Introduction
Aldersrelateret makuladegeneration (AMD) er en af de førende årsager til blindhed hos personer over en alder af 50 1-3. AMD kan inddeles i to former: atrofisk ("tør") AMD og neovaskulær ("våd") AMD. Førstnævnte er karakteriseret ved geografisk atrofi af retinal pigment (RPE), choriocapillaris, og fotoreceptorer, mens sidstnævnte er karakteriseret ved invasionen af unormale fartøjer fra årehinden ind i den ydre nethinde lag forårsager lækage, blødning og fibrose, og i sidste ende fører til blindhed 1,2. Af de to former, neovaskulær AMD tegner sig for hovedparten af synstab 1. Heldigvis denne formular har mange effektive farmakologiske styringsmuligheder, mens dens atrofisk modstykke i øjeblikket har nogen bevist medicinske behandlinger 3. Desuden fordi neovaskulær formularen er let re-kapituleret i en dyremodel, har det været mere bredt tilgængelige for grundlæggende AMD forskning udforske de underliggende patologiske mekanismer for at udvikle nye behandlingsformer 4.
Den første dyremodel for eksperimentel choroideaneovaskularisering (CNV) blev udviklet af Ryan et al. i ikke-menneskelige primater 5. Denne model inducerede brud på Bruch membran via laserfotokoagulering, som forårsagede en lokal inflammatorisk reaktion resulterer i angiogenese svarende til den, der ses ved neovaskulær AMD. Den histopatologiske progression af angiogenese efter laser induktion blev fundet at efterligne neovaskulær AMD, som bekræftede modellens gyldighed 6. Primater tilbyde den mest ligner anatomi for mennesker, men desværre er dyre at vedligeholde, ikke let kan manipuleres genetisk, og har en langsom Tidsforløbet for sygdommens progression 7. I modsætning hertil gnavermodeller er langt mere omkostningseffektivt at opretholde, kan genetisk manipuleret med relativ lethed, og har en meget hurtigere couRSE af sygdomsprogression (kan udføres eksperimenter på en tidsskala uger versus måneder). Disse forsøg må kun foretages i pigmenterede gnavere, da det er meget vanskeligt at visualisere i albinodyr.
Musen laserinduceret CNV-model, først udviklet af Campochiaro gruppe i slutningen af 90 's 10, er vokset til at være den dominerende dyremodel i størstedelen af de seneste undersøgelser 11-16. På grund af den komplekse og stadig uklart patogenese CNV, har laser-modellen er anvendt i alle aspekter af våd AMD forskning spænder fra at studere de molekylære mekanismer drivende angiogenese at evaluere nye behandlingsmetoder til fremtidig human brug. For eksempel Sakurai et al. og Espinosa-Heidmann et al. anvendes laser model til at undersøge effekten af makrofager på udviklingen af CNV ved hjælp af transgene mus og farmakologiske fjernelse behandlinger 15, 16. Giani et al. og Hoerster et al. brugt optisk kohærens tomografi (OLT) til billedet laser-induceret CNV i et forsøg på at karakterisere udviklingen af CNV og sammenligne de histopatologiske fund til resultaterne ses på Oktober billeddannelse 12,17. Endelig har undersøgelser med intravitreal injektion af anti-angiogene midler blevet anvendt som forudsætninger for menneskelige forsøg og var afgørende for udviklingen af den første generation af anti-VEGF midler anvendt i forvaltningen af neovaskulær AMD dag 10,18,19.
Alternative modeller for eksperimentel CNV udnytte kirurgiske metoder til at inducere CNV. Denne procedure indebærer indsprøjtning pro-angiogene stoffer (f.eks rekombinante virusvektorer overudtrykker VEGF, subretinal injektion af RPE-celler og / eller polystyrenperler) for at efterligne den øgede VEGF-ekspression ses i neovaskulær AMD, med det formål at forårsage angiogenese 8,20. Men denne metode giver en drastisk lavere forekomst af neovaskularisering; disse undersøgelser viste, at CNV iC57 / BL6-mus forekommer i 31% af injektionerne versus ~ 70% succesrate ses i laserfotokoagulation metode i samme stamme af mus 8,14. Af disse grunde og i betragtning af fordelene ved at bruge gnavere versus ikke-menneskelige primater, har musemodel af laser-induceret CNV blevet standard dyremodel af CNV for de fleste neovaskulære AMD undersøgelse eksperimenter 8.
