Summary
Traffico Receptor modula la segnalazione e la cellula di risposta ai ligandi ed è, a sua volta, sensibile alle condizioni di cellulari, tra cui la segnalazione ligando-indotta. Qui, descriviamo una tecnica potente e flessibile per la valutazione quantitativa farmaco-indotta traffico recettoriale utilizzando immunomarcatura e analisi colocalizational.
Introduction
Recettori, soprattutto G recettori accoppiati alle proteine (GPCR), sono regolarmente vittime della tratta intracellulare, da e verso la superficie cellulare 1. Questi processi complessa orchestrati e strettamente controllate dettano complementi recettori disponibili cellule 'e regolano l'attività del recettore temporali, la desensibilizzazione, e risensibilizzazione 2-4. È importante sottolineare che questi processi sono sensibili agli ambienti cellulari tra cui l'attività del recettore indotta da farmaci o di inattività. Cioè, le azioni di ligandi dei recettori possono alterare traffico intracellulare di tali recettori, alterando così la risposta delle cellule. In questo modo, leganti esterni esercitano ancora più effetti sulla funzione delle cellule, anche al di là classiche cascate 5,6 messenger-to-effettori.
Esaminando tali cambiamenti nel traffico recettoriale indotta è difficile. Tutte le tecniche disponibili prevedono limitazioni. Saggi di protezione biotina sono stati utilizzati per monitor recettori superficiali popolazioni. Questi recettori sono biotinilati e timecourse di immunoprecipitazione viene eseguita per quantificare la riduzione recettori biotinilati nel tempo. Questa tecnica controlla essenzialmente la progressiva degradazione di una iniziale, etichettati, popolazione di recettori 7, ed è molto utile nella costruzione andamenti temporali di questo processo. Purtroppo, questo test è in grado di monitorare qualsiasi processo diverso degradazione del pool originale di recettori quali internalizzazione, il riciclaggio, o nuovi recettori. Inoltre, l'aggiunta di un anticorpo nell'intervallo 150kDa ad un recettore nell'intervallo 50kDa può alterare il traffico del recettore 8,9, e questa tecnica può essere difficile da usare con recettori basso livello di espressione.
Altre procedure utilizzano vari metodi per identificare intracellulari comparti di traffico (ad esempio, endosomi, etc.) e valutare la loro colocalizzazione con i recettori di interesse. Questo include l'use dei sistemi eterologhi esprimono fluorescente proteina-tagged costrutti chimerici dei recettori e marcatori vano (GTPasi esempio, Rab-familiari). Ciò consente potenzialmente l'uso di live-cell imaging, eliminando le questioni relative alla fissazione e permeabilizzazione. Mentre potente, tale strategia soffre delle stesse limitazioni dei sistemi eterologhi in generale: effetti della modifica e del livello di espressione sul traffico di comportamento e di incompatibilità con tipi di cellule più rappresentativi fisiologicamente. Più comunemente, i coloranti vengono usati per etichettare facilmente compartimenti intracellulari (ad esempio, lisosomi, apparentemente) 10. Coloranti, tuttavia, possono mancare di specificità (tutti organuli acidi nel caso dei coloranti per lisosomi) e non valutare il traffico attraverso altri comparti. Tuttavia, queste tecniche consentono un notevole controllo sul sistema e le condizioni sperimentali e possono beneficiare di metodi di analisi colocalization presentati qui di seguito.
Il metodo we presente qui raffina il monitoraggio del traffico dei recettori per colocalizzazione. Utilizzando immunocitochimica (ICC) per etichettare marcatori appropriati, è possibile identificare più compartimenti intracellulari distinti. Questo consente anche l'uso di fisiologicamente rilevanti colture cellulari primarie in luogo dei sistemi eterologhi. Questo protocollo ICC prevede che fissa i cellule di interesse prima di etichettatura; questo permette etichettatura a timepoint specifica seguente trattamento farmacologico (s). Questo produce un 'istantanea' di associazioni recettore scomparti globali in quel timepoint. Con diversi momenti, una timecourse di cambiamenti di traffico può essere costruito.
