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Medicine

Cérebro Fonte Imaging no rato pré-clínica Todos os modelos de Focal Epilepsia usando de alta resolução EEG Recordings

doi: 10.3791/52700 Published: June 6, 2015

Protocol

Declaração de ética: Todos os experimentos são realizados seguindo as políticas estabelecidas pelo Cuidado e Uso de Animais Comitê Institucional (IACUC) da Universidade Internacional da Flórida (IACUC 13-004).

1. EEG Recordings

  1. Preparação do mini-tampão de EEG
    1. Mergulhe as pontas dos eléctrodos da mini-tampa EEG pelo menos 12 horas em água destilada, com cloreto de 0,2%. Lavar o mini-tampa EEG delicadamente em água destilada. Seque a tampa e os eletrodos no ar.
    2. Mix EEG eletrogel com solução de NaCl 0,9% na proporção de volume de 2: 1. Adicione uma gota de azul de metileno, que vai ajudar a visualizar a pasta de eletrodo no interior dos eletrodos e na pele. Pegue a pasta misturada em uma seringa. Certifique-se de que não há bolhas de ar na seringa. Injectar o gel em cada um dos eléctrodos 32, enchendo-os sem a introdução de quaisquer bolhas de ar. Recomenda-se a injectar a partir do fundo, em vez de no topo. Isto proporciona uma melhor access a cada eléctrodo e reduz a possibilidade de o gel de alastramento.
    3. Ligue EEG e sistema de gravação fisiológica, e abrir o software de gravação correspondente no computador em uso.
  2. Preparação de animal e anestesia
    NOTA: epilepsia crônica foi criado usando um protocolo para FCD 8 em ratos Wistar. A gravação EEG foram realizados em ratos Wistar adultos (8 semanas de idade, 300-400 g).
    1. Grave o peso do rato em uma folha de experiência. Use essas informações para calcular a dose sedativa (DEXDOMITOR 0,25 mg / kg). Induzir a anestesia em ratos com 5% de isoflurano e oxigênio a 100% (1 L / min a 14,7 psi).
    2. Depois de cortar a cabeça do rato, reduzir isoflurano a 2% e mantê-lo durante toda a configuração do mini-tampão de EEG. Verifique reflexos de rato estão ausentes (toe-pitada). Coloque o rato sobre uma almofada de aquecimento no aparelho estereotáxico fixando os canais de orelha usando barras de ouvido. Certifique-se de cone do nariz anestesia é segura.
    3. Um Pply pomada oftálmica lubrificante para cada olho.
    4. Raspar o cabelo extra na cabeça de rato e orelhas usando uma navalha. Evitar qualquer sangramento durante o barbear.
      NOTA: Qualquer cabelo deixado na pele irá produzir ruído nas gravações de EEG. Esfregue a pele do rato com 90% de álcool isopropílico para estimular os vasos sanguíneos e desengordurar a pele.
    5. Coloque um swab solução salina no couro cabeludo e cobri-lo completamente para manter boa condutância da pele até que o mini-tampa EEG está pronto para ser colocado.
    6. Conecte temperatura, respiração e três sondas de eletrocardiograma. Note-se que a temperatura é medida com uma sonda rectal. Monitorar continuamente a fisiologia do rato durante os procedimentos de gravação. Certifique-se de que a temperatura normal é de 37 ° C, faixa de respiração é 30 - 60 respirações por minuto e freqüência cardíaca é de cerca de 350-450 batimentos por minuto.
  3. Procedimentos de gravação
    1. Remova o swab solução salina no couro cabeludo do rato e coloque o preparado EEG mini-cAP na sua pele. Fixar o mini-tampa com faixas de borracha. Inserir uma faixa de borracha na parte da frente do couro cabeludo, geralmente na frente dos olhos, e uma banda na parte de trás do couro cabeludo entre as orelhas e do pescoço. Use um protetor de plástico sob o pescoço para facilitar a respiração normal.
    2. Coloque uma camada de alta condutância eletrodo de pasta em ambos o chão e eletrodos de referência. Colocá-los na respectiva orelha.
      NOTA: O eletrodo de referência pode ser possivelmente colocados em outros locais.
    3. Conecte o mini-tampa EEG para os amplificadores e observar uma visualização da bancada para a impedância do eletrodo. Verifique o desempenho de todos os eletrodos. Para uma gravação de alta qualidade, garantir que o valor da impedância está na gama de 5 - 30 k. Se existem quaisquer eléctrodos ruidosos, proporcionar um melhor contacto com o couro cabeludo, ou movendo-as para dentro do andaime para o couro cabeludo ou injectando mais suavemente em gel a partir do topo do eléctrodo.
    4. Administrar DEXDOMITOR (0,25 mg / kg) intraperitoneally e imediatamente reduzir a taxa de isoflurano para 0%. Se a taxa de respiração não está dentro de 30-60 respirações por minuto gama, começar a aumentar a taxa de isoflurano suavemente. Não exceder o valor de 1% de isoflurano. Monitorar este passo com cuidado, pois a mistura de isoflurano e DEXDOMITOR poderia levar os animais a um estado crítico.
      NOTA: No modelo pré-clínico de epilepsia focal, isoflurano afeta IEDs, enquanto DEXDOMITOR não. Indivíduos com menos de isoflurano tem propriedade epileptogénica mais fraco, ou seja, relativamente menos IEDs podem ser detectados em comparação com outras condições 7,14. A dose DEXDOMITOR é eficaz durante cerca de 2 horas. Assim, para poupar o tempo para o seu efeito, a preparação foi levada a cabo sob isoflurano.
    5. Realizar gravações de EEG. Depois da gravação, marcar as posições dos três círculos salientes da mini-tampão de EEG em cima da pele através da inserção de uma caneta de cor dentro deles antes da mini-tampão EEG é removido. Use-os como pontos de referência para MRI co-registo. Tire uma foto da cabeça do rato com os pontos de referência. Coloque o rato de volta para dentro da gaiola e monitorá-lo até a recuperação completa do efeito de DEXDOMITOR.
      NOTA: Neste experimento, cor vermelha (cor verde oponente) foi usado para distinguir as posições de eletrodo (verde). No entanto, é recomendado o uso de outras cores (roxo / verde) se pequenas manchas hemorrágicas são observados na pele.