Musen øje er en minimal, sart væv at arbejde med. Manøvrering af øjet at visualisere nethinden er vanskelig og kræver meget praksis, indtil beherskelse opnås. Denne opgave kompliceres af, at det skal læres med den dominerende og ikke-dominerende hånd. Desuden udviste de fine bevægelser, der er nødvendige for at visualisere nethinden er blevet lært, koordineringen mellem begge hænder og fodpedalen driver laseren er vigtige. I dette papir, vi søgte at destillere de udfordringer, lære alle de fysiske manipulationer involveret i laser-induceret CNV procedure ind i en vejledning, der ville hjælpe operatørerne opnå hurtig succes med denne model.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle dyr behandles i overensstemmelse med vejledning for Pleje og anvendelse af forsøgsdyr 2013 Edition, Foreningen for Forskning i Vision og oftalmologi (ARVO) Redegørelse for anvendelse af dyr i Ophthalmic og Vision Research, og som er godkendt af Institutional Animal Pleje og brug udvalg for Northwestern University.
Bemærk: Følgende procedure kan gøres helt med én operatør; Men det er meget mere effektivt udført med to operatører med de opgaver opdeles i overensstemmelse hermed.
1. Forbered Laser og Pre-laser Station
- Placer laseren og spaltelampe hvor det kan være let tilgængelig. Tænd laser og indstillet til at pre-fastlagt parametre (f.eks 75 um spot størrelse, 100 mW effekt, 100 ms varighed).
FORSIGTIG: Sørg operatør bærer alle dyr og laser sikkerhed personlige værnemidler og relevant laser sikkerhed tegn vises uden for proceduren rummet.- Før du bruger nogen forsøgsdyr, finde ideelle parametre ved hjælp af en kalibrering, ikke-eksperimentelle mus. Laserparametre vil afhænge af anvendte laser. Ideel parametre er defineret af den laveste lasereffekten indstilling, der konsekvent forårsager "boble" dannelse ved korrekt fokuseret. Se video for eksempel af læsion med korrekt "boble" formation.
- Forbered pre-laser-station, så anæstesi, dyr varmere, væv klude, og alle øjendråber (tropicamid, Tetracaine og kunstige tårer) er let inden for rækkevidde til operatør.
- Sikre, at dyret varmere forvarmes at rette temperatur (37 ° C) før injektion bedøvelsesmiddel i første mus med henblik på at undgå anæstesi-induceret hypotermi.
- Placer musen etape på varmere, så det kan holde på varmen og forbliver varm, når laser procedure begynder.
2. Mus Anæstesi og Pre-laser Forberedelse
- Før injicereing anæstesi, inspicere øjet makroskopisk at sikre det har ingen deformiteter eller deformiteter, der mindsker hornhinde klarhed (f.eks grå stær).
- Mus vejes.
- Optag vægt, køn, og dyrs id-nummer.
- Ved hjælp af vægt, beregne passende mængde af bedøvelsesmiddel, der skal bruges på grundlag af retningslinjer, som institution (f.eks 100 mg / kg ketamin hydroklorid, 10 mg / kg xylazin ELLER tribromethanol 250 mg / kg, for en 20 g mus injicere 0,20 ml xylazin / ketamin cocktail SR 0,25 ml tribromethanol). Har en tabel på forhånd beregnede doser pr vægt i trin på 1 g for at reducere matematiske fejl.
- Scruff mus og injicere bedøvelsesmiddel intraperitonealt baseret på beregninger i trin 2.4.
- Placer musen på dyr varmere og vent musen er helt bedøvet ved at kontrollere pedalen refleks via tå knivspids (ca. 3-5 min).
- Roll up et væv tørre og beskytte musens nasal område for at forhindre aspiration af flydende roll-off. Roll musen på sin side og placere en dråbe (ca. 30 ul) af tetracainhydrochlorid i hvert øje til topisk anæstesi. Vent 2 minutter til opløsning kan træde i kraft.
- Gentag trin 2.7 med en dråbe aktuel Tropicamid til pupil dilatation. Alternativt kan du bruge phenylephrinhydrochlorid (2,5%) til dilatation.
- Vent 2 minutter efter løsninger til at træde i kraft; holde dyr på varmere løbet af denne tid.
