Introduction
加齢黄斑変性症（AMD）は50 1-3歳以上の個人における失明の主要な原因の1つです。萎縮（「ドライ」）AMDおよび血管新生（「ウェット」）AMD：AMDは二つの形態に分類することができます。前者は、後者は、漏れ、出血および線維症を引き起こす外網膜層への脈絡膜の異常な血管の侵入によって特徴付けられる一方で、網膜色素上皮（RPE）、脈絡毛細管板、及び光受容体の地図状萎縮によって特徴付けられ、最終的にされています失明1,2につながります。二つの形式のうち、血管新生AMDは失明1の大半を占めています。その萎縮相手には現在医療3を証明したのに対し、幸いなことに、この形式は、非常に多くの効果的な薬理学的管理の選択肢を持っていません。血管新生型が容易に動物モデルにおいて再降伏されているため、また、それは基本Aのより広くアクセス可能となっています新しい治療法4を開発するために 、基礎となる病理学的メカニズムを探求するのMD研究。
実験的脈絡膜新生血管（CNV）の最初の動物モデルは、ライアンらによって開発されました。ヒト以外の霊長類5インチこのモデルは、血管新生AMDに見られるものと同様の血管新生が生じる局所炎症反応を引き起こしたレーザー光凝固を介してブルッフ膜の破裂を誘発しました。血管形成後のレーザー誘導の組織病 理学的進行は、モデルの妥当性を確認した6血管新生AMDを、模倣することが判明しました。非ヒト霊長類は、ヒトに最も類似の解剖学的構造を提供していますが、残念ながら、簡単に遺伝子操作することができない、維持するために高価であり、疾患の進行7の遅い時間経過しています。対照的に、げっ歯類モデルは、はるかに費用対効果を維持するためであり、遺伝的に比較的容易に操作することができ、はるかに高速COUを持ちます疾患進行のRSE（実験はヶ月対週間の時間スケールで実施することができます）。それはアルビノ動物において視覚化することは非常に困難であるように、これらの実験は、着色されたげっ歯類において実施されるべきです。
後半に最初90の10でカンポキアーログループによって開発されたマウスのレーザー誘発CNVモデルは、最近の研究11-16の大部分において支配的な動物モデルに成長しました。 CNVのさらに複雑で不明瞭な病因に、レーザーモデルは、将来のヒトへの使用のための新しい治療法を評価するには、血管新生を駆動する分子メカニズムを研究に至るまで、滲出型AMDの研究のすべての側面に適用されています。例えば、サクライら 。そして、エスピノサ・Heidmann ら 。トランスジェニックマウスおよび薬理学的枯渇治療15,16を使用して CNVの発症に対するマクロファージの影響を調査するために、レーザーモデルを使用した。ジアーニら 。 Hoerster らと。画像を用いた光コヒーレンストモグラフィー（OCT）レーザー誘発CNVの進行を特徴づけるとOCTイメージング12,17に見られる所見に組織病 理学的所見を比較するための努力にCNV。最後に、抗血管新生剤の硝子体内注射を含む研究は、ヒトでの試験のための前提条件として使用され、血管新生AMD今日10,18,19の管理に使用される抗VEGF薬の第一世代の開発に不可欠であったされています。
実験的CNVのための代替モデルは、CNVを誘導するための外科的方法を利用します。この手順では、血管新生8,20の原因となることを目標に、血管新生AMDに見られる増加したVEGF発現を模倣するために血管新生促進物質（VEGF、RPE細胞および/ またはポリスチレンビーズの網膜下注射を過剰発現例えば組換えウイルスベクター）を注入することを含みます。しかしながら、この方法は、血管新生のより低い発生率を大幅にもたらします。これらの研究は、CNVであることを示しましたC57 / BL6マウスは、マウス8,14の同系統のレーザ光 凝固法で見られる〜70％の成功率対注射の31％で発生します。これらの理由から、および非ヒト霊長類対げっ歯類を使用することの利点を与え、レーザー誘発CNVのマウスモデルは、ほとんどの血管新生AMDの研究実験8 CNVのための標準的な動物モデルとなっています。
マウスの目はで動作するように非常に小さい、繊細な組織です。網膜を視覚化する目の操縦は困難であり、習得が達成されるまで、多くの練習が必要です。このタスクは、それが優勢および非利き手で学習しなければならないという事実によって複雑になります。網膜を可視化するために必要な細かい動きが学習された後さらに、両手レーザーを作動フットペダルとの間の連携が重要です。本稿では、レーザー誘発CNV PROCに関わる物理的な操作のすべてを学習する課題を蒸留しようとしましたオペレータは、このモデルで迅速な成功を達成するのを助けることになるガイドにedure。