Figura 1
Figura 1. Uma imagem do mini-tampão de EEG colocado em um rato em particular.

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2. Cérebro fonte de imagem

  1. Classificação IED
    NOTA: A detecção de IED e classificação é realizada utilizando códigos de auto-desenvolvido em MATLAB com base noestudo anterior 15. Este software estará disponível mediante solicitação.
    1. Descarte canais ruidosos inspecionando visualmente os marcadores de EEG. Remover artefactos ECG utilizando um método automático para a subtracção de forma de onda periódica, que se baseia em um molde e uma análise de correlação.
      NOTA: Normalmente, o experimentador que registrou o EEG partes da folha experimental escrita para as informações do canal má observado com base nos valores de impedância. Software para remover artefatos de ECG também estará disponível mediante solicitação.
      Figura 2
      Figura 2. Um exemplo do traçado EEG mostrando diferentes tipos de IEDs. A caixa vermelha indica um tipo de IEDs.
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    2. Aplicar um filtro passa-banda com freqüências de corte de 3-150 Hz e um entalhefiltro para remover a freqüência da linha (60 Hz em geral e 50 Hz em alguns países) off-line componente.
    3. Detectar dois tipos de IEDs (picos e Sharp-ondas). Picos e Sharp-ondas constituem grandes eventos elétricos de 20-70 ms e 70-200 ms de duração, respectivamente. Portanto, após a aplicação de um respectivo filtro passa-banda (frequências de corte de 15 - 50 Hz para picos e 5-15 Hz para Sharp-ondas), os IEDs são detectados com base na amplitude limiares 15.
      NOTA: Os limites são definidos automaticamente para 4σ como sugerido no estudo anterior para a atividade multiunit 15. Aqui, σ é um desvio padrão estimado do sinal filtrado-passa-banda, σ = {mediana | sinal filtrado | / 0,6745}.
    4. Sub-classificar picos e ondas afiadas em diferentes clusters. As características distintivas de diferentes picos e Sharp-ondas são extraídos usando transformada wavelet 15. Eles são sub-classificados em vários clusters usando k-médias,eo ideal número de cluster k é determinado usando silhueta.
    5. Calcular a média dos sinais de sub-classificadas na mesma cluster. Os sinais de EEG médios para cada sub-tipo IED irá ser utilizado para análise da origem de cérebro.
  2. Modelo de volume condutor
    NOTA: Para as seguintes seções, o software de fonte aberta, Brainstorm 12, será usado com o atlas de ressonância magnética para ratos Wistar 9. No entanto, a MRI do rato indivíduo também pode ser utilizado para gerar o modelo de volume condutor, se disponível. O atlas MRI 9 pode ser baixado em http://www.idac.tohoku.ac.jp/bir/en/ . Este site fornece o atlas como formato NIfTI seção "Wistar Rat MRI Atlas" sob, e pode ser acessíveis após o registro. O software necessário para pré-processamento pode também ser encontrado neste site.
    1. MRI de entrada e de superfície do cérebro para o software 12.
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    2. Gerar superfície da cabeça com a configuração padrão.
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    3. Gerar couro cabeludo e superfícies crânio interiores / exteriores com base em MRI para o campo chumbo 12 computação.
      NOTA: A resolução dos vértices influencia a precisão da fonte de estimativa, mas grande número de vértices resultados em alta complexidade computacional. Número recomendado de vértices de cada camada é de 642 para precisão aceitável com complexidade computacional justo. A espessura do crânio pode ser verificado a partir da ressonância magnética, e no caso de o atlas de ressonância magnética, ele é de aproximadamente 1 mm. Depois de inserir valores acima no software, triângulo face-vértice correspondente malhas será criado para cada superfície.
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    4. Verifique a orientação e localização de cada superfície em relação ao IRM utilizando a opção de visualização. Modificar em consequência, se todas as superfícies não são co-registrada 12.