- Efter der er gået passende tid, hurtigt placere musen på musen scenen og placere scenen på hagen resten af spaltelampe.
- Tænd spaltelampe til det laveste lys lysstyrke og kontrollere graden af pupil dilatation. Hvis eleven ikke er tilstrækkeligt dilaterede (ca. 2,5-3 mm), returnere musen til dyr varmere og vente. Alternativt kan administrere en anden dråbe Tropicamid. Når øjet er tilstrækkeligt dilateret, gå videre til laser procedure.
3. Laser Procedure
Bemærk: Sørg for andre personer i rummet bære beskyttelsesbriller når væk fra laser-beskyttede spaltelampe eye-stykke
- Placér musen på muse-fase, således at det er ideelt placeret til visualisering af synsnerven (se 3.1.2).
- Orientere musen på holderen, så den ligger vandret, vinkelret på spaltelampe stråle, med hovedet på den ene side og hale i den anden. Ideel muse placering vil gøre synsnerven visualisering meget lettere, når dækglasset anvendes.
- Lidt dreje musen, så det er på en ~ 170 ° vinkel med hovedet tættere på laser operatør.
- Sørg for, at musen er så tæt som muligt at snitte lampe, men stadig i en position, hvor det er stabilt og hvor operatøren hånd vil have nok plads til fine manipulation.
- Efter musen er ideelt placeret, placere en dråbe kunstig tåre løsning på en 25 mm x 25 mm dækglas.
- Placer en dråbe kunstig tåre løsning på musens opposite øje - dette vil sikre øjet er hydreret og hjælpe forsinkelse kataraktdannelse.
- Hold hjørne af dækglas mellem tommelfinger og pointer fingre; position, således at glasset er presset mellem spidserne af de to fingre.
- Wrap forsigtigt de resterende tre fingre omkring dyrets krop for støtte og hånd stabilisering. Position hånd så dækglas kan nemt placeres på musens øje.
- Vær sikker på, at håndleddet er stabiliseret på et fast underlag for at reducere hånd tremor.
- Når stabil position er opnået, forsigtigt trykke dækglas (med dråbe kunstig tåre stadig klæbet) på musens øje.
- Sørg dækglasset er placeret så vinkelret som muligt på laserstrålen for at forhindre laserstrålen scatter eller refleksion. Dækglasset fungerer som en kontaktlinse til at flade hornhinden.
- Kig gennem spaltelampe og med den frie hånd skifte fokus UNTil nethinden kan visualiseres. Nethinden får en lysegul / rød farve afhængigt af placeringen visualiseres, vil særskilte, røde fartøjer være synlige.
- Langsomt og forsigtigt manipulere musen hoved og / eller dækglas indtil visualisere synsnerven. Synsnerven bliver gul i farven med flere fartøjer udgår fra det.
- Når operatøren har bekræftet visualisering af synsnerven, tænde laser fokus stråle.
- Når laserstrålen er blevet tændt, manøvrere laser fokus stråle til den ønskede position (ca. 1 skive diameter fra synsnerven).
- Fokus laserstråle på RPE af øjet fundus. Korrekt fokus er opnået ved at have den skarpeste og klareste laserstråle. Hvis sigter stråle ser ovale eller ude af fokus, skifte spaltelampe fokus eller re-stillingen dækglas.
- Når sigter strålen er fokuseret på RPE, initiere laser administration ved hjælp af laser fod udløser.
- Vær sikker på at undgå retinale fartøjer at forhindre intraokulær hanmorrhage.
- Hold øje med fremkomsten af en boble umiddelbart efter laser administration. Omridset af laser skud bør være klar og ikke uklar på nogen måde.
- Hvis laser skud ikke resulterer i bobledannelse eller område virkningen ser diset (uklar udseende med dårligt defineret cirkulære grænsen vs. klart, skarpt defineret kant af en vellykket effekt), eller hvis blødning ses efter laser administration, ikke omfatter disse læsioner til fremtidig analyse.
- Gentag trin 3,10-3,12 for alle de ønskede CNV positioner (sædvanligvis ved 3, 6, 9 og 12 på urskiven omkring synsnerven). Hvis laser induktioner anvendes ved omtrent samme afstand fra synsnerven, for at koncentrere ikke være nødvendig. Men på grund af den stærke krumning af musen øjet og små variationer, som kan eksistere i nethinden, omlægningen af bjælken kan være nødvendige mellem på hinanden følgende laser administrationer.