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
全ての動物は、実験動物の管理と使用2013年版のガイドに従って処理され、ビジョンと眼科（ARVO）の眼科と視覚研究における動物の使用のための声明の研究のための協会、および動物実験によって承認されましたお手入れとノースウェスタン大学のための使用に関する委員会。
注意：次の手順は、1つの演算子で完全に行うことができます。しかし、より効率的に応じて分割するタスクを2つの演算子を用いて行われます。
1.レーザーとプリレーザー駅を準備
- それは簡単にアクセスすることができ、レーザスリットランプを配置します。レーザーをオンにして、事前に決定されたパラメータ（例えば、75μmのスポットサイズ、100 mWのパワー、100ミリ秒の持続時間）に設定してください。
注意：オペレータは、すべての動物、レーザー安全保護具及び適切なレーザー安全標識は、処置室の外に表示されている身に着けていることを確認。- いずれの実験動物を使用する前に、キャリブレーション、非実験マウスを使用して理想的なパラメータを見つけます。レーザパラメータは、使用するレーザに依存するであろう。理想のパラメータが適切に焦点を当てたときに一貫して「バブル」形成を引き起こす最も低いレーザパワーの設定によって定義されています。適切な「バブル」形成を伴う病変の例は、ビデオを参照してください。
- 麻酔、暖かい動物、組織ワイプ、およびすべての目薬（トロピカミド、テトラカイン、および人工涙液）がオペレータに手の届くところに簡単になるように事前にレーザーステーションを準備します。
- 暖かいその動物を確保することは、麻酔誘発性低体温を回避するために、第1のマウスに麻酔薬を注入する前に、温度（37°C）を修正するために予備加熱されます。
- それは熱を保持し、レーザー手順が始まると暖かく保つことができるので、暖かい上でマウスの段階を置きます。
2.マウスの麻酔とプリレーザー準備
- 注入前に麻酔をる、それは奇形や角膜の明瞭さ（例えば白内障）を減少させる異常を持っていないことを確認するために、巨視的に目を検査します。
- マウスを計量。
- 記録体重、性別、および動物ID番号。
- 体重を使用して、機関によって与えられたガイドラインに基づいて、使用する麻酔薬の適切な量を計算する（例えば100ミリグラム/ kgの塩酸ケタミン、10mg / kgのキシラジンまたはトリブロモエタノールの250mg / kgで、20グラムのマウスのための0.20ミリリットルキシラジン/ケタミンカクテルを注入トリブロモエタノールのOR 0.25ミリリットル）。数学的なエラーを低減するために、1グラム単位で重量当たりの予め計算された投与量のテーブルがあります。
- 首筋マウスとステップ2.4での計算に基づいて腹腔内に麻酔薬を注入します。
- 暖かい動物の上でマウスを置き、マウスが完全につま先のピンチ（約3-5分）を介してペダル反射を確認することによって麻酔されるまで待ちます。
- ワイプ組織をロールアップし、aspiratを防止するために、マウスの鼻の領域を保護液体ロールオフのイオン。ロールの側でマウスおよび局所麻酔のためにそれぞれの眼に塩酸テトラカインの低下（約30μl）を配置します。解決策を有効にするために2分を待ちます。
- 瞳孔散大のための局所トロピカミドの一滴と手順を繰り返し2.7。また、拡張のためのフェニレフリン塩酸塩（2.5％）を使用します。
- ソリューションを有効にするために2分待ち。この時間の間に暖かい上の動物を維持します。
- 適切な時間が経過した後、すぐにマウスステージ上にマウスを置いて、スリットランプの顎当て上の段階を置きます。
- 最低光の明るさにスリットランプをオンにして、瞳孔散大の程度を確認します。瞳が十分に（約2.5〜3ミリメートル）を拡張していない場合は、暖かい動物にマウスを返し、待ちます。また、トロピカミドの別のドロップを管理します。目が十分に拡張すると、レーザーの手順に進みます。
3.レーザー手順
注：他のPを確認してくださいersons部屋にレーザーで保護されたスリットランプアイピースから離れるとき保護用眼鏡を着用
- それは理想的な視神経の可視化（3.1.2を参照）のために配置されるように、マウスステージ上のマウスの位置を調整します。
- それが水平になるよう、他の1つの側に頭と尾と、ランプの光をスリットに垂直なホルダー上でマウスを向けます。理想的なマウスの配置は、カバースリップが適用されると非常に簡単視神経の可視化を行います。
- それはレーザーオペレータに近いヘッドで〜170°の角度になるようにマウスをわずかに回します。
