Protocol
Voksen (3-4 måneder gammel) hanmus på en blandet C57BL / 6 baggrund blev anvendt i denne protokol. Dyrene blev holdt på en 12 timers lys / mørke-cyklus, og tilladt fri adgang til foder og vand. Alle procedurer udføres i denne protokol blev gennemført i henhold til protokoller godkendt af Drexel University Institutional Animal Care og brug Udvalg.
1. Forberedelse Kirurgisk Område
- Desinficere kirurgisk bord med 70% ethanol, derefter dække hele kirurgiske bænk med absorberende puder og arrangere kirurgiske instrumenter støder op til stereotaktisk.
- Opsæt stereotaktisk udstyr uden manipulator arm. Arranger varmepude på stereotaktisk og indstillet til 37 ° C. Undgå overophedning dyret ved at placere et lille stykke køkkenrulle eller kirurgisk pad mellem dyret og varmepuden.
- Hjælp autoklaverede saks, skære små stykker af autoklaveret gelskum i en steril petriskål indeholdende 0,9% sterilt saltvand, indtil ready til brug.
Bemærk: Oprethold sterilt arbejdsmiljø ved hjælp af autoklaveres instrumenter og sterile kirurgiske forsyninger. Re-sterilisere kirurgiske instrumenter under proceduren eller i mellem dyr ved at dyppe i en perle sterilisator til 10-15 sek, efter behov. Opretholde rene handsker under hele proceduren ved at gnide hænderne med 70% ethanol, efter behov, for at desinficere.
2. Prepping Mouse for Kirurgi
- Fjern musen fra hjemmet bur og vejer (g).
- Sted mus ind isofluran induktion kammer og sat oxygen til 2 l / min og isofluran fordamper til 5 for at inducere en kirurgisk plan anæstesi, ca. 3-5 min. Overvåge for langsommere vejrtrækning og immobilisering. Kontroller, at musen er fuldt bedøvet ved hjælp tå knivspids refleks.
- Når musen er fuldt bedøvet, skal du placere i stereotaktisk ramme, fastgøre næsen i næse kegle, der er fastgjort med slangen til isofluran. Sæt øre barer i øregangen og stram, sikre hovedet er stabil.
- Barbere hovedet fra øre til øre, og fra mellem øjnene til bag ørerne.
- Sterilisere huden med alternerende klude isopropylalkohol og betadine jodopløsning, 3 gange hver.
- Anvend kunstige tårer til begge øjne for at forhindre dem i at tørre ud under den kirurgiske procedure.
3. Kirurgisk Procedure
- Overvåge dybden af bedøvelse ved at klemme tåen eller hale. Musen er i den passende kirurgiske plan, når der ikke er nogen reaktion og respiration er langsom og jævn.
- Lav en parasagittal hudincision fra lige bag øjnene til næsten mellem ørerne i én enkelt, bestemt bevægelse ved hjælp af en nr 11 skalpelblad. Flyt hud til side og klip højre side med hæmostat.
- Klar kranium af overliggende membran ved hjælp af den kedelige side af No. 11 skalpel og bomuld tippes applikatorer. Eventuelt tørre kraniet med bomuld tippes applikator dyppet i 0,9% saltvandsopløsning. Lad det tørre helt.
- Osing en lille lineal, markerer den forreste kant af kraniotomi på 1 mm caudale til den koronale sutur, og den venstre kant af kraniotomi ved 1 mm lateralt til den sagittale sutur (figur 1), med en permanent markør. Derefter markeres højre og kaudale grænser af kraniotomi ved 4 mm fra de sagittale og koronale suturer, henholdsvis (figur 1).
- Ved hjælp af en 0,5 mm bor, begynder at gøre kraniotomi ved at bore langsomt efter den permanente markør omrids. Sørg for ikke at bryde igennem kraniet helt. Tryk forsigtigt på den isolerede stykke af parietal knogle med No. 5 pincet, vil svage områder vige for presset. Når tyndet knoglen er tilstrækkelig svag hele omkredsen, knoglen stykke er klar til fjernelse.
BEMÆRK: Hvis investigator erfaringer svært at fjerne knogle i ét stykke, det tyder på, at knoglen ikke var tilstrækkeligt fortyndet under boring. Overveje bore kraniet yderligere i de efterfølgende dyr til facilitate let fjernelse af knoglen stykke. - Anvendelse af en 10 ml sprøjte forsynet med en 23 G nål, anvende en lille mængde 0,9% saltvand for at suge det isolerede ben og boret område.