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    5. Usando a imagem de cabeça de rato adquirida em 1.3.5. co-registar as posições dos três pontos de referência (R1, R2 e R3) na ressonância magnética. Use os pontos de grade dos pontos de referência como sendo feitas para generate as posições dos eletrodos como eletrodos são fixados no cadafalso (Figura 3B).
      Figura 3
      Figura 3. imagem de cabeça (A) Rat usado para obter posições de eletrodos e (b) o diagrama de mini-tampa EEG com o sistema de coordenadas. Pontos vermelhos em (A) indicar os pontos de referência mencionadas no 1.3.5. que correspondem aos números vermelhos em (B). Além disso, as marcas em verde (A) representam as posições dos eléctrodos 32, e que correspondem aos números no azul (B).
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    6. Gerar N × matriz posição 3 eletrodo com base nos três pontos de referência. Aqui, N é o número de canais (N = 32) e a coluna representa o correspondente x, y, e z valores de coordenadas.
      NOTA: O mini-tampa EEG é um andaime rígida. Por conseguinte, uma vez que as três grelhas de referência (R1, R2, e R3) são obtidos, a posição dos eléctrodos são ajustados automaticamente. O usuário só precisará redefinir os valores-Z em uma maneira que o mini-tampa está devidamente projetado no couro cabeludo. As grades ponto N pode ser numerado sequencialmente, conforme ilustrado na Figura 3B números azuis. O andaime padrão para o mini-tampão de EEG está disponível comercialmente (Tabela de Materiais). O software para co-registro também está disponível para a comunidade.
    7. Introduza o arquivo gerado canal.
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    8. Mostrar e confirmar a localização de todos os eléctrodos. Modificar quaisquer eléctrodos extraviado 12. O sistema final de coordenadas para o electroposições de deverá coincidir com o sistema de coordenadas utilizado para as superfícies acima mencionadas.
      NOTA: As superfícies criadas podem ser inspeccionadas visualmente no uma ressonância magnética, usando a opção de visualização, E então, uma superfície selecionado será exibido como linha amarela na MRI "Registro de MRI Verifique MRI / Registro de superfície.". Além disso, os três pontos de referência e as posições dos eléctrodos 32 pode ser exibido no MRI, selecionando a opção da caixa de ferramentas, "Sensores indicados MRI Viewer." Os locais podem ser inspeccionados visualmente por comparação das distribuições baseadas no olhos e ouvidos locais do rato ( A Figura 4).
      Figura 4
      Figura 4. atlas (A) de ressonância magnética com superfície co-registrada cérebro (linha amarela), (B) o modelo de volume condutor criado com os alinhados 32 eletrodos e três marcos (pontos vermelhos), e atlas (C) com MRI co-registo ref grade erence R1.
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  3. Fonte Imagiologia Cerebral
    1. Calcule matriz campo chumbo 13. Introduzir os valores de condutividade que satisfazem a relação de pele, crânio e cérebro como 1: 1/80: 1. Obter o campo matriz de chumbo com base no modelo de volume condutor, e as posições dos eléctrodos criadas em 2.2.
      NOTA: A caixa de ferramentas 12 oferece a interface com o outro software para calcular BEM 10. Por conseguinte, apenas os valores de condutividade são necessários como entrada.
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    2. Os sinais de entrada médios de EEG para cada sub-tipo de IED armazenados em 2.1.4.
      "Src =" / files / ftp_upload / 52700 / 52700vis7.jpg "/>
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    3. Obter solução sLORETA 13 a partir da matriz de chumbo campo computadorizada e os sinais EEG de entrada. Ao seleccionar o método de estimação opção fonte, a solução inversa pode ser obtido 12.
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    4. Traçar as fontes estimadas.

