Summary

엔지니어링 혈관을 근육 플랩

Published: January 11, 2016
doi:

Summary

To date, thick tissue defects are typically reconstructed by applying autologous tissue flaps or engineered tissues. In this protocol, we present a new method for engineering vascularized tissue flap bearing an autologous pedicle, to serve as a substitute to autologous flaps.

Abstract

One of the main factors limiting the thickness of a tissue construct and its consequential viability and applicability in vivo, is the control of oxygen supply to the cell microenvironment, as passive diffusion is limited to a very thin layer. Although various materials have been described to restore the integrity of full-thickness defects of the abdominal wall, no material has yet proved to be optimal, due to low graft vascularization, tissue rejection, infection, or inadequate mechanical properties. This protocol describes a means of engineering a fully vascularized flap, with a thickness relevant for muscle tissue reconstruction. Cell-embedded poly L-lactic acid/poly lactic-co-glycolic acid constructs are implanted around the mouse femoral artery and vein and maintained in vivo for a period of one or two weeks. The vascularized graft is then transferred as a flap towards a full thickness defect made in the abdomen. This technique replaces the need for autologous tissue sacrifications and may enable the use of in vitro engineered vascularized flaps in many surgical applications.

Introduction

복부 벽의 결함은 종종 심한 외상, 암 치료, 화상 감염된 메시의 제거 다음 발생한다. 이러한 결함은 종종 복잡한 수술을 필요로하는 플라스틱 재건 외과 1-4의 주요 과제를 제시, 상당한 조직의 손실을 포함한다. 인공 조직을위한 새로운 소스를 추구하는 조직 공학 연구자들은 다른 재료, 셀 소스와 성장 인자를 살펴 보았다. 이러한 설계 조직의 이식에 의한 기관의 5, 6, 방광 7, 8 각막, 뼈 (9)과 피부 (10), 등의 다양한 조직의 성공적인 복원은 이전에보고되었다. 그러나, 두꺼운 혈관 설계 조직의 제조는 특히 큰 결함의 재건, 조직 공학에서 중요한 과제로 남아.

살아있는 조직 구조체의 두께를 제한하는 주요 요인들 중 하나는 그것의 단점에 대한 산소의 공급 제어이다tituent 세포. 확산에 의존하는 경우, 두께가 매우 얇은 층의 구성으로 제한된다. 산소 및 생체 내에서 영양 공급 모세관 사이의 최대 거리는 11,12 산소의 확산 제한과 상관되는 약 200㎛ 인 것이다. 불충분 한 혈관이 조직 허혈 발생할 흡수 및 조직 괴사 (13)에 확대 할 수있다.

또한, 조직 재건을 위해 사용 이상적인 물질은 생체 적합성 및 비 면역 원성이어야한다. 또한 생체 재료와 숙주 세포를 추가로 통합을 촉진하는, 및 구조적 무결성을 유지할 수 있어야한다. 다양한 생물 14-16 합성 1,17,18 행렬은 이전 그러나 그들의 사용이 효과적인 혈액 공급, 감염 또는 불충분 한 조직의 힘의 부족으로 인해 제한 유지, 조직 재건을 위해 탐구하고있다.

본 연구에서는 생체 적합성, 세포 EMB식품 의약품 안전청 (FDA) -approved 폴리 L- 락트산 (PLLA) / 락트산 – 코 – 글리콜 산 (PLGA), 폴리, 구성된 edded 지지체가 누드 마우스의 대퇴 동맥과 정맥 (AV) 혈관 주위에 주입하고, 단지 AV 혈관에서 혈관 형성을 보장 주변 조직으로부터 분리된다. 일주일 후 주입, 이식이 가능한 두꺼운 잘 혈관했다. AV 혈관이 굵은 혈관 조직은, 다음 같은 마우스에서 복부 전층 결손에 유경 플랩으로 옮겨졌다. 일주일 후 전송, 플랩, 가능한 혈관이 잘 복부 내장을 지원하기 위해 충분한 강도를 베어링, 주변 조직과 통합했다. 따라서,자가 척추 경 베어링 설계 두께, 혈관 조직 플랩, 전체 두께 복부 벽의 결함을 수리하기위한 새로운 방법을 제시한다.

Protocol

모든 동물 실험은 테크 니온의 동물 실험 윤리위원회에 의해 승인되었다. 이 절차는 무 흉선 누드 마우스는 면역 거부 반응을 방지하기 위해 사용되었다. 마우스의 다른 유형을 사용하는 경우, 마우스는 수술과 사이클로스포린의 투여 (또는 다른 항 거부 대체) 이전에 권장 면도해야한다. 1. 비계 준비 및 셀 임베딩 다음과 같은 방법으로 폴리 -L- 락트산 (PLLA) 및 폴리 …

Representative Results

생체 내 이식 혈관과 관류 이식 전에 축 플랩 그들의 이전에 하나 또는 2 주에 이식 하였다. 한 2 주 후 이식에서 이식 영역의 총 관찰 가능한 및 혈관 조직을 이식 한 것으로 밝혀졌습니다. CD31 양성 면역 염색 (도 1A)에 의해 결정되고, 고도로 관류로서 FITC 덱스 트란 꼬리 정맥 주사와 초음파 측정에 의해 입증되는 바와 같이 이들 이식편은 매우 혈관 것을 ?…