- Fastgør manipulator arm til stereotaktisk udstyr. Vedhæft en ny No. 11 skalpelblad til sonden holder med den skarpe side af bladet vender rostrally.
BEMÆRK: Selvom rostral og caudale væv opleve de skarpe og stumpe kanter bladet henholdsvis mekaniske skader fremkaldt af den gennemtrængende skade er sammenlignelige i hele omfanget af læsionen. Vi observerer ingen væsentlige forskelle i de større træk af reaktiv gliose herunder opregulering af GFAP udtryk eller spredning mellem rostralt og caudale sektioner. - Holde manipulatorarm af vejen, løft forsigtigt den isolerede knogle ved hjælp 5/45 vinklede pincet. Sæt spidsen af tangen i siden af den isolerede ben og løft, ved hjælp af løftestang til at trække ud det stykke knogle efterladt i en full bevægelse.
BEMÆRK: Pas på ikke at stikke hjernen eller forstyrre dura under kraniet. - Tag et lille stykke af den gennemblødt optagelige gel skum og placere på udækkede hjernen for at forhindre det i at tørre ud og nyde noget blod, der måtte være til stede.
- Når gelen skum er på plads, swing manipulatoren arm på plads og juster blad til midten af kraniotomi over gel skum. Fjern gelen skum og sænk bladet, indtil spidsen rører dura uden at punktere dura. Mark dorsale / ventrale koordinater ved hjælp af Vernier skala på den lodrette arm af stereotaktisk.
- Brug af manipulatorarm, langsomt sænke bladet netop 3 mm ind i hjernen. Dette opnås ved at anvende de nonius påskrifter på manipulatoren arm. Tillad bladet at bo i plads til 5-10 sek. Flyt stereotaktisk arm med klinge vedhæftet rostral at kaudal tre gange tillader bladet at nå rostral og caudale grænser kraniotomi før flytning til opposite ende.
BEMÆRK: dura ikke fjernet før klingen isættes. I modsætning til rotten dura, som er ~ 80 um i tykkelse 7, muse dura er betydeligt tyndere (kun nogle få cellelag tykt) og giver ikke en mærkbar modstand mod skalpelblad under indføring. Brug en ny skalpel for hver mus for at sikre, at hvert dyr modtager en konsistent skade. - Langsomt hæve stereotaktisk arm, fjerne bladet fra hjernen. Efter fjernelse af bladet, straks placere et andet stykke af gelskum på hjernen overflade for at opsuge enhver overskydende blod eller væske.
- I mellemtiden, skal du fjerne stereotaktisk arm og bortskaffe No. 11 skalpelblad. Når blødningen er stoppet, skal du fjerne Gelfoam.
- Lukke såret ved suturering huden med ikke-absorberbar sutur, såsom Ethilon eller prolene. Suturer bør fjernes 9-10 dage efter operationen.
- Retur musen til sit hjem bur, og tillade musen til at inddrive langsomt på en heating pad og monitor for tegn på nød. Recovery fra isofluoran-induceret anæstesi opstår typisk inden for 2-5 min efter fjernelse fra isofluoran. Lad ikke dyret uden opsyn, indtil det har genvundet brystbenet recumbancy.
- Administrere 0,5-1 ml lakteret Ringers opløsning subkutant for at sikre hydrering.
4. Post-kirurgisk pleje
- Nøje overvåge dyrene postoperativt indtil bedring efter anæstesi før han vendte tilbage til kolonien.
- At mindske smerter og ubehag postoperativt, administrere 0,05-0,1 mg / kg buprenorphin ved ip injektion umiddelbart efter proceduren.
- Observere dyrene i 2-3 dage postoperativt for alvorlige tegn på lidelse, såsom begrænsede bevægelser, manglende pelspleje eller vægttab. Aflive dyr demonstrerer nogen af disse tegn på lidelse og fjern fra undersøgelsen.
- At undersøge histopatologi af tilskadekomne væv, aflive dyr ved standard intracardial perfusion.
- Kort beskrevet bedøver dyr med en overdosis ketamin / xylazin, derefter intracardialt perfunderet med 15-20 ml 0,9% NaCl, eller indtil leveren er ryddet af blod, efterfulgt af 60 ml 4% paraformaldehyd ved afslutningen af forsøget.