- Optag i en notesbog placering og resultatet af eACH laser skud administration og resultat (vellykket, diset, blødning, osv.) for hver administreret skudt for øjet. Sørg for at placere laseren i standby, når den ikke er i brug.
- Gentag 3.1-3.14 for musens andet øje, hvis det er nødvendigt, ved hjælp af den anden hånd til stabilisering og en ny dækglas.
- Efter alle ønskede laser skud administreres, skal du slukke laser og slids-lampe.
- Kassér dækglas og sted musen på varmere til nyttiggørelse fra anæstesi. Makroskopisk inspicere øje for enhver skade og placere en dråbe af kunstig tåre løsning til at holde øje hydreret og potentielt forhindre fremtidig katarakt udvikling. Når musen genopretter fra anæstesi, vende tilbage til buret.
| Avertin | Avertin | Avertin | XYL / KET | XYL / KET | |
| Mus Vægt (g) | Dosis (mg / kg) | Bedøvelse dosis (ml) | Dosis (mg / kg) | Bedøvelse dosis (ml) | |
| 15 | 250 | 20 | 0,1875 | 100 mg / kg ketamin; 10 mg / kg xylazin | 0.15 |
| 16 | 250 | 20 | 0,2 | 100 mg / kg ketamin; 10 mg / kg xylazin | 0,16 |
| 17 | 250 | 20 | 0,2125 | 100 mg / kg ketamin; 10 mg / kg xylazin | 0,17 |
| 18 | 250 | 20 | 0,225 | 100 mg / kg ketamin; 10 mg / kg xylazin | 0,18 |
| 19 | 250 | 20 | 0,2375 | 100 mg / kg ketamin; 10 mg / kg xylazin | 0,19 |
| 20 | 250 | 20 | 0.25 | 100 mg / kg ketamin; 10 mg / kg xylazin | 0,2 |
| 21 | 250 | 20 | 0,2625 | 100 mg / kg ketamin; 10 mg / kg xylazin | 0,21 |
| 22 | 250 | 20 | 0,275 | 100 mg / kg ketamin; 10 mg / kg xylazin | 0,22 |
| 23 | 250 | 20 | 0,2875 | 100 mg / kg ketamin; 10 mg / kg xylazin | 0,23 |
| 24 | 250 | 20 | 0,3 | 100 mg / kg ketamin; 10 mg / kg xylazin | 0,24 |
| 25 | 250 | 20 | 0,3125 | 100 mg / kg ketamin; 10 mg / kg xylazin | 0.25 |
| 26 | 250 | 20 | 0,325 | 100 mg / kg ketamin; 10 mg / kg xylazin | 0.26 |
| 27 | 250 | 0,3375 | 100 mg / kg ketamin; 10 mg / kg xylazin | 0,27 | |
| 28 | 250 | 20 | 0,35 | 100 mg / kg ketamin; 10 mg / kg xylazin | 0,28 |
| 29 | 250 | 20 | 0,3625 | 100 mg / kg ketamin; 10 mg / kg xylazin | 0,29 |
| 30 | 250 | 20 | 0,375 | 100 mg / kg ketamin; 10 mg / kg xylazin | 0,3 |
Tabel 1: XyIKet dosering Chart.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Kvantificering af CNV-læsioner kan udføres gennem analyser af flade monteret koroiderne hjælp af immunfluorescensfarvning at mærke CNV fartøjer. De to hyppigst anvendte metoder til forberedelse væv er FITC-dextran mærkning, sker via perfusion umiddelbart før dyr offer, eller post mortem immuno-farvning med en endothelcelle markør. Begge disse metoder er blevet beskrevet tidligere i detaljer 13,14,21; Figur 1 og 2 viser eksempler på hver henholdsvis. Efter konfokal mikroskopi billede erhvervelse, enten område (2-dimensioner) eller volumen (3-dimensioner) kan beregnes og visualiseres med ImageJ software eller Volocity. Ud over kvantificering kan oktober billeddannelse anvendes til at visualisere CNV læsion in vivo. Et eksempel på et tværsnit billede af nethinden med deraf CNV er vist i figur 3.
