This video introduces the preparation, recording, and source analysis procedures of high-resolution EEG on sedated rats with a particular preclinical model of focal epilepsy under noninvasive conditions.
Electroencephalogram (EEG) has been traditionally used to determine which brain regions are the most likely candidates for resection in patients with focal epilepsy. This methodology relies on the assumption that seizures originate from the same regions of the brain from which interictal epileptiform discharges (IEDs) emerge. Preclinical models are very useful to find correlates between IED locations and the actual regions underlying seizure initiation in focal epilepsy. Rats have been commonly used in preclinical studies of epilepsy1; hence, there exist a large variety of models for focal epilepsy in this particular species. However, it is challenging to record multichannel EEG and to perform brain source imaging in such a small animal. To overcome this issue, we combine a patented-technology to obtain 32-channel EEG recordings from rodents2 and an MRI probabilistic atlas for brain anatomical structures in Wistar rats to perform brain source imaging. In this video, we introduce the procedures to acquire multichannel EEG from Wistar rats with focal cortical dysplasia, and describe the steps both to define the volume conductor model from the MRI atlas and to uniquely determine the IEDs. Finally, we validate the whole methodology by obtaining brain source images of IEDs and compare them with those obtained at different time frames during the seizure onset.
It has been shown that interictal epileptiform discharges (IEDs) observed from EEG constitute useful markers of epileptogenesis in patients with focal epilepsy3. The regions inside the brain from which these IEDs originate, named irritative zones, can in practice be localized based on EEG recordings4. Preclinical models are essential to find correlates between these irritative zones and the actual regions underlying seizure initiation. However, recording EEG from small animals is challenging because of the small surface area of the head compared to the human scalp. Although invasive methods for chronic recording in rats can be used5, 6, techniques are not available at this moment to acquire traditional EEG recordings on rodents under acute conditions without the need of anesthesia.
To solve this problem, we apply a patented EEG mini-cap2, which allows us to record 32-channel EEG data from rodents noninvasively. In this study, we also provide evidence about the need of an analgesic to preserve IED frequency. Therefore, although fixation of EEG mini-cap was performed under isoflurane, EEG recordings were obtained with rats only under sedation (dexdomitor)7. The method proposed in this study can be used in any preclinical rat model of focal epilepsy. To illustrate the capabilities of this methodology, we apply it to understand the correlates between irritative and seizure-onset zones in focal cortical dysplasia (FCD). To that end, we use a “double-hit” model of FCD8 in Wistar rats.
To perform brain source analysis, it is required to: a) accurately extract IEDs from EEG raw data and b) obtain a volume conductor model for the individual animal head. To generate a practical volume conductor model, we use an in vivo rat MRI atlas, comprising average images of intensity/shape and obtained via non-linear registration of T2 images of 31 Wistar rats9. The forward model for the generated volume conductor was computed by boundary element method (BEM)10. As in the case of humans, two typical patterns of IEDs (sharp-waves and spikes) were detected and sub-classified into different clusters through an intelligent feature extraction, feature selection, and classification process11. These sub-classified signals are used to estimate the brain source localizations associated with different types of irritative zones. We present the source analysis steps using a well-known public software called Brainstorm12. The EEG source localizations for each IED sub-type and the seizure onset time frames were performed using standardized low-resolution brain electromagnetic tomography (sLORETA)13, which is available in Brainstorm.
Новая методика неинвазивного запись многоканального ЭЭГ в определенном доклинической модели фокальной эпилепсии описаны. Сведения для процедур регистрации и анализа, с конкретными экспериментальными советы, которые предоставляются. Были ключевые факторы, чтобы рассмотреть достижения успешных результатов. Во-первых, для ЭЭГ, получения сигналов высокого качества имеет важное значение. Правильное вязкость пасты ЭЭГ должны быть применены к каждому электроду во время подготовки мини-колпачка, головы и ушей волосы крысы должны быть полностью удалены во время бритья. Сопротивление проверка самый важный шаг, чтобы подтвердить качество записи ЭЭГ. Во-вторых, для получения изображения источника мозг, создавая подходящую модель объем проводника имеет решающее значение. Каждая поверхность должна быть совместно зарегистрированы. Кроме того, генерируемые электродов позиции должны иметь минимальную ошибку расстояние от реальных местах электродов на кожу головы крысы.
Даже если эта рукопись представляет источникпроцедуры анализа с использованием штурм 12, они могут быть проведены с использованием программного обеспечения другие открытые 16,17 и 18,19 коммерческие продукты. Кроме того, помимо sLORETA 13, другие обратные решения, такие как несколько моделей дипольных и Beamformer могут быть применены 4.
Одно ограничение этого подхода состоит в том, что анализ поведения не может быть проведено так ЭЭГ осуществляется под наркозом. Тем не менее, по сравнению с другими методами ЭЭГ у крыс 5,6, этот подход является неинвазивным.