- Dissekere hjerner og post-rettelse til 2-4 timer i 4% paraformaldehyd før overførsel til 30% rørsukkeropløsning. Afsnit hjerner på en kryostat på 40-60 um, og processen ved standard histologiske eller immunhistokemiske procedurer, eller som beskrevet i Garcia 8,9.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Fordi dyrene gennemgår denne procedure ikke kræver specialiserede postoperativ pleje, korte eller længerevarende tid overlevelse perioder let indarbejdet i undersøgelsen, afhængigt af behovet for at undersøge akut eller kronisk patologi efter skade. Hovedtrækkene i reaktiv gliose, såsom opregulering af GFAP og hypertrofi af soma, kan observeres så tidligt som 2-3 dage efter skaden. Den maksimale fase af spredning for reaktive astrocytter er i løbet af dage 3-5 følgende skade 10. De repræsentative resultater vist nedenfor er fra dyr, der modtog et stiksår læsion 7 dage tidligere.
Den generelle morfologi og cytoarchitecture af forhjernen efter en forhjernen stab skade kan visualiseres ved Nissl-farvning (figur 2). Selvom bladet spor er mest fremtrædende i hele midten af læsionen, det afbrudte kortikale cytoarchitecture afslører rostralt og caudal udstrækning af det beskadigede tproblem. Reaktive astrocytter kan observeres ved immunhistokemi for GFAP (Figur 3). Bemærk, at mange corticale astrocytter ikke udviser immunhistokemisk detekterbare niveauer af GFAP i fravær af skade. Imidlertid er GFAP ekspression dramatisk opreguleret i halvkuglen ipsilaterale til den skade, mens de resterende ved relativt lave niveauer i den kontralaterale hemisfære (figur 3), hvilket antyder, at reaktive astrocytter er begrænset til den ipsilaterale hemisfære. Bemærk, at mens den cortexvæv ipsilaterale til læsionen viser markant opregulering af GFAP, andre astrocytiske markører, såsom S100β konstitutivt udtrykkes i fravær af en skade (figur 4), og opretholde lignende ekspressionsniveauer efter skade (Figur 4). Ud over øget GFAP-ekspression, reaktive astrocytter undergår cellulær hypertrofi. Cell organer og processer bliver udvidet og viser intens farvning for GFAP (Figur 3).
Spredningen af reaktive astrocytter kan observeres ved administration af thymidin-analog, 5-brom-2'-deoxyuridin (BrdU) eller ved immunofarvning for de proliferative markører Ki67 eller PCNA. Vi rutinemæssigt administrere 200 mg / kg BrdU, ip, til dyr under dage efter 3-5 skade, toppen af reaktive gliose 10 (figur 3). Men den præcise dosering og timing af BrdU bør uafhængigt overvejes for hver undersøgelse, idet BrdU permanent vil mærke celler, der undergår proliferation, såvel som deres afkom, på tidspunktet for administration, men at celler, der ind i cellecyklus inden BrdU starter, eller efter BrdU administration er færdig, vil ikke blive markeret. I figur 4 viser vi omfattende co-lokalisering mellem GFAP og BrdU efter 1 uge efter skade, hvilket indikerer, at mange reaktive astrocytter prolifererede under tidsforløbet af BrdU administration. Bemærk, at proliferating reaktive astrocytter overvejende lokaliseret tilgrænsende til læsionen kerne, hvorimod reaktive astrocytter lokaliseret distalt fra læsionen kerne er stort set ikke-proliferativ (figur 4).
Figur 1:. Skematisk af muse kraniet, der viser det område af kraniotomi blå linier viser de indledende markeringer, som viser grænserne for det område, der skal bores. De øverste og venstre mærker måles til 1 mm under eller lateral til de koronale eller sagittale suturer hhv. De nederste og højre karakterer måles til 4 mm fra koronale og sagittale suturer hhv. Kraniotomi udføres ved at bore en cirkel, inden de markerede grænser (stiplet linje), hvilket skaber en kraniotomi, der er omtrent 3 mm i diameter (stiplet linie). Skematisk er ikke målfast.