In breve, le cellule sono trattati con farmaci, etichettati per il recettore e compartimento intracellulare di interesse, confocally ripreso, e le fotomicrografie vengono analizzati per quantificare matematicamente colocalizzazione del recettore e vano 11. Nel nostro uso, abbiamo esaminato la colocalizzazione di un recettore con Rab5, Rab11, e-lisosomiale associata proteine di membrana 1 (LAMP1). Questi marcatori identificano endosomi precoci, endosomi riciclaggio, e lisosomi, rispettivamente. Queste misure colocalizzazione agiscono come proxy per i processi generali della internalizzazione, riciclaggio, e il degrado 12.
Come con tutte le tecniche, devono essere considerate alcune limitazioni. A causa della necessità di immagine ogni singolo neurone analizzato, questa tecnica può diventare molto laborioso a seconda del numero di condizioni e timepoints coinvolti. Tutti immunomarcatura deve inoltre vedersela con gli effetti sulla ultrastruttura cellulare, la localizzazione delle proteine, e l'accessibilità epitopo causati dalla fissazione e permeabilizzazione 13.
Anche se inizialmente ottimizzato per l'uso con colture primarie di neuroni sensoriali primarie, questo metodo è ampiamente compatibile con altri modelli di coltura monostrato placcato.
L'uso di un measur matematicamente quantificatoe di colocalizzazione è, in particolare, molto più metodologicamente rigorosa rispetto alle tecniche precedenti utilizzati per valutare i cambiamenti del traffico dei recettori, che hanno spesso invocato, misure soggettive vaghi come visivamente ispezionati sovrapposizioni multicanale 14.
Questa tecnica è particolarmente utile per la sua ampia compatibilità con interventi in vivo (prima generazione coltura primaria), interventi in vitro (durante la crescita coltura), e vari etichettatura obiettivi 15. Come tale, può essere adattata a molte domande di ricerca differenti.
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Protocol
Nota: Questo protocollo è ampiamente compatibile con vari modelli monostrato placcato cellule / tessuti cultura, i regimi di trattamento di droga, e gli obiettivi in materia di etichettatura. Così in uso, molti parametri specifici variano in base al design sperimentale. Qui, i riferimenti a questi parametri definiti dall'utente sono generici. Esempio condizioni, usati per ottenere i risultati rappresentativi, sono riportate in corsivo.
1. Soluzioni
- Preparare tampone di lavaggio mescolando 0.1M Tris-Buffered ipertonica (300 mm) Saline e 0,05% polisorbato 20; pH 7.4 a RT.
- Preparare tampone di bloccaggio. Per 0,05 M Tris-Buffered ipertonica (300 mm) Saline aggiungere 0,05% polisorbato 20, 3% albumina sierica bovina (BSA) e 0,1% pesce freddo pelle gelatina e regolare il pH a 7,4 a temperatura ambiente.
- Preparare diluente aggiungendo 0,05% polisorbato 20, 1% di BSA, 0,1% pesce freddo pelle gelatina di 0,05 M Tris-Buffered ipertonica (300 mm) Saline e regolare il pH a 7,4 a 4 ° C.
Nota: Il pH del buffer Tris è dipendente dalla temperatura. Cioè, un cambiamento di temperatura cambierà il pH della soluzione. Per coerenza, questi buffer devono essere sempre pH regolato alla temperatura alla quale saranno utilizzati.
Culture 2. Cella
Nota: i protocolli di colture cellulari adeguate variano in base al tipo di cellule (s) utilizzato. Tali procedure devono essere ottimizzate separatamente. Dettagliate metodologie di coltura cellulare sono facilmente disponibili, di cui 16. Una procedura simile è stato utilizzato per ottenere i risultati rappresentativi, con le notevoli differenze:
- Cultura gangli spinali neuroni di animali adulti come descritto 12. Utilizzare crescita media degli adulti-neurone a coltura le cellule. Ridurre la densità delle cellule gliali da preplating, piuttosto che il glutammato. Ciò si traduce in una cultura neurone gliali mista coltivate su 12-rotonde coprioggetto di vetro con almeno 30-60 per piastra neuroni e cellule gliali accompagnamento diventato approximately 40% di confluenza. Va osservato che i neuroni in coltura primaria non replicare e sarà spinto fuori della piastra da glia co-coltura se la glia possono crescere eccessivamente. Per evitare di compromettere i neuroni, la riduzione fisica dei numeri gliali è preferibile metodi farmacologici chimici /.