- そのマウスは、ランプをスリットにできるだけ近いが、それでもそれは安定しており、どこにオペレータの手が細かい操作のための十分なスペースを持っています位置に確認してください。
- マウスが理想的に配置された後、25ミリメートル×25ミリメートルのガラスカバースリップ上の人工涙液の一滴を置きます。
- マウスのOPPに人工涙液の一滴を置きosite目 - この目が水和されていることを確認し、白内障形成を遅らせるのに役立ちます。
- 親指とポインタ指の間カバーグラスの角を持ち、位置ガラスは両方の指の先端との間で圧搾されるようになっています。
- 優しくサポートと手の安定化のために、動物の体の周り残りの3本の指を包みます。位置手ようにカバーガラスを容易に、マウスの眼に配置することができます。
- 手首は手の震えを減少させるために、しっかりした面に安定していることを確認してください。
- 安定した位置が得られると、慎重にマウスの眼に（まだ付着した人工涙の滴で）カバーガラスを押してください。
- カバーガラスは、レーザ光散乱または反射を防止するために、レーザービームにできるだけ垂直に位置づけされていることを確認します。カバースリップは、角膜を平坦化するコンタクトレンズとして機能します。
- トグルUNT集中スリットランプを通って、フリーハンドで見てIL網膜を可視化することができます。網膜は可視化位置に応じて淡黄色/赤色を持っていますが、明確な、赤い血管が見えるようになります。
- ゆっくりと慎重に視神経を視覚化するまで、マウスの頭部および/またはカバースリップを操作します。視神経は、それから放射複数の容器と色が黄色になります。
- オペレータは視神経の可視化を確認した後、ビームを集束レーザーをオンにします。
- レーザービームがオンにされた後、所望の位置に（視神経から約1ディスク径）ビームを集束レーザーを操縦。
- 眼底のRPEにレーザー光の焦点を合わせます。適切な焦点は、最も鮮明かつ明確なレーザービームを有することにより達成されます。ビームを目指している場合は、楕円形やフォーカス、トグルスリットランプフォーカスまたは再位置カバーガラスの外に見えます。
- 照準ビームがRPEに集束されると、レーザーの足のトリガーを用いたレーザ管理を開始します。
- 眼内彼を防止するために、網膜血管を避けてくださいmorrhage。
- すぐにレーザー投与後の泡の出現を監視します。レーザーショットの輪郭がはっきりとどのような方法でかすんでいないでなければなりません。
- レーザーショットは、泡の形成をもたらさない場合、または衝撃の面積は（対成功した影響を明確に、はっきりと定義された境界線不明確な円形境界線で曇った外観）かすんで見える、または出血がレーザー投与後に見られている場合、しないでください将来の分析のためにこれらの病変が含まれます。
- 繰り返しは、すべての希望CNV位置の3.10から3.12（通常は3で、6、9、および視神経の周りの12時の位置）を繰り返します。レーザー誘導は、視神経からほぼ同じ距離で適用された場合、リフォーカスは必要ありません。しかし、マウスの眼の網膜に存在する可能性が小さい変動の強い曲率に、ビームを再集束することは連続したレーザー投与の間必要になることがあります。
- ノートブックのレコードの電子の位置と結果ACHのレーザーショットの管理と結果（成功、かすんで、出血など ）、眼用の各投与ショットの。使用しないときは、スタンバイモードでレーザーを配置してください。
- 必要に応じて安定化して、新しいカバースリップのための反対側の手を使用して、マウスのもう片方の目のための3.1から3.14を繰り返します。
- すべての所望のレーザショットが投与された後、レーザーをオフにして、スリットランプを。
- カバースリップを破棄し、麻酔からの回復のための暖かい上にマウスを置きます。肉眼傷害のために目を検査し、水和目を維持し、潜在的に将来の白内障の発症を予防するために人工涙液の液滴を配置します。マウスは麻酔から回復した後、ケージに戻します。
| AVERTIN | AVERTIN | AVERTIN | XYL / KET | XYL / KET | |
| マウスの重量（g） | 用量（MG /キログラム） | 麻酔投与量（ミリリットル） | 用量（MG /キログラム） | 麻酔投与量（ミリリットル） | |
| 15 | 250 | 20 | 0.1875 | 100mgの/ kgのケタミンを、 10mg / kgのキシラジン | 0.15 |
| 16 | 250 | 20 | 0.2 | 100mgの/ kgのケタミンを、 10mg / kgのキシラジン | 0.16 |