Figur 2: Nissl farvning hele rostralt-caudale udstrækning af læsionen volumen. (A - C) Koronale skiver af tilskadekomne hjerner en uge efter skaden, der viser halvkugle ipsilaterale til læsionen. Mellemværker skildrer zoomet ind billeder af boxed regioner. Klingen spor er mest fremtrædende i midten af læsionen, ~ 2,5 mm fra Bregma (pil i B). Bemærk det sprængte kortikale cytoarchitecture (mellemværker) i afsnit anterior (A) og posterior (C) til læsionen centrum. Scale bar 500 um, indpresningsdybde, 250 um. Klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 3: strong> Lysfelt immunhistokemi for GFAP en uge efter en forhjernen stab skade. (A - B) lav forstørrelse billeder af GFAP-farvning i den kontralaterale (A) og ipsilaterale (B) halvkugler af samme vævssnit fra en skadet dyr. Læsionsstedet er vist i (B) og det tilsvarende område i den ubeskadigede kontralaterale hemisfære er vist i (A). Scale bar, 100 pm. (C - D) Stor forstørrelse billeder af normal (C) og reaktive (D) astrocytter fra den kontralaterale og ipsilaterale hemisfærer hhv. Bemærk den dramatiske hypertrofi af cellen kroppen og processer reaktiv astrocyt i (D) sammenlignet med (C). Scale bar, 10 um.
825 / 52825fig4.jpg "/>
Figur 4: Reaktive astrocytter formere efter en forhjernen stab skade. (A - B) Immunfluorescerende farvning for BrdU (rød) og GFAP (grøn) i uskadt, kontrol (A) og sårede (B) hjerner, 1 uge efter stab skade. (C - D) Immunofluroescent farvning for BrdU (rød) og den astrocytiske markør S100β (grøn) i uskadt (C) og sårede (D) halvkugler, 1 uge efter stab skade. Dyrene modtog BrdU over dage 3-5 efter skade. Bemærk, at mange astrocytter breder på læsionsstedet i skadede cortex (B og D, inlays, pilespidser), mens astrocytter i skadede cortex ikke prolifererende (A og C, mellemværker). Modfarvning med DAPI (blå). Scale barer, 100 um, indpresningsdybde, 25 um.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Det er afgørende, at kraniet eller underliggende dura ikke beskadiges under boringen. Brug et let tryk under boring for at sikre kraniet ikke punkteret. Desuden bør man være omhyggelig, mens du løfter kraniet brik for at sikre dura ikke løftes med knoglen.
Forhjernen stikke skade beskrives her modeller en gennemtrængende skade på CNS. Om end mindre klinisk oversættes end TBI modeller som FPI eller CCI, forhjernen stab læsionen model tjener som et nyttigt redskab for en bred vifte af undersøgelser med henblik på at undersøge forskellige biokemiske, cellulære eller molekylære begivenheder udløst af en diskret CNS fornærmelse. Selvom kognitive er blevet rapporteret i rotter, 3 uger efter en bilateral stab skade 11, skal det bemærkes, at den ensidige stab læsion model, som beskrevet her, er bedst egnet til undersøgelser vedrørende det cellulære respons på skade. Grundlæggende aspekter af forskellige neuropatologiske processer, såsom reaktiv gliose og ardannelse let kan opfattes og undersøgt. I modsætning til FPI eller CCI som producerer diffus og udbredt neuropatologi, den lokaliserede glial aktivering og patologi, lette intra-dyr sammenligninger mellem de sårede og uskadte halvkugler. Desuden infiltration af meningeal celler i CNS på læsionsstedet giver mulighed for at undersøge samspillet mellem disse celler og lokale reaktive astrocytter. Faktisk sådanne interaktioner er kritiske i dannelsen af arvæv, og har vist sig at negativt regulere de vejledende egenskaber reaktive astrocytter til axon regenerering 12.
Her bruger vi standard immunhistokemiske procedurer for at demonstrere nogle af de vigtigste funktioner i reaktiv astrogliose såsom hypertrofi af celle organer og processer, øget GFAP udtryk, og skade proliferation. Bemærk, at selv om hulrum ikke observeret hos mus ved 1-2 uger folgende denne procedure, undersøgelser under anvendelse af rotter rapporterer kavitetsdannelse, 3 uger efter skaden 11. Forskelle i neuropatologi mellem mus og rotter er også observeret i rygmarvsskader. Hvorimod rotter, der gennemgår en rygmarvsskader udstille cyster eller hulrum dannelse på læsionsstedet, behøver sådanne hulrum danner ikke i mus 13,14.
Proceduren er enkel, pålidelig, let at reproducere og kræver minimal udstyr. Den kan let modificeres til at udføre rotte eller mus undersøgelser. Navnlig kan anvendelsen af denne model med forskellige transgene mus linjer eller i farmakologiske undersøgelser tilvejebringe nye indsigt i mekanismer, der regulerer CNS respons på skade. Læsionsstørrelse og sværhedsgraden kan ændres ved at justere dybden af bladet og længde af stereotaktisk arm holder bladet for at frembringe diskrete punkteringer snarere end langsgående mekaniske læsioner. Således kan forhjernen stikke skade model fungere som en fremragende Experimental platform med til at studere specifikke aspekter af forskellige neuropatologiske reaktioner på skade.