Nota: Ai fini del presente protocollo, si assume che le cellule di interesse sono coltivate a loro sperimentalmente desiderato Stato e monostrato placcato. Troviamo che placcatura su 12 per tutto l'coprioggetto di vetro in 24 pozzetti per essere più conveniente. Tutti i volumi e le procedure descritte sono adatte per un vetrino in un pozzetto di una piastra ben 24.
3. Il trattamento con farmaci delle cellule in coltura
Nota: Multiple sequenziale, o sovrapposte, trattamenti farmacologici sono possibili. I farmaci, le dosi / concentrazioni e durate di esposizione utilizzata dipenderà l'esperimento specifica.
- Rimuovere il mezzo di crescita originale 16 Nota: È importante che ciascun replicato indipendente (generalmente una singola coltura in piastra a 24 pozzetti) contengono la stessa condizione di controllo comune. Questo permetterà la normalizzazione dei dati attraverso repliche, che corregge la variabilità inter-trial.
- Incubare le cellule in condizioni di crescita originarie 16 per 48 ore.
- Per trattamenti farmacologici successivi, ripetere i punti 3.1 e 3.2 con deltorfina 1 micron, SNC80 1 micron, o il veicolo e incubare per 60 minuti 12. Solubilizzare deltorfina II in acqua e solubilizzare SNC80 a 10 mM in 40 mM HCl e ultrasuoni, diluito a 1 mM in acqua.
Nota: Questo protocollo assume il farmaco (s) sono stati solubilizzati in modo che essi possono essere sciolti alla concentrazione (s) desiderata nel mezzo di crescita prescelto. Procedure appropriate pertale solubilizzazione varierà a seconda del farmaco in questione e deve essere ottimizzato separatamente. - Lavare le cellule delicatamente, tre volte, con ~ 1 ml di tampone di lavaggio per lavaggio. Eseguire ogni lavaggio aspirando delicatamente il liquido dal pozzetto, poi prontamente e dolcemente, riempimento pozzo con soluzione fresca, come desiderato (in questo caso con tampone di lavaggio).
4. Fissazione e Immunocitochimica
Nota: Gli obiettivi specifici in materia di etichettatura variano da esperimento. Nel nostro uso, abbiamo etichettato recettori oppioidi delta (DOR) e Rab5, Rab 11, e LAMP1, come discusso. Gli anticorpi specifici utilizzati dipenderà l'esperimento specifico. Condizioni ottimali di etichettatura dipendono l'anticorpo specifico (i) utilizzati. Una discussione molto più ampia di questo argomento è al di sotto.
- Fissare le cellule mediante immersione in ~ 300 microlitri 4% paraformaldeide in 0,1 M tampone fosfato per 10 min a 37 ° C.
Nota: E 'importante che il para 4%formaldeide essere preparata a causa della autofluorescenza causati dall'uso di paraformaldeide precedentemente congelati. - Lavare le cellule delicatamente, 3 volte, con ~ 1 ml di tampone di lavaggio per lavaggio, come descritto al punto 3.3.
- Incubare le cellule in 300 microlitri tampone di bloccaggio per 2 ore a temperatura ambiente.
- Incubare le cellule con anticorpi primari in 300 ml di diluente per 48 ore a 4 ° C. Nel nostro uso, anticorpi primari contro DOR (coniglio anti-DOR) e uno di: Rab5 (topo anti-Rab5), Rab 11 (topo anti-Rab11), e LAMP1 (capra anti-LAMP1).
- Lavare le cellule delicatamente, tre volte, con ~ 1 ml di tampone di lavaggio per lavaggio, come descritto al punto 3.3.
- Incubare le cellule con anticorpi secondari coniugati con differenti fluorofori (vedere discussione seguente) in 300 ml di diluente per 1 ora a RT. In questo, e tutti i passaggi successivi, proteggere le cellule dalla luce. Per ottenere i risultati rappresentativi, utilizzare verde emettitori anti-coniglio fluoroforo coniugato e either un fluoroforo-coniugato anti-topo rosso luminescente o rosso-emitting fluoroforo coniugato anti-capra.