Representative Results

Uma vez que todos os procedimentos sejam devidamente preenchido, fontes estimadas podem ser visualizados na superfície do cérebro do modelo pré-clínico. A Figura 5 mostra as fontes estimados a partir de um determinado sub-tipo de picos (superior) e Sharp-ondas (inferior) de IEDs. Além disso, a Figura 6 mostra como as mudanças de distribuição fonte em intervalos de tempo sequenciais durante um estabelecimento apreensão. Estes resultados suportam a capacidade de as metodologias propostas para gravar de alta resolução EEG em ratos com epilepsia focal e para conduzir a análise de origem utilizando o EEG registrado.

Visual 6

Figura 5. estimado locais de origem cérebro de IEDs com relação a diferentes grupos em pontos (topo) e Sharp-ondas (em baixo). (A) de séries temporais, (B) topografia EEG, e (c) atual corticais azedoces. A avaliação é realizada a um tempo específico, marcado com uma linha vertical vermelho em (A).
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Visual 6
Figura 6. fontes cerebrais estimados durante a apreensão. Os instantes de tempo são marcados como linhas verticais vermelhas.
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Discussion

Uma nova metodologia para registro multicanal de forma não invasiva EEG em um modelo pré-clínico particular de epilepsia focal é descrita. As indicações para os procedimentos de registo e análise, com dicas experimentais específicos, são fornecidos. Não foram fatores-chave a considerar a obtenção de resultados bem-sucedidos. Em primeiro lugar, para as gravações de EEG, a obtenção de sinais de alta qualidade é essencial. Viscosidade adequada da pasta de EEG deve ser aplicada para cada eléctrodo durante a preparação de mini-tampão, e cabeça e o cabelo do ouvido do rato deverá ser completamente removido durante o barbear. Verificação de impedância é o passo mais importante para confirmar a qualidade de gravações de EEG. Em segundo lugar, para geração de imagens fonte cérebro, gerando adequado modelo de volume condutor é crucial. Cada superfície deve ser co-registrada. Além disso, as posições de eléctrodos gerado deve ter uma distância mínima de erro a partir das localizações dos eléctrodos reais no couro cabeludo do rato.

Mesmo que esse manuscrito introduz fonteprocedimentos de análise utilizando Brainstorm 12, que pode ser realizado utilizando outros softwares abertos 16,17 e 18,19 produtos comerciais. Além disso, além sLORETA 13, outras soluções inversas, como vários modelos de dipolo e Beamformer pode ser aplicada 4.

Uma limitação dessa abordagem é que a análise de comportamento não pode ser conduzida desde a gravação EEG é realizado sob sedação. No entanto, em comparação com os outros métodos para registo de EEG em ratos 5,6, esta abordagem é invasiva.

Nossos resultados preliminares sugerem a importância para uma classificação precisa de marcadores de IED de gravações de EEG para determinar as zonas irritativos em um rato com epilepsia focal, bem como para avaliar a sua relação com os mecanismos subjacentes para a iniciação apreensão 11. Além disso, demonstrou-se que a localização da fonte de EEG específicas para tais IED mostrou uma boa correspondência com a respativação e desativação regiões BOLD caz 20.

Nosso estudo vai estimular a utilização de modelos pré-clínicos para avaliar as estratégias cama-banco-cama desenvolvidos por engenheiros biomédicos. Por exemplo, a extração de IED hoje é realizada em hospitais manualmente, o que exigiu um esforço humano considerável. A metodologia proposta neste estudo faz isso automaticamente. Nós supomos que a utilização desta metodologia irá produzir resultados semelhantes quando aplicada a doentes com FCD. Estamos a preparar protocolos IRB para a avaliação deste e de outros aspectos da metodologia no conjunto de dados humana.