Skade på CNS udløser en kompleks reaktion, der er dynamisk og flercellede 6. Foruden reaktive astrocytter, mikroglia mobilisere hurtigt at fagocytere snavs og initiere både pro og antiinflammatoriske signalleringskaskader 15-18. Aktiverede mikroglia og invaderende makrofager producerer cytokiner og chemokiner, skabe et fjendtligt miljø for normal cellefunktion og overlevelse 19-21. Ekstracellulære matrix (ECM) molekyler, såsom chondroitinsulfat proteoglycan (CSPG), er fremstillet af en række celletyper, herunder reaktive astrocytter og fibroblaster, og skabe et fjendtligt miljø for regenerering og strukturel reorganisering af overlevende neuroner 22,23. Her demonstrerer vi nogle af de vigtigste funktioner i reaktiv astrogliose der forekomme efter en forhjernen stab skade. Opregulering af mellemprodukt filaments såsom GFAP, astrocyt proliferation og glial ardannelse, efterfulgt af efterfølgende vævsremodellering let vurderes ved anvendelse af standard immunhistokemiske procedurer.
Det skal bemærkes, at mens nogle af funktionerne i reaktiv gliose fremhæves her, reaktiv gliose er meget kontekstafhængig, med varierende funktioner og genekspressionsprofiler der opstår afhængigt af den specifikke aftrækkeren 24. Ikke desto mindre kan en række grundlæggende egenskaber vedrørende CNS respons på skade og forsøg på reparation modelleres og studeret i forhjernen stab læderede væv. Faktisk er det blevet vist, at målrettet ablation af prolifererende reaktive astrocytter efter en forhjernen stab skade fører til øget leukocyt infiltration i CNS og øget neuronal degeneration, hvilket viser de neurobeskyttende egenskaber af reaktive astrocytter 2. For nylig reaktive astrocytter isoleret efter en gennemtrængende stab læsion, but ikke en ikke-invasiv skade, demonstrerer neural potentiale stamceller in vitro 25,26. Forhjernen stikke er således en kraftfuld skade model til undersøgelse af en lang række biokemiske, cellulære og molekylære begivenheder udløst af skade på CNS. Den lethed og enkelhed af denne skade model vil lette yderligere undersøgelser, der kan føre til hidtil ukendte indsigt i CNS respons på skade og reparationsmekanismer.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Stereotax | Harvard Apparatus | 726049 | |
| High speed micro drill | Harvard Apparatus | 724950 | |
| stainless steel scalpel blade, #11 | MedVet | JOR581S | |
| 5/45 angled forceps | Fine Science Tools | 11251-35 | |
| Gelfoam sponge 12 cm x 7 mm | Fisher | NC9841478 | |
| Rb anti-GFAP | DAKO | Z033429-2 | Dilution - 1:20,000 (bright-field); 1:1,000 (fluorescence) |
| Shp anti-BrdU | Abcam | ab1893 | Dilution - 1:20,000 (bright-field); 1:500 (fluorescence) |
| Biotinylated goat anti-rabbit | Vector Laboratories | BA-1000 | Dilution - 1:400 (bright-field) |
| Biotinylated rabbit anti-sheep | Vector Laboratories | BA-6000 | Dilution - 1:400 (bright-field) |
| Alexafluor 488 goat anti-rabbit | Life Technologies | A-11008 | Dilution - 1:400 (bright-field) |
| Alexafluor 568 donkey anti-sheep | Life Technologies | A-21099 | Dilution - 1:1,000 (fluorescence) |
| DAPI Nucleic Acid Stain | Life Technologies | D3571 | Dilution - 1:1,000 (fluorescence) |
| Cresyl Violet Acetate | Sigma Aldrich | C5042-10G | Dilution - 1% (bright-field) |
References
- Hamby, M. E., Sofroniew, M. V. Reactive astrocytes as therapeutic targets for CNS disorders. Neurotherapeutics. 7 (4), 494-506 (2010).
- Bush, T. G., et al. Leukocyte infiltration, neuronal degeneration, and neurite outgrowth after ablation of scar-forming, reactive astrocytes in adult transgenic mice. Neuron. 23 (2), 297-308 (1999).
- Faulkner, J. R., et al. Reactive astrocytes protect tissue and preserve function after spinal cord injury. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 24 (9), 2143-2155 (2004).