lt = "Figur 1" src = "/ files / ftp_upload / 53502 / 53502fig1.jpg" />
Figur 1:. CNV Perfusion Farvning & område (2D) Beregning Eksempel (25X) (A) FITC-dextran perfunderet CNV læsion. (B) ImageJ område kvantificering metode via tærskling. Mus Strain:. C57BL / 6J Klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 2: CNV Immunfarvning & Volume (3D) Beregning Eksempel (25X) (A) Isolectin GS-IB4 farvet CNV læsion.. (B) 3D-rekonstruktion af CNV læsion en face view. (C) 3D-rekonstruktion sidebillede (B og C en flise width = 35 um). Musestamme: C57BL / 6J.g2large.jpg "target =" _ blank "> Klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 3:. Oktober tværsnit CNV Visualisering (A) oktober en face billede af CNV læsion. (B) Oktober tværsnit B-scanning af nethinden med CNV cirkel i gult. Mus Strain:. C57BL / 6J Klik her for at se en større version af dette tal.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Der er flere faktorer, der kan påvirke laser levering og resulterende CNV læsion udvikling efter vellykket laser-induktion. Disse faktorer bør kontrolleres for og standardiseret for at få de mest pålidelige resultater. Den mest relevante af disse faktorer er mus laser indstillinger udvælgelse (genotype, alder og køn), bedøvende udvælgelse, og.
Den specifikke musemodel anvendes, kan have en betydelig effekt på forløbet af CNV udvikling. Den mest udbredte genotype er C57BL / 6 mus. Sælgeren hvorfra opnås dyrene kan påvirke den resulterende CNV størrelse. Dårlig et al. demonstrerede signifikante forskelle i den endelige CNV læsion størrelse i C57BL / 6 mus fra Jackson, Charles Rivers, og Taconic laboratorier, med mus fra Taconic udviklingslande væsentligt større CNV end de to andre leverandører 4. Derfor vil købe fra et selskab, og ved hjælp af alle mus fra samme leverandør hjælpe til at minimere eksterne forskellei CNV læsion størrelse. Alderen og kønnet af musen har også vist sig at være en vigtig faktor at overveje ved udformningen af forsøget. Hunmus udvikle mere CNV end hanmus af samme alder og ældre mus af begge køn udvikle mere CNV end yngre mus 22,23. Afhængigt af de eksperimentelle parametre, bør operatørerne holde disse faktorer i tankerne. For eksempel, hvis operatørerne bruger laser-CNV procedure at belyse mekanistiske og narkotika-udviklingsformål, begge køn på forskellige alderstrin bør anvendes til at definere mekanismer, der er specifikke for de to køn, og dem, der ikke.
Korrekt anæstesi er et afgørende skridt for denne procedure, især i løbet af læringsprocessen. De fleste IACUC godkendte regimer kan fremkalde anæstesi i mindst 15-30 min, hvilket er mere end nok tid til at levere 4-5 laser skud til hvert øje, når proceduren er mestrer. Men hvis for meget tid er gået, kan anæstesi medføre reversibel linse opacifikation, rendering øjet optisk uigennemtrængelig for eksperimentel CNV 24. De to vigtigste protokoller, der anvendes til at inducere anæstesi er xylazin / ketamin cocktail eller tribromethanol (TBE) blev indgivet intraperitonealt. Selv om nogle rapporter postulere fordelene ved TBE til xylazin / ketamin i form af dannelsen af grå stær, både i sidste ende resultere i udviklingen af en uklar linse, hvis operatøren ikke arbejde hurtigt 14. En måde at forlænge tiden før kataraktudvikling er at opretholde hydrering af øjet, som nævnt i den detaljerede protokol, ved anvendelse af kunstige tårer 25. Denne metode, uanset bedøvelsesmiddel stof, der anvendes, skal hjælpe forsinke kataraktdannelse og give operatøren mere tid til at afslutte proceduren.