Discussion

조직 공학의 발전은 다양한 조직 유형의 재건을위한 대체 조직에 대한 수요 증가와 함께 충족. 1,17,18 14-16 합성 및 생물학적 물질뿐만 아니라, 제조하는 다양한 방법은 이러한 요구를 해결하기 위해 그들의 능력에 대해 평가되어왔다. 그러나, 임상 치료 및 조직 공학의 발전에도 불구하고, 전체 두께 복벽 결손의 복원이 과제로 남아. 이러한 대규모 결함의 재건을위한 적절한 조직?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

This research was supported by the FP7 European Research Council Grant 281501, ENGVASC.

Materials

small fine straight scissors Fine Science Tools (FST) 14090-09
spring scissors Fine Science Tools (FST) 15003-08
straight forceps with fine tip Fine Science Tools (FST) 11251-20
serrated forceps  Fine Science Tools (FST) 11050-10
needle holder Fine Science Tools (FST) 12500-12
Small vessel cauterizer  Fine Science Tools (FST) 18000-00
Duratears Alcon 5686
Sedaxylan Euravet DJ03
Clorketam 1000 Vetoquinol 4A0726B
Buprenorphine vetmarket B15100
4-0 silk sutures Assut sutures 647
6-0 polypropylene sutures Assut sutures 9351F
8-0 silk sutures Assut sutures 684568
Insulin syringe (6mm needle) BD 324911
Vevo 2100 high-resolution ultrasound system VisualSonics inc.
MS250 non-linear transducer VisualSonics inc.
Micromarker non-targeted contrast agent VisualSonics inc. VS-11694
tail vein catheter VisualSonics inc. VS-11912
Vevo 2100 software VisualSonics inc.
fluorescein isothiocyanate-conjugated dextran Sigma FD500S
Matlab Mathworks, MA, USA
Kimwipes Kimtech 34120
antigen unmasking solution Vector laboratories H-3300
anti-CD31 antibody Abcam  ab28364
biotinylated goat anti-rabbit (secondary) antibody Vector laboratories BA-1000
streptavidin-peroxidase Jackson  016-030-084
Mayer's hamatoxylin solution Sigma-Aldrich MHS-16
aminoethylcarbazole (AEC) substrate kit Life technologies, Invitrogen  00-2007
Vectamount Vector laboratories H-5501