Além disso, a utilização de modelos pré-clínicos nos ajudará a entender as capacidades e limitações do EEG localização de fontes na epilepsia 21. Estimativa precisa das fontes cerebrais subalterno epileptogenesis é crucial para as estratégias terapêuticas e planejamento cirúrgico. Além disso, ter uma plataforma padrão para registo de EEG em ratos serão úteis paraa avaliação da eficácia de várias drogas anti-epilépticas em ensaios pré-clínicos. Este é o primeiro estudo no qual ratos epilépticos são registradas de forma não invasiva sob sedação, o que abrirá novas portas para a avaliação dos biomarcadores de EEG para a epilepsia. No entanto, toda a metodologia apresentada neste estudo é extensível a outras condições experimentais e distúrbios cerebrais. O mini-EEG tampão pode também ser usado em tipos de outro roedor.

No passado, um paradigma da estimulação pata em ratos Wistar foi usado para avaliar a qualidade e reprodutibilidade dos dados registados com o mini-tampão de EEG 2. Além disso, validações para a reconstrução fonte cérebro foram realizados a partir de alta resolução EEG crânio simultaneamente gravado com laminares potenciais de campo locais de ratos Wistar, sob o paradigma de estimulação suiça 22. Esta metodologia foi desenvolvida para ratos Wistar, devido à existência de um atlas de ressonância magnética para este rato, em particular strem. No entanto, ele pode ser aplicado a outros tipos de roedores com o seu formato padrão de atlas, incluindo ratinho, 23 ratos Sprague-Dawley, 24 e Paxinos e Watson ratos 25. Além disso, os procedimentos fundamentais da nossa metodologia proposta pode ser usado em qualquer de roedores modelos pré-clínicos para os quais o EEG é uma modalidade importante. No entanto, muitos aspectos desta metodologia são particularmente para a epilepsia, especialmente aqueles relacionados ao EEG pré-processamento (detecção e classificação IED). Além disso, os pesquisadores devem estar cientes de medicamentos adequados utilizados para sedação em diferentes casos. O uso de isoflurano e DEXDOMITOR em nosso estudo foi cuidadosamente considerado, devido ao impacto reduzido sobre IEDs. Quanto EEG, no caso de rato, relativamente pequena área da superfície do couro cabeludo poderia reduzir consideravelmente o número de canais.

Disclosures

Não há conflitos de interesse declarados.

Acknowledgments

Os autores gostariam de agradecer a Pedro A. Valdes Hernandez, Francois Tadel, e Lloyd Smith por seus valiosos conselhos e discussão frutífera. Agradecemos também a Rafael Torres para a leitura de prova.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Data Acquisition Computer Hewlett-Packard Z210 Workstation
Dexdomitor Orion Pharma 6295000 Dexmedetomidine hydrochloride
EEG Analysis Software The Mathworks Inc. MATLAB R2011b
Brainstorm Sylvain et al. 2001
OpenMEEG Gramfort et al. 2010
EEG Data Streamer Tucker-Davis Technologies RS4 Data Streamer
EEG Electrode Paste Biotach YGB 103
EEG Preamplifier BioSemi Active Two
Brain Products BrainAmp
Tucker-Davis Technologies PZ3 Low Impedance Amplifier
EEG Recording Software BioSemi ActiView
EEG Recording Software Tucker-Davis Technologies OpenEx - OpenDeveloper
EEG SCSI Connector BioSemi Active Two SCSI Connector
Brain Products D-sub Connector
EEG Processor Tucker-Davis Technologies RZ2 BioAmp Processor
Tucker-Davis Technologies Zif-Clif Digital Headstage
High Resolution EEG Mini-cap Cortech Solutions DA-AR-ELRCS32 US patent Application No. 13/641,834
Isoflurane, USP VedcoPiramal Healthcare NDC 66794-013-25
Isopropyl Alcohol Aqua Solutions 3112213 90% v/v solution
Lubricant Ophthalmic Ointment Rugby NDC 0536-6550-91 Sterile
NaCl Abbott 2B8203 Vaterinary 0.9% Sodium Chroride Injection USP
Physiology Recording Software ADInstruments LabChart 7.0
Physiology Recording System ADInstruments PowerLab 8/35
Syringe Monoject 200555 12cc

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

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Bae, J., Deshmukh, A., Song, Y., Riera, J. Brain Source Imaging in Preclinical Rat Models of Focal Epilepsy using High-Resolution EEG Recordings. J. Vis. Exp. (100), e52700, doi:10.3791/52700 (2015).More

Bae, J., Deshmukh, A., Song, Y., Riera, J. Brain Source Imaging in Preclinical Rat Models of Focal Epilepsy using High-Resolution EEG Recordings. J. Vis. Exp. (100), e52700, doi:10.3791/52700 (2015).

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