Laser indstillinger kan være en væsentlig faktor i den pålidelige induktion af CNV. Kalibrering af laser magt og varighed er et vigtigt indledende skridt, før udførelse af proceduren på forsøgsdyr. Laserskudder forårsager blødning eller er ude af fokus, uden bobledannelse bør udelukkes fra beregningen, da det forstyrrer CNV udviklingsprocessen. Hvis flere skibe bristede forårsager diffus blødning, bør hele øjet udelukkes. Ideelt set bør laveste magt og korteste varighed laser, der konsekvent sprænger Bruchs membran forårsager boble dannelse og en læsion med klar afgrænsning bruges 4. Protokoller eksperimenterer med forskellige strømindstillinger har vist, at øget magt og varighed føre til overdreven vævsskade og efterfølgende lavere CNV dannelse 4, 14,17. Endvidere kan placeringen af laseren skade også påvirke CNV udvikling. Konsekvenser leveret ca. 1 skive diameter (DD) fra optikken disken gav betydeligt større område CNV mængder end dem, der leveres <1 DD eller 2 eller flere DD'er væk 23. Afhængigt af post-laser-analyse, læsion placering måske eller måske ikke være afgørende. For eksempel,hvis et OLT billede skal indhentes af alle læsioner, central beliggenhed omkring synsnerven er afgørende. Contrastingly, hvis læsioner skal analyseres via flad mount, læsion placering er ikke så afgørende. Endelig sikre, at sidste skud er ikke placeret for tæt på hinanden, ellers to læsioner kan "vokse" sammen.
CNV analysen er en robust metode til eksperimentelt at studere neovaskulær AMD. Den angiogenese følge af laser induktion svarer i placering og generelle udseende til angiogenese observeres i humane AMD patienter. Det er imidlertid langt fra en perfekt model. I modsætning til det menneskelige øje, behøver mus ikke har en defineret macula, og akut skade relateret angiogenese ses i laser-induceret CNV model adskiller sig grundlæggende fra genetisk påvirket, kronisk patologi AMD 7,8,14. Musen retinal miljøet er sundt, og den resulterende angiogenese forekommer som en reaktion på traumer forårsaget af laser effekt, snarere end genetiske / environmental faktorer og alder, som i human AMD. I modsætning hertil, den menneskelige retinal miljø AMD er i en tilstand af kronisk inflammation, hvorunder abnormiteter i VEGF-ekspression og andre cytokiner forårsager CNV 3. Det er klart, at neovaskulær udvikling i disse to miljøer er markant anderledes.
Konklusionen er, at laser-induceret CNV protokollen er en, der er i første omgang vanskelig at udføre, men i sidste ende givende at mestre. Den fine fingerfærdighed nødvendig for at holde mus og dækglasset, samt manipulere dækglasset og mus hoved at visualisere synsnerven er øvelser, der kræver tålmodighed og praksis, især fordi de har brug for at blive udført godt ved anvendelse af enten hænder operatøren. Men når teknikken er lært det kan være en effektiv måde at implementere eksperimentelle CNV og kan anvendes på de fleste aspekter af neovaskulær AMD forskning.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 532 nm (green) argon ophthalmic laser | IRIDEX | GLx | any ophthalmic 532 nm (green) argon laser can be used |
| slit lamp | Carl Zeiss | 30SL-M | any slit lamp can be used as long as it is compatible with the laser |
| tribromoethanol | Sigma | T48402-25G | used to make anesthetic |
| tert-amyl alcohol | Sigma | 152463-1L | used to make anesthetic |
| amber glass vials + septa | Wheaton | WH-223696 | tribromoethanol storage |
| tissue wipes | VWR | 82003-820 | miscellaneous |
| 1% Tropicamide | Falcon Pharmaceuticals | RXD2974251 | pupillary dilation |
| 0.5% Tetracaine hydrochloride | Alcon | 0065-0741-12 | topical anesthesia |
| artificial tears | Alcon | 58768-788-25 | hydration |
| heat therapy pump (for animal warming) | Kent Scientific | HTP-1500 | used to maintain animal body temp |
| warming pad | Kent Scientific | TPZ-0510EA | maintains animal body temperature |
| 30 G insulin needles | BD | 328418 | IP anesthesia injection |
| scale | American Weigh Scale | AWS-1KG-BLK | mouse weighing |
| cover slip (25 mm x 25 mm) | VWR | 48366089 | flatten cornea to visualize mouse retina |
| xylazine | obtained from institution | obtained from institution | anesthesia |
| ketamine | obtained from institution | obtained from institution | anesthesia |
| Volocity | PerkinElmer | used for volumetric re-construction | |
| ImageJ | National Institutes of Health | used for image analysis |
References
- Bressler, N. M., Bressler, S. B., Fine, S. L.