References

  1. Engelsman, A. F., van der Mei, H. C., Ploeg, R. J., Busscher, H. J. The phenomenon of infection with abdominal wall reconstruction. Biomaterials. 28 (14), 2314-2327 (2007).
  2. De Coppi, P., et al. Myoblast-acellular skeletal muscle matrix constructs guarantee a long-term repair of experimental full-thickness abdominal wall defects. Tissue Eng. 12 (7), 1929-1936 (2006).
  3. Shi, C., et al. Regeneration of full-thickness abdominal wall defects in rats using collagen scaffolds loaded with collagen-binding basic fibroblast growth factor. Biomaterials. 32 (3), 753-759 (2011).
  4. Yezhelyev, M. V., Deigni, O., Losken, A. Management of full-thickness abdominal wall defects following tumor resection. Ann Plast Surg. 69 (2), 186-191 (2012).
  5. Macchiarini, P., Walles, T., Biancosino, C., Mertsching, H. First human transplantation of a bioengineered airway tissue. J Thorac Cardiovasc Surg. 128 (4), 638-641 (2004).
  6. Macchiarini, P., et al. Clinical transplantation of a tissue-engineered airway. Lancet. 372 (9665), 2023-2030 (2008).
  7. Atala, A., Bauer, S. B., Soker, S., Yoo, J. J., Retik, A. B. Tissue-engineered autologous bladders for patients needing cystoplasty. Lancet. 367 (9518), 1241-1246 (2006).
  8. Nishida, K., et al. Corneal reconstruction with tissue-engineered cell sheets composed of autologous oral mucosal epithelium. N Engl J Med. 351 (12), 1187-1196 (2004).
  9. Petite, H., et al. Tissue-engineered bone regeneration. Nat Biotechnol. 18 (9), 959-963 (2000).
  10. Banta, M. N., Kirsner, R. S. Modulating diseased skin with tissue engineering: actinic purpura treated with Apligraf. Dermatol Surg. 28 (12), 1103-1106 (2002).
  11. Vunjak-Novakovic, G., et al. Challenges in cardiac tissue engineering. Tissue engineering. Part B, Reviews. 16 (2), 169-187 (2010).
  12. Novosel, E. C., Kleinhans, C., Kluger, P. J. Vascularization is the key challenge in tissue engineering. Advanced Drug Delivery Reviews. 63 (4-5), 300-311 (2011).
  13. Lesman, A., Gepstein, L., Levenberg, S. Vascularization shaping the heart. Ann N Y Acad Sci. 1188, 46-51 (2010).
  14. Patton Jr, H., Berry, S., Kralovich, K. A. Use of human acellular dermal matrix in complex and contaminated abdominal wall reconstructions. The Am J of Surg. 193 (3), 360-363 (2007).
  15. Menon, N. G., et al. Revascularization of human acellular dermis in full-thickness abdominal wall reconstruction in the rabbit model. Ann Plast Surg. 50 (5), 523-527 (2003).
  16. Buinewicz, B., Rosen, B. Acellular cadaveric dermis (AlloDerm): a new alternative for abdominal hernia repair. Ann Plast Surg. 52 (2), 188-194 (2004).
  17. Bringman, S., et al. Hernia repair: the search for ideal meshes. Hernia. 14 (1), 81-87 (2010).
  18. Meintjes, J., Yan, S., Zhou, L., Zheng, S., Zheng, M. Synthetic biological and composite scaffolds for abdominal wall reconstruction. Exp rev of med dev. 8 (2), 275-288 (2011).
  19. Cheng, G., et al. Engineered blood vessel networks connect to host vasculature via wrapping-and-tapping anastomosis. Blood. 118 (17), 4740-4749 (2011).
  20. Shandalov, Y., et al. An engineered muscle flap for reconstruction of large soft tissue defects. PNAS of the USA. 111 (16), 6010-6015 (2014).
  21. Zhang, T. Y., Suen, C. Y. A fast parallel algorithm for thinning digital patterns. Commun. ACM. 27 (3), 236-239 (1984).
  22. Luna, L. G., Luna, L. G. . Manual of Histo Stain Meth ; of the Arm Forcs Inst of Path. , (1968).
  23. Choi, J. H., et al. Adipose tissue engineering for soft tissue regeneration. Tissue engineering. Part B, Reviews. 16 (4), 413-426 (2010).
  24. Bellows, C. F., Alder, A., Helton, W. S. Abdominal wall reconstruction using biological tissue grafts: present status and future opportunities. Exp rev of med dev. 3 (5), 657-675 (2006).
  25. Caspi, O., et al. Tissue engineering of vascularized cardiac muscle from human embryonic stem cells. Circ Res. 100 (2), 263-272 (2007).
  26. Kaufman-Francis, K., Koffler, J., Weinberg, N., Dor, Y., Levenberg, S. Engineered vascular beds provide key signals to pancreatic hormone-producing cells. PloS one. 7 (7), e40741 (2012).
  27. Kaully, T., Kaufman-Francis, K., Lesman, A., Levenberg, S. Vascularization–the conduit to viable engineered tissues. Tiss eng. Part B, Reviews. 15 (2), 159-169 (2009).
  28. Koffler, J., et al. Improved vascular organization enhances functional integration of engineered skeletal muscle grafts. PNAS of the USA. 108 (36), 14789-14794 (2011).
  29. Lesman, A., et al. Transplantation of a tissue-engineered human vascularized cardiac muscle. Tisseng. Part A. 16 (1), 115-125 (2010).
  30. Levenberg, S., et al. Engineering vascularized skeletal muscle tissue. Nat Biotechnol. 23 (7), 879-884 (2005).
  31. Bearzi, C., et al. PlGF-MMP9-engineered iPS cells supported on a PEG-fibrinogen hydrogel scaffold possess an enhanced capacity to repair damaged myocardium. Cell death & disease. 5, e1053 (2014).
  32. Zhang, M., et al. SDF-1 expression by mesenchymal stem cells results in trophic support of cardiac myocytes after myocardial infarction. FASEB J : official publication of the .Fed Am Soc Exp Biol. 21 (12), 3197-3207 (2007).
  33. Dvir, T., et al. Prevascularization of cardiac patch on the omentum improves its therapeutic outcome. PNAS. 106 (35), 14990-14995 (2009).
  34. Marsano, A., et al. The effect of controlled expression of VEGF by transduced myoblasts in a cardiac patch on vascularization in a mouse model of myocardial infarction. Biomaterials. 34 (2), 393-401 (2013).
  35. Rufaihah, A. J., et al. Enhanced infarct stabilization and neovascularization mediated by VEGF-loaded PEGylated fibrinogen hydrogel in a rodent myocardial infarction model. Biomaterials. 34 (33), 8195-8202 (2013).
  36. Nillesen, S. T. M., et al. Increased angiogenesis in acellular scaffolds by combined release of FGF2 and VEGF. J of Contr Release. 116 (2), e88-e90 (2006).
  37. Sekine, H., et al. In vitro fabrication of functional three-dimensional tissues with perfusable blood vessels. Nat Commun. 4, 1399 (2013).
  38. Tee, R., et al. Transplantation of engineered cardiac muscle flaps in syngeneic rats. Tiss eng. Part A. (19-20), 1992-1999 (2012).
  39. Morritt, A. N., et al. Cardiac tissue engineering in an in vivo vascularized chamber. Circulation. 115 (3), 353-360 (2007).
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Egozi, D., Shandalov, Y., Freiman, A., Rosenfeld, D., Ben-Shimol, D., Levenberg, S. Engineered Vascularized Muscle Flap. J. Vis. Exp. (107), e52984, doi:10.3791/52984 (2016).

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