- Lavare le cellule delicatamente, 3 volte, con ~ 1 ml di tampone di lavaggio per lavaggio, come descritto al punto 3.3.
- Togliere i coprioggetti 12-round da 24 pozzetti lasciando ~ 1 ml di tampone di lavaggio in ogni pozzetto, tenendo la piastra a ~ 45 °, e leva il vetrino fuori del pavimento pozzetto utilizzando una pinza sottile. Il coprioggetto arriverà a riposo contro il muro pozzo, da dove può essere facilmente rimosso con le pinze.
- Montare il coprioggetto, cell-side-down, su vetrini da microscopio con l'anti-fading mezzo di montaggio.
5. Impostazioni microscopio
- Utilizzando un obiettivo ad alto ingrandimento (100X), prima di individuare una cella rappresentante di essere ripreso con epifluorescenza.
- Configurare le impostazioni di cattura dell'immagine per registrare le immagini TIFF non compresso a 8-bit di ciascun canale con etichetta (per il rilevamento di ogni fluoroforo utilizzato ad esempio, 488 nm e 594 nm), per ogni immagine sequenzialmente canale (o per riga o telaio), e da 4 a 6 scansioni medi per l'immagine finale. Risoluzione dell'immagine ottimale sarà specifico per microscopio, ma 1024 x 1024 produce in genere buoni risultati.
- Passare al percorso confocale e concentrarsi ad un piano z attraverso il centro della cella.
- Ottimizzare pinhole (tipicamente 1 unità Airy), potenza del laser, e tensione del tubo fotomoltiplicatore (guadagno) e offset per ciascun canale. Salvare / registrare queste impostazioni. Utilizzare le stesse impostazioni del microscopio per l'imaging tutte le cellule etichettate per ogni data coppia di destinazione nella stessa replica.
Nota: Questo processo di solito provoca photobleaching sufficiente che questa cellula non dovrebbe essere ripreso per l'analisi.
6. Imaging
- Utilizzando un obiettivo alto ingrandimento (es 100X), prima localizzare una cella da acquisire con epifluorescenza.
- Passare al percorso confocale e concentrarsi ad un piano z attraverso il centro della cella. IOf disponibili, utilizzare software di zoom / coltura per limitare l'area di scansione per la cella di interesse.
- Catturare immagini per ogni canale con etichetta con le impostazioni stabilite in precedenza. Ripetere i passaggi 6,1-6,3 per immagine 15 o più cellule per condizione per replica per assicurare un campione sufficiente.
7. Colocalizzazione Analisi
- Aprire la coppia di immagini (ad esempio, 'verde' e 'red') di una cella in ImageJ. Utilizzare le Immagini> Colore> Unisci canali ... comando per generare un'immagine RGB.
- Disegna una selezione attorno alla cella di interesse. Utilizzare il ImageJ plugin "PSC Colocalizzazione" (11, disponibile da https://www.cpib.ac.uk/tools-resources/software/psc-colocalization-plugin/) per quantificare colocalization degli obiettivi nella cella selezionata.
- Registrare la misura colocalizzazione desiderata (in genere di Pearson r 17). Ripetere i passaggi 7,1-7,3 per ogni cella ripreso. 8. Normalizzazione dei dati
- Calcolare la media dei valori rilevati colocalizzazione delle condizioni di controllo comuni di ciascuna replica di ciascuna condizione etichettatura.
Nota: per esempio, la media dei valori colocalizzazione di neuroni nel "veicolo di 48 ore, 60 minuti veicolo" condizione di droga in ciascuno dei 3 repliche indipendenti in ciascuna delle 3 condizioni di etichettatura (recettore e ciascuno dei 3 scomparti). - Moltiplicare i mezzi di (-1) per ottenere l'offset per ogni replica in tutte le condizioni di etichettatura. Aggiungere l'offset per ogni replica in ogni condizione di etichettatura per ogni valore colocalizzazione in quella replica.
