imaging. Am J Respir Cell Mol Biol. 49, 697-703 (2013).
  15. Gibney, B. C., et al. Detection of murine post-pneumonectomy lung regeneration by 18FDG PET imaging. EJNMMI research. 2, 48 (2012).
  16. Rawlins, E. L., Perl, A. K. The a’MAZE’ing world of lung-specific transgenic mice. Am J Respir Cell Mol Biol. 46, 269-282 (2012).
  17. Ochs, M., Muhlfeld, C. Quantitative microscopy of the lung: a problem-based approach. Part 1: basic principles of lung stereology. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 305, L15-22 (2013).
  18. Ysasi, A. B., et al. Effect of unilateral diaphragmatic paralysis on postpneumonectomy lung growth. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 305, L439-445 (2013).
  19. Dane, D. M., Yilmaz, C., Estrera, A. S., Hsia, C. C. Separating in vivo mechanical stimuli for postpneumonectomy compensation: physiological assessment. Journal of applied physiology. 114, 99-106 (2013).
  20. Mortola, J. P., Magnante, D., Saetta, M. Expiratory pattern of newborn mammals. Journal of applied physiology. 58, 528-533 (1985).
  21. MacDonald, K. D., Chang, H. Y., Mitzner, W. An improved simple method of mouse lung intubation. Journal of applied physiology. 106, 984-987 (2009).

Play Video

Cite This Article
Liu, S., Cimprich, J., Varisco, B. M. Mouse Pneumonectomy Model of Compensatory Lung Growth. J. Vis. Exp. (94), e52294, doi:10.3791/52294 (2014).

View Video