- Congdon, N., et al. Causes and Prevalence of Visual Impairment Among Adults in the United States. Arch Ophthalmol. 122, 477-485 (2004).
- Jager, R. D., Mieler, W. F., Miller, J. W.
- Poor, S. H., et al. Reliability of the Mouse Model of Choroidal Neovascularization Induced by Laser Photocoagulation. IOVS. 55, 6525-6534 (2014).
- Ryan, S. J. The development of an experimental model of subretinal neovascularization in disciform macular degeneration. Trans Am Ophthalmol Soc. 77, 707-745 (1979).
- Miller, H., Miller, B., Ishibashi, T., Ryan, S. J. Pathogenesis of laser induced choroidal subretinal neovascularization. IOVS. 31, 899-908 (1990).
- Pennesi, M. E., Neuringer, M., Courtney, R. J. Animal models of age related macular degeneration. Molr Aspects Mede. 33, 487-509 (2012).
- Grossniklaus, H. E., Kang, S. J., Berglin, L. Animal Models of Choroidal and Retinal Neovascularization. Prog Retin Eye Res. 29, 500-519 (2010).
- Zeiss, C. J. REVIEW PAPER: Animals as Models of Age Related Macular Degeneration An Imperfect Measure of the Truth. Vet Pathol Online. 47, 396-413 (2010).
- Tobe, T., et al. Targeted Disruption of the FGF2 Gene Does Not Prevent Choroidal Neovascularization in a Murine Model. Am J Pathol. 153, 1641-1646 (1998).
- He, L., Marneros, A. G. Macrophages Are Essential for the Early Wound Healing Response and the Formation of a Fibrovascular Scar. Am J Pathol. 182, 2407-2417 (2013).
- Hoerster, R., et al. In vivo and ex vivo characterization of laser induced choroidal neovascularization variability in mice. Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol. 250, 1579-1586 (2012).
- Jawad, S., et al. The Role of Macrophage Class A Scavenger Receptors in a Laser Induced Murine Choroidal Neovascularization Model. IOVS. 54, 5959-5970 (2013).
- Lambert, V., et al. Laser induced choroidal neovascularization model to study age related macular degeneration in mice. Nat Protocols. 8, 2197-2211 (2013).
- Sakurai, E., Anand, A., Ambati, B. K., van Rooijen, N., Ambati, J. Macrophage Depletion Inhibits Experimental Choroidal Neovascularization. IOVS. 44, 3578-3585 (2003).
- Espinosa Heidmann, D. G., et al. Macrophage Depletion Diminishes Lesion Size and Severity in Experimental Choroidal Neovascularization. IOVS. 44, 3586-3592 (2003).
- Giani, A., et al. In Vivo Evaluation of Laser Induced Choroidal Neovascularization Using Spectral Domain Optical Coherence Tomography. IOVS. 52, 3880-3887 (2011).
- Kwak, N., Okamoto, N., Wood, J. M., Campochiaro, P. A. VEGF Is Major Stimulator in Model of Choroidal Neovascularization. IOVS. 41, 3158-3164 (2000).
- Reich, S. J., et al. Small interfering RNA (siRNA) targeting VEGF effectively inhibits ocular neovascularization in a mouse model. Molr Vis. 9, 210-216 (2003).
- Baffi, J., Byrnes, G., Chan, C. C., Csaky, K. G. Choroidal Neovascularization in the Rat Induced by Adenovirus Mediated Expression of Vascular Endothelial Growth Factor. IOVS. 41, 3582-3589 (2000).
- Claybon, A., Bishop, A. J. R. Dissection of a Mouse Eye for a Whole Mount of the Retinal Pigment Epithelium. JoVE. , 2563 (2011).
- Espinosa-Heidmann, D. G., et al. Age as an Independent Risk Factor for Severity of Experimental Choroidal Neovascularization. IOVS. 43, 1567-1573 (2002).
- Zhu, Y., et al. Improvement and Optimization of Standards for a Preclinical Animal Test Model of Laser Induced Choroidal Neovascularization. PLoS ONE. 9, e94743 (2014).
- Weinstock, M., Stewart, H. C. Occurrence in rodents of reversible drug induced opacities of the lens. British J Ophthalmol. 