Nota: Questo normalizzare i dati in modo che la misura colocalizzazione media per la condizione di controllo comune è 0 in ogni copia di ogni condizione di etichettatura. - Pool i dati di tutte le repliche di ogni condizione di etichettatura.
Nota: le modifiche in colocalization ora possono essere analizzati attraverso repliche. Anale statisticaYsis dipenderà disegno sperimentale, ma in genere comporta analisi della varianza (ANOVA) seguita da opportune prove post-hoc (ad esempio, Tukey). Per le risorse statistici, si veda ad esempio, 18.
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Representative Results
Utilizzando questa tecnica, è possibile quantificare i cambiamenti nel recettore traffico post-internalizzazione seguenti due trattamenti farmacologici cronici / prolungata e acuta. Dopo trattamenti farmacologici, di fissazione, e l'etichettatura, ad alta risoluzione fotomicrografie due canali vengono acquisite di ogni cellula di interesse. Immagini rappresentative possono essere combinati con falsi colori colocalization per generare figure illustrative (Figura 1). Analisi colocalizational successive, come descritto, dare punteggi quantitativi di colocalizzazione target di destinazione (ad esempio, marcatore recettore vano). Questi dati possono poi essere utilizzati per confrontare le modifiche in, in questo caso, il traffico recettoriale indotta dal trattamento farmacologico (s) (figura 2).
Figura 1. microfotografie rappresentativi di etichettatura dei recettori e il vano-marcatore con falmappe colocalizzazione se-colore. Colture primarie di gangli spinali neuroni sensoriali sono stati esposti a prolungato (48 ore) ed acuta (1 ora) trattamenti farmacologici (etichette asse a sinistra). Solo una condizione prolungata è indicata come risultati rappresentativi. Le cellule sono state poi immunolabeled per i recettori oppioidi delta (DOR) e un indicatore di endosomi di riciclo (Rab 11) con distinte primaria-secondaria (fluoroforo coniugato) coppie di anticorpi (etichette dell'asse top). Le cellule sono stati ripresi da due canali di microscopia confocale sequenziale (colonna di sinistra, colonna centrale). Immagini rappresentative mostrano i due obiettivi etichettati in due neuroni. Un neurone è stato trattato con morfina prolungato seguito da veicolo acuta (superiore). L'altro neurone è stato trattato con morfina prolungato seguito da deltorfina acuta II (DELT, un agonista DOR; bottom). Oltre alle successive analisi colocalizational quantitativa, queste immagini rappresentative sono state elaborate per generare mappe colocalizzazione falsi colori (colonna di destra). Bar Scala show 10 micron. Adattato da 12 a norma del CC BY-NC 3.0. Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.
Figura 2. punteggi colocalizzazione quantitativi possono essere utilizzati per confrontare i cambiamenti nel traffico dei recettori post-internalizzazione. Colture primarie di gangli spinali neuroni sensoriali sono stati esposti a prolungato (48 ore) e (1 ora) trattamenti farmacologici acuti (etichette asse X). Solo una condizione prolungata è indicata come risultati rappresentativi. Le cellule sono state poi immunolabelled per DOR e marcatori di endosomi precoci, endosomi di riciclo, e lisosomi. Dopo punteggi colocalizzazione di imaging sono stati determinati, normalizzato, e aggregati con 3-4 repliche indipendenti. I dati sono stati analizzati mediante analisi a due dimensioni della varianza (ANOVA) con HSD post-hoc di Tukey. I dati sono presentati come media intervallo di confidenza +/- 95%. * Denota p <0.05. Come è evidente, questa tecnica ha permesso l'individuazione di cambiamenti nella DOR traffico post-internalizzazione indotti dal trattamento acuto con deltorfina II, ma non SNC80 (due diversi agonisti DOR). Adattato da 12 a norma del CC BY-NC 3.0. Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.
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Discussion
Abbiamo ottimizzato questo protocollo per l'analisi delle colture primarie di neuroni adulti gangli delle radici dorsali (neuroni sensoriali primarie). Può anche essere utilizzato, con poche o nessuna modifica, per le cellule in coltura monostrato placcato ampiamente. L'analisi colocalizational è possibile anche in fette di tessuto e di altre tali preparati 11, tuttavia i componenti di trattamento farmacologico e il fissaggio del tessuto / preparazione non sarebbe appropriato.