Наши предварительные результаты подтверждают важность для точной классификации IED маркеров из ЭЭГ для определения раздражающие зон в крыс с фокальной эпилепсией, а также для оценки их отношения с основных механизмов для изъятия начала 11. Кроме того, было показано, что источником ЭЭГ локализации для таких конкретных СВУ показали хорошее соответствие с соответственноective BOLD активации и деактивации области 20.
Наше исследование будет стимулировать использование доклинических моделей для оценки стратегий кровати скамьи кровать, разработанные биомедицинских инженеров. Например, СВУ добыча ныне осуществляется в больницах вручную, что требовало значительного усилия человека. Методология, предложенная в данном исследовании делает это автоматически. Мы предполагаем, что использование этой методологии будет производить аналогичные результаты при применении у пациентов с ГТД. Мы готовим IRB протоколы для оценки этого и других аспектов методологии в человеческом данных.
Кроме того, использование доклинических моделях поможет нам понять возможности и ограничения локализации источника ЭЭГ при эпилепсии 21. Точная оценка источников, лежащих в основе мозга эпилептогенез имеет решающее значение для терапевтических стратегий и хирургического планирования. Кроме того, наличие стандартной платформы для регистрации ЭЭГ у крыс будет полезеноценка эффективности нескольких анти-эпилептических препаратов в доклинических испытаниях. Это первое исследование, в котором эпилептические крыс записываются неинвазивного под наркозом, который откроет новые двери для оценки биомаркеров ЭЭГ эпилепсии. Тем не менее, все методики представлены в данном исследовании продолжается до других экспериментальных условиях и мозговых нарушений. ЭЭГ мини-крышка также может быть использован в других видах грызуна.
В прошлом, лапка стимуляция парадигма у крыс Вистар были использованы для оценки качества и воспроизводимости данных, записанных с ЭЭГ мини-колпачка 2. Кроме того, валидации для реконструкции источника мозга были выполнены из черепа ЭЭГ высокого разрешения одновременно записанной с ламинарным локальных потенциалов поля от крыс Вистар под усов стимуляции парадигмы 22. Эта методика была разработана для крыс линии Вистар, из-за существования атлас МРТ для этой конкретной крыс споезд. Тем не менее, он может быть применен к другим типам грызунов с их стандартным форматом атласа включая мышь 23, Sprague-Dawley крыс через 24 и Paxinos и Watson крыс 25. Кроме того, основные процедуры предлагаемой методики могут быть использованы в любых грызунов доклинических моделей, для которых ЭЭГ является важным модальности. Тем не менее, многие аспекты этой методики, особенно при эпилепсии, особенно тех, которые связаны с ЭЭГ обработки (обнаружения и классификации СВУ). Кроме того, исследователи должны быть осведомлены о надлежащих лекарственных препаратов, используемых для седации в разных случаях. Использование ИФ и dexdomitor в нашем исследовании была тщательно рассмотрены в связи с пониженной воздействия на СВУ. Относительно ЭЭГ, в случае мыши, относительно небольшой площади поверхности кожи головы бы уменьшить количество каналов существенно.
The authors have nothing to disclose.
Авторы хотели бы поблагодарить Педро А. Вальдес Эрнандес, Франсуа Tadel и Ллойд Смит за ценные советы и плодотворного обсуждения. Мы также благодарим Рафаэль Торрес для корректуры.
Data Qcquisition Computer | Hewlett-Packard | Z210 Workstation | |
Dexdomitor | Orion Pharma | 6295000 | Dexmedetomidine hydrochloride |
EEG Analysis Software | The Mathworks Inc. | MATLAB R2011b | |
Brainstorm | Sylvain et al. 2001 | ||
OpenMEEG | Bramfort et al. 2010 | ||
EEG Data Streamer | Tucker-Davis Technologies | RS4 Data Streamer | |
EEG Electrode Paste | Biotach | YGB 103 | |
EEG Preamplifier | BioSemi | Active Two | |
Brain Products | BrainAmp | ||
Tucker-Davis Technologies | PZ3 Low Impedance Amplifier | ||
EEG Processor | Tucker-Davis Technologies | RZ2 BioAmp Processor | |
EEG Recording Software | Tucker-Davis Technologies | OpenEx – OpenDeveloper | |
EEG SCSI Connector | BioSemi | Active Two SCSI Connector | |
Brain Products | D-sub Connector | ||
Tucker-Davis Technologies | Zif-Clif Digital Headstage | ||
High Resolution EEG Mini-cap | Cortech Solutions | DA-AR-ELRCS32 | US patent Application No. 13/641,834 |
Isoflurane, USP | VedcoPiramal Healthcare | NDC 66794-013-25 | |
Isopropyl Alcohol | Aqua Solutions | 3112213 | 90% v/v solution |
Lubricant Ophthalmic Ointment | Rugby | NDC 0536-6550-91 | Sterile |
NaCl | Abbott | 2B8203 | Vaterinary 0.9% Sodium Chroride Injection USP |
Physiology Recording Software | ADInstruments | LabChart 7.0 | |
Physiology Recording System | ADInstruments | PowerLab 8/35 | |
Syringe | Monoject | 200555 | 12cc |