| 17 | 250 | 20 | 0.2125 | 100mgの/ kgのケタミンを、 10mg / kgのキシラジン | 0.17 |
| 18 | 250 | 20 | 0.225 | 100mgの/ kgのケタミンを、 10mg / kgのキシラジン | 0.18 |
| 19 | 250 | 20 | 0.2375 | 100mgの/ kgのケタミンを、 10mg / kgのキシラジン | 0.19 |
| 20 | 250 | 20 | 0.25 | 100mgの/ kgのケタミンを、 10mg / kgのキシラジン | 0.2 |
| 21 | 250 | 20 | 0.2625 | 100mgの/ kgのケタミンを、 10mg / kgのキシラジン | 0.21 |
| 22 | 250 | 20 | 0.275 | 100mgの/ kgのケタミンを、 10mg / kgのキシラジン | 0.22 |
| 23 | 250 | 20 | 0.2875 | 100mgの/ kgのケタミンを、 10mg / kgのキシラジン | 0.23 |
| 24 | 250 | 20 | 0.3 | 100mgの/ kgのケタミンを、 10mg / kgのキシラジン | 0.24 |
| 25 | 250 | 20 | 0.3125 | 100mgの/ kgのケタミンを、 10mg / kgのキシラジン | 0.25 |
| 26 | 250 | 20 | 0.325 | 100mgの/ kgのケタミンを、 10mg / kgのキシラジン | 0.26 |
| 27 | 250 | 0.3375 | 100mgの/ kgのケタミンを、 10mg / kgのキシラジン | 0.27 | |
| 28 | 250 | 20 | 0.35 | 100mgの/ kgのケタミンを、 10mg / kgのキシラジン | 0.28 |
| 29 | 250 | 20 | 0.3625 | 100mgの/ kgのケタミンを、 10mg / kgのキシラジン | 0.29 |
| 30 | 250 | 20 | 0.375 | 100mgの/ kgのケタミンを、 10mg / kgのキシラジン | 0.3 |
表1：XyIKet投与チャート。
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
CNV病変の定量化は、CNVの血管を標識するために免疫蛍光染色を使用してフラットマウント脈絡膜の分析を介して実行することができます。組織標本の二つの最も頻繁に使用される方法は、すぐに動物の犠牲、または内皮細胞のマーカーで死後の免疫染色の前に灌流を介して行わFITC-デキストランラベルです。これらの方法の両方を詳細13,14,21に以前に記載されている、それぞれ、それぞれの1及び2に示す例を図 。共焦点顕微鏡画像を取得した後、領域（2次元）またはボリューム（3次元）のいずれかを計算することができ、ImageJソフトウェアまたはVolocityで可視化しました。定量化に加えて、OCT画像は 、生体内でのCNV病変を可視化するために使用することができます。得られたCNV と網膜の断面画像の一例が図3に示されています。
LT = "図1" SRC = "/ファイル/ ftp_upload / 53502 / 53502fig1.jpg" />
図1：CNV灌流染色＆エリア（2D）の計算例（25X）（A）FITCデキストランは、CNV病変を灌流しました。 （B）、閾値を経由してImageJの面積定量法。マウス系統：C57BL / 6J この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。
図2：CNV免疫染色＆ボリューム（3D）計算例（25X）は（A）イソレクチンGS-IB4は、CNV病変を染色しました。 （B） 面図エン CNV病変の3次元再構築。 （C）3次元再構成側面図（B、Cの1つのタイル幅= 35ミクロン）。マウス系統：C57BL / 6J。g2large.jpg「ターゲット= "_空白">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。
図3：10月断CNVの可視化 （A）10月CNV病変の顔ビュー専用。 （B）、CNVと網膜の10月断面B-スキャンは黄色の丸で囲みました。マウス系統：C57BL / 6J この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
成功したレーザー誘導後にレーザ送出し、得られたCNV病変の発達に影響を与えることができ、複数の要因があります。これらの要因には、のために制御し、最も信頼性の高い結果を得るために標準化されるべきです。これらの要因の中で最も適切なマウスの選択（遺伝子型、年齢、性別）、麻酔薬の選択、及びレーザーの設定です。