Di interesse, i metodi ICC presentati qui possono anche essere utilizzati, con fissaggio appropriato e preparazione del tessuto, effettuare doppio etichettati immunoistochimica in fettine di tessuto, indipendentemente dalla successiva analisi (ad esempio, 19).
Questo protocollo è ampiamente compatibile con diversi target di etichettatura. Ogni vetrino di cellule placcato sarà doppio etichettati. Tipicamente, questo sarà per il recettore di interesse e un marcatore di uno dei vani di interesse. Làsarà in genere più condizioni di etichettatura, al fine di esaminare colocalizzazione del recettore a comparti multipli differenti.
Gli anticorpi sono intrinsecamente variabile. Protocolli di etichettatura appropriate varieranno tra anticorpi diversi. Questo include adeguate concentrazioni di anticorpi, ricette tampone, e momenti. Va inoltre notato che lotti diversi dello stesso anticorpo sono meglio considerati anticorpi diversi. Come tali, i metodi di etichettatura e specificità dell'anticorpo dovrebbero essere convalidati, se necessario ottimizzati, per ogni combinazione di anticorpo e tessuto bersaglio. I metodi utilizzati qui sono un utile punto di partenza. Durante la convalida di etichettatura, è importante effettuare controlli appropriati: questo include campioni processati senza l'aggiunta di anticorpi secondari (da controllare per autofluorescenza) e senza anticorpi primari (per controllare per l'etichettatura secondario non specifico).
Ci sono molti fattori che influenzano laprogettazione di metodi di etichettatura. Alcune considerazioni di nota che interessano i metodi qui presentati includono l'uso di buffer Tris, soluzione salina ipertonica, polisorbato, BSA, e freddo pesce pelle gelatina. Buffer fosfato possono causare maggiore etichettatura non specifici e possono interagire con alcuni coniugati di anticorpi meno diffuse. Tuttavia, buffer Tris sono, come noto, sensibili alla temperatura. Concentrazioni di sale ipertoniche ridurre etichettatura non specifico interrompendo interazioni ioniche. È possibile aumentare ulteriormente concentrazioni saline oltre quanto specificato in questo protocollo, se desiderato. Polisorbato 20 è usato come un relativamente dolce tensioattivo / detergente. Questo è preferito su Triton X-100, che è stato segnalato per alterare in maniera significativa, o anche sciogliere, membrane e quindi alterare la struttura subcellulare. L'inclusione di bassa concentrazione Polisorbato 20 in tutti i buffer è utile nel ridurre etichettatura non specifico, in quanto migliora la completezza di lavaggi. BSA è un agente bloccante comunemente usato destinatodi occupare non specifici siti di legame di proteine nel tessuto bersaglio. Alcuni hanno riferito che BSA possa aggregare e portare alla etichettatura puntiformi non specifico. Se si verifica tale problema, è possibile sostituire BSA con latte in polvere senza grassi o aggiuntivo pelle gelatina di pesce freddo. Freddo gelatina di pelle di pesce è una fonte di proteine non mammiferi anche destinato ad occupare siti di legame della proteina non specifico pur presentando una bassa reattività di anticorpi diretti contro le proteine di mammiferi 20.
Anche se non specificato nel presente protocollo, è tipico di aggiungere, al buffer di blocco, siero normale dalla specie in cui l'anticorpo secondario è stato sollevato. Concentrazioni tipiche sono 1 - 3%. Come discusso qui di seguito, la cura nella scelta delle specie deve essere esercitata per evitare cross-reattività.
Quando rileva due o più bersagli fluorescenza marcata, la scelta di appropriati combinazioni fluoroforo è particolarmente importante. E 'essenziale avere una buona sepa spettralerazione per evitare diafonia. Inoltre, la scelta di fluorofori dipenderà dalla configurazione del microscopio da utilizzare (filtri disponibili, linee laser, ecc). Fornitori anticorpo fluoroforo-coniugato offriranno consigli sui migliori combinazioni dei loro prodotti (ad esempio, 21). Troviamo 488 NM- e 594 nm fluorofori-entusiasti di essere coppia migliore per doppia etichettatura e di analisi colocalizational.