- Okada, S., et al. Conditional ablation of Stat3 or Socs3 discloses a dual role for reactive astrocytes after spinal cord injury. Nature Medicine. 12 (7), 829-834 (2006).
- Voskuhl, R. R., et al. Reactive Astrocytes Form Scar-Like Perivascular Barriers to Leukocytes during Adaptive Immune Inflammation of the CNS. Journal of Neuroscience. 29 (37), 11511-11522 (2009).
- Burda, J. E., Sofroniew, M. V. Reactive Gliosis and the Multicellular Response to CNS Damage and Disease. Neuron. 81 (2), 229-248 (2014).
- Maikos, J. T., Elias, R. A., Shreiber, D. I. Mechanical properties of dura mater from the rat brain and spinal cord. Journal of neurotrauma. 25 (1), 38-51 (2008).
- Garcia, A. D., Doan, N. B., Imura, T., Bush, T. G., Sofroniew, M. V. GFAP-expressing progenitors are the principal source of constitutive neurogenesis in adult mouse forebrain. Nat Neurosci. 7 (11), 1233-1241 (2004).
- Garcia, A. D., Petrova, R., Eng, L., Joyner, A. L. Sonic hedgehog regulates discrete populations of astrocytes in the adult mouse forebrain. J Neurosci. 30 (41), 13597-13608 (2010).
- Amat, J. A., Ishiguro, H., Nakamura, K., Norton, W. T. Phenotypic diversity and kinetics of proliferating microglia and astrocytes following cortical stab wounds. Glia. 16 (4), 368-382 (1996).
- Hozumi, I., et al. Administration of prosaposin ameliorates spatial learning disturbance and reduces cavity formation following stab wounds in rat brain. Neuroscience letters. 267 (1), 73-76 (1999).
- Ness, R., David, S. Leptomeningeal cells modulate the neurite growth promoting properties of astrocytes in vitro. Glia. 19 (1), 47-57 (1997).
- Byrnes, K. R., Fricke, S. T., Faden, A. I. Neuropathological differences between rats and mice after spinal cord injury. Journal of magnetic resonance imaging : JMRI. 32 (4), 836-846 (2010).
- Steward, O., et al. Genetic approaches to neurotrauma research: opportunities and potential pitfalls of murine models. Experimental neurology. 157 (1), 19-42 (1999).
- Davalos, D., et al. ATP mediates rapid microglial response to local brain injury in vivo. Nature neuroscience. 8 (6), 752-758 (2005).
- Hanisch, U. -K., Kettenmann, H. Microglia: active sensor and versatile effector cells in the normal and pathologic brain. Nature neuroscience. 10 (11), 1387-1394 (2007).
- Neumann, H., Kotter, M. R., Franklin, R. J. M. Debris clearance by microglia: an essential link between degeneration and regeneration. Brain. 132 (2), 288-295 (2008).
- Nimmerjahn, A. Resting Microglial Cells Are Highly Dynamic Surveillants of Brain Parenchyma in Vivo. Science. 308 (5726), 1314-1318 (2005).
- Horn, K. P., Busch, S. A., Hawthorne, A. L., van Rooijen, N., Silver, J. Another Barrier to Regeneration in the CNS: Activated Macrophages Induce Extensive Retraction of Dystrophic Axons through Direct Physical Interactions. Journal of Neuroscience. 28 (38), 9330-9341 (2008).
- Ip, C. W. Immune Cells Contribute to Myelin Degeneration and Axonopathic Changes in Mice Overexpressing Proteolipid Protein in Oligodendrocytes. Journal of Neuroscience. 26 (31), 8206-8216 (2006).
- Perry, V. H. Contribution of systemic inflammation to chronic neurodegeneration. Acta neuropathologica. 120 (3), 277-286 (2010).
- McKeon, R. J., Jurynec, M. J., Buck, C. R. The chondroitin sulfate proteoglycans neurocan and phosphacan are expressed by reactive astrocytes in the chronic CNS glial scar. Journal of Neuroscience. 19 (24), 10778-10788 (1999).
- Silver, J., Miller, J. H.
- Zamanian, J. L., et al.
- Buffo, A., et al. Origin and progeny of reactive gliosis: A source of multipotent cells in the injured brain. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 105 (9), 3581-3586 (2008).
- Sirko, S., et al. Reactive glia in the injured brain acquire stem cell properties in response to sonic hedgehog. [corrected]. Cell stem cell. 12 (4), 426-439 (2013).