使用される特定のマウスモデルは、CNVの開発の過程に大きな影響を与えることができます。最も広く使用されている遺伝子型C57BL / 6マウスです。動物が得られるから、ベンダーは、得られたCNVの大きさに影響を与えることができます。悪いら。タコのマウスは他の二つのベンダー4よりCNVかなり大きな発展と、ジャクソン、チャールズ川、そしてタコの研究室からのC57BL / 6マウスでは、最終的なCNV病変の大きさの有意差を示しました。そのため、一つの会社から購入し、その同じベンダーからのすべてのマウスを使用すると、外部の差を最小にするのに役立ちますCNV病変サイズの。マウスの年齢および性別も実験を設計する際に考慮すべき重要な因子であることが示されています。メスのマウスは、同じ年齢の雄マウスよりも多くのCNVを開発し、両方の性別の古いマウスは若いマウス22,23よりも多くのCNVを開発。実験パラメータに応じて、事業者は念頭に置いて、これらの要因を維持する必要があります。事業者が機構的および薬物開発の目的を解明するためにレーザーCNVの手順を使用している場合たとえば、異なる年齢で男女ともに男女とそうでないものに固有のメカニズムを定義するために使用されるべきです。
適切な麻酔は、特に学習プロセスの間に、この手順のための重要なステップです。ほとんどのIACUC承認された計画は、手順が習得された後、それぞれの目に4-5レーザショットを提供するのに十分な時間よりも少なくとも15〜30分間、のために麻酔を誘導することができます。しかし、あまりにも多くの時間が経過した場合、麻酔は可逆レンズ混濁、再につながることができます実験的CNV 24光学的に不浸透性の目をndering。麻酔を誘導するために使用される2つの主なプロトコルがキシラジン/ケタミンカクテルやトリブロモエタノール（TBE）が腹腔内に配信されます。いくつかの報告は、白内障形成の面でキシラジン/ケタミンにTBEの利点を断定するが、オペレータが迅速14動作しない場合は、両方のは、最終的に曇ったレンズの開発につながります。白内障の発生までの時間を延長するための一つの方法は、人工涙液25を適用することにより、詳細なプロトコールで述べたように、眼の水分補給を維持することです。この方法は、関係なく使用する麻酔物質の、白内障形成を遅らせ、オペレータに手続きを完了するために多くの時間を与えるのを助ける必要があります。
レーザー設定は、CNVの信頼性の誘導における主要な要因となることができます。キャリブレーションレーザーパワーと持続時間は、実験動物の手続きを行う前に、重要な予備的なステップです。レーザーショットこれは、CNVの開発プロセスを妨害するように、その原因の出血またはバブルを形成することなく焦点から外れているが、計算から除外されるべきです。複数の容器は、びまん性出血の原因と破裂する場合は、全体の目は除外すべきです。理想的には、一貫して明確な境界で気泡の形成および病変の原因とブルッフ膜の破裂最小の消費電力とレーザーの最短期間は、4を使用する必要があります。異なる電源設定で実験プロトコルは、過剰な組織損傷とCNV形成4、14,17のその後より低い速度にパワーと持続時間とリードを広げたことを明らかにしました。また、レーザー傷害の位置もCNVの発生に影響を与えることができます。影響は離れて23 <1 DDまたは2以上のDD配信よりも有意に大きい面積CNVのボリュームが得られた光学ディスクから約1ディスク径（DD）を配信します。ポストレーザー解析に応じて、病変の位置はまたは重要でなくてもよいです。例えば、OCT画像は、すべての病変の取得しようとすると、視神経の周りの中心部に位置する非常に重要です。病変はフラットマウントを介して分析される場合にこれに対して、病変の位置は、重要ではありません。最後に、その最後のショットは、互いにまたは他の2病変が一緒に「成長する」ことにあまりにも近くに配置されていないことを確認します。
CNVアッセイは、実験的に血管新生AMDを研究するための堅牢な方法です。レーザー誘導に起因する血管新生は、人間のAMD患者で観察された血管新生に位置し、全体的な外観が似ています。しかし、それははるかに最適なモデルです。人間の目とは異なり、マウスは、定義された黄斑を持っていないと、レーザー誘発CNVモデルに見られる急性損傷に関連した血管新生は、基本的に、AMD 7,8,14の遺伝的影響を受け、慢性の病状とは異なります。マウスの網膜環境が健全であると、得られた血管新生は、レーザー衝撃による外傷はなく、遺伝的/電子に対する反応として起こります人間、AMDのように環境関連要因や年齢、。これに対して、AMDにおけるヒト網膜の環境は、VEGF発現とCNV 3原因の他のサイトカインの異常その間慢性炎症の状態、です。明らかに、これら2つの環境での新生血管の開発は著しく異なります。