Gli anticorpi secondari sono in genere specie reattive. Cioè, essi etichettare eventuali anticorpi prodotti dalle specie bersaglio. Doppia etichettatura ICC richiede quindi che la cura da adottare nella scelta delle specie ospiti degli anticorpi primari e secondari, al fine di evitare la cross-reattività. Ad esempio, se le primarie sono allevati in coniglio e di capra, non sarebbe opportuno utilizzare una capra-sollevato secondaria. Se la disponibilità di anticorpi non consente tale separazione specie, ci sono protocolli disponibili per realizzare l'etichettatura con multip, anche se dovrebbe essere previsto sostanzialmente più ottimizzazione e convalida Le anticorpi primari dello stesso ospite (ad esempio, 22).
Poiché questo metodo quantifica colocalizzazione in microfotografie, è fondamentalmente necessario che tutti microscopia sia coerente, di alta qualità, e con precisione rappresentative dei campioni imaged. Questo include sia l'hardware utilizzato (ottica di qualità, etc.) e le procedure e parametri particolari scelti. Ci sono eccellenti risorse disponibili per l'orientamento al microscopio opportuno 23,24, tra cui la microscopia in particolare per l'analisi colocalizational 11,17,25.
Anche se di notevole superiorità metodologica ai metodi di sovrapposizione visiva, le misure quantitative di colocalizzazione non come bene si prestano alla generazione di figure illustrative per la pubblicazione. Tali figure illustrative sono spesso utili per i lettori e la loro assenza possono essere criticate da reviewers. Abbiamo scoperto che l'inserimento di falsi colori visualizzando colocalization 'heatmaps' essere utile nella costruzione di figure. Il plugin ImageJ "Colocalizzazione mappa colori» (disponibile da https://sites.google.com/site/colocalizationcolormap/) è utile nella generazione di queste immagini. È importante notare, tuttavia, che queste immagini sarebbe strettamente illustrativa nel contesto della tecnica qui descritta.
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Acknowledgments
Questo lavoro è stato sostenuto da una sovvenzione da CIHR (MOP394808) e una sedia di ricerca del Canada a CMCEWO è stato il destinatario di una borsa di studio post-laurea da NSERC.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Trizma Base | Sigma Aldrich | T1503-500G | |
| Sodium Chloride | Sigma Aldrich | S9888-500G | |
| Tween 20 | Fisher Scientific | BP337-500 | |
| Hydrochloric Acid | Sigma Aldrich | 258148 | |
| Albumin from Bovine Serum | Sigma Aldrich | A7906-100G | |
| Gelatin from cold water fish skin | Sigma Aldrich | G7041-100G | |
| Corning Costar Cell Culture Plates: 24-well | Fisher Scientific | 720084 | |
| 12 circle Microscope Cover Glass | Fisher Scientific | 1254580 | |
| Aqua/Poly-Mount | Polysciences | 18606-20 | |
| Sodium Phosphate Monobasic | Sigma Aldrich | S9638-500G | |
| Sodium Phosphate Dibasic | Sigma Aldrich | S9763-500G | |
| Paraformaldehyde | Polysciences | 00380-1 | |
| Dumont #5 Forceps - Standard/Dumoxel | Fine Science Tools | 11251-30 | |
| Rabbit anti-DOR antibody | MyBioSource | MBS316175 | Used at 1:1,500 |
| Mouse anti-Rab5 antibody | Sigma Aldrich | R7904 | Used at 1:750 |
| Mouse anti-Rab11 antibody | Millipore | 05-853 | Used at 1:500 |
| Goat anti-LAMP1 antibody | Santa Cruz | SC8098 | Used at 1:750 |
| Donkey anti-rabbit Alexa 488 conjugated antibody | Life Technologies | A-21206 | Used at 1:200 to 1:2,000 |
| Goat anti-mouse Alexa 594 conjugated antibody | Life Technologies | A-11005 | Used at 1:200 to 1:2,000 |
| Donkey anti-goat Alexa 594 conjugated antibody | Life Technologies | A-11058 | Used at 1:200 to 1:2,000 |
References
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