結論として、レーザー誘発CNVプロトコルが実行する最初は難しいが、マスターに最終的にやりがいのあるものです。マウスとカバーガラスを保持するだけでなく、視神経を視覚化するためにカバースリップし、マウスの頭を操作するのに必要な細かい器用さは、彼らは演算子のいずれかの手を使っても実行する必要があり、特に以来、忍耐と練習を必要とする演習です。しかし、技術が学習されると、それは実験的CNVを実装するための効率的な方法であることができ、血管新生AMDの研究のほとんどの側面に適用することができます。
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 532 nm (green) argon ophthalmic laser | IRIDEX | GLx | any ophthalmic 532 nm (green) argon laser can be used |
| slit lamp | Carl Zeiss | 30SL-M | any slit lamp can be used as long as it is compatible with the laser |
| tribromoethanol | Sigma | T48402-25G | used to make anesthetic |
| tert-amyl alcohol | Sigma | 152463-1L | used to make anesthetic |
| amber glass vials + septa | Wheaton | WH-223696 | tribromoethanol storage |
| tissue wipes | VWR | 82003-820 | miscellaneous |
| 1% Tropicamide | Falcon Pharmaceuticals | RXD2974251 | pupillary dilation |
| 0.5% Tetracaine hydrochloride | Alcon | 0065-0741-12 | topical anesthesia |
| artificial tears | Alcon | 58768-788-25 | hydration |
| heat therapy pump (for animal warming) | Kent Scientific | HTP-1500 | used to maintain animal body temp |
| warming pad | Kent Scientific | TPZ-0510EA | maintains animal body temperature |
| 30 G insulin needles | BD | 328418 | IP anesthesia injection |
| scale | American Weigh Scale | AWS-1KG-BLK | mouse weighing |
| cover slip (25 mm x 25 mm) | VWR | 48366089 | flatten cornea to visualize mouse retina |
| xylazine | obtained from institution | obtained from institution | anesthesia |
| ketamine | obtained from institution | obtained from institution | anesthesia |
| Volocity | PerkinElmer | used for volumetric re-construction | |
| ImageJ | National Institutes of Health | used for image analysis |
References
- Bressler, N. M., Bressler, S. B., Fine, S. L.
- Congdon, N., et al. Causes and Prevalence of Visual Impairment Among Adults in the United States. Arch Ophthalmol. 122, 477-485 (2004).
- Jager, R. D., Mieler, W. F., Miller, J. W.
- Poor, S. H., et al. Reliability of the Mouse Model of Choroidal Neovascularization Induced by Laser Photocoagulation. IOVS. 55, 6525-6534 (2014).
- Ryan, S. J. The development of an experimental model of subretinal neovascularization in disciform macular degeneration. Trans Am Ophthalmol Soc. 77, 707-745 (1979).
- Miller, H., Miller, B., Ishibashi, T., Ryan, S. J. Pathogenesis of laser induced choroidal subretinal neovascularization. IOVS. 31, 899-908 (1990).
- Pennesi, M. E., Neuringer, M., Courtney, R. J. Animal models of age related macular degeneration. Molr Aspects Mede. 33, 487-509 (2012).
- Grossniklaus, H. E., Kang, S. J., Berglin, L. Animal Models of Choroidal and Retinal Neovascularization. Prog Retin Eye Res. 29, 500-519 (2010).
- Zeiss, C. J. REVIEW PAPER: Animals as Models of Age Related Macular Degeneration An Imperfect Measure of the Truth. Vet Pathol Online. 47, 396-413 (2010).
- Tobe, T., et al. Targeted Disruption of the FGF2 Gene Does Not Prevent Choroidal Neovascularization in a Murine Model. Am J Pathol. 153, 1641-1646 (1998).
- He, L., Marneros, A. G. Macrophages Are Essential for the Early Wound Healing Response and the Formation of a Fibrovascular Scar. Am J Pathol. 182, 2407-2417 (2013).
- Hoerster, R., et al. In vivo and ex vivo characterization of laser induced choroidal neovascularization variability in mice. Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol. 250, 1579-1586 (2012).
- Jawad, S., et al. The Role of Macrophage Class A Scavenger Receptors in a Laser Induced Murine Choroidal Neovascularization Model. IOVS. 54, 5959-5970 (2013).
- Lambert, V., et al. Laser induced choroidal neovascularization model to study age related macular degeneration in mice. Nat Protocols. 8, 2197-2211 (2013).
- Sakurai, E., Anand, A., Ambati, B. K., van Rooijen, N., Ambati, J. Macrophage Depletion Inhibits Experimental Choroidal Neovascularization. IOVS. 44, 3578-3585 (2003).
- Espinosa Heidmann, D. G., et al. Macrophage Depletion Diminishes Lesion Size and Severity in Experimental Choroidal Neovascularization. IOVS. 44, 3586-3592 (2003).
- Giani, A., et al. In Vivo Evaluation of Laser Induced Choroidal Neovascularization Using Spectral Domain Optical Coherence Tomography. IOVS. 52, 3880-3887 (2011).
- Kwak, N., Okamoto, N., Wood, J. M., Campochiaro, P. A. VEGF Is Major Stimulator in Model of Choroidal Neovascularization. IOVS. 41, 3158-3164 (2000).
- Reich, S. J., et al. Small interfering RNA (siRNA) targeting VEGF effectively inhibits ocular neovascularization in a mouse model. Molr Vis. 9, 210-216 (2003).
- Baffi, J., Byrnes, G., Chan, C. C., Csaky, K. G. Choroidal Neovascularization in the Rat Induced by Adenovirus Mediated Expression of Vascular Endothelial Growth Factor. IOVS. 41, 3582-3589 (2000).
- Claybon, A., Bishop, A. J. R. Dissection of a Mouse Eye for a Whole Mount of the Retinal Pigment Epithelium. JoVE. , 2563 (2011).
- Espinosa-Heidmann, D. G., et al. Age as an Independent Risk Factor for Severity of Experimental Choroidal Neovascularization. IOVS. 43, 1567-1573 (2002).
- Zhu, Y., et al. Improvement and Optimization of Standards for a Preclinical Animal Test Model of Laser Induced Choroidal Neovascularization. PLoS ONE. 9, e94743 (2014).
- Weinstock, M., Stewart, H. C. Occurrence in rodents of reversible drug induced opacities of the lens. British J Ophthalmol. 45, 408-414 (1961).
- Ridder III, W. H., Nusinowitz, S., Heckenlively, J. R. Causes of Cataract Development in Anesthetized Mice. Exp Eye Res. 75, 365-370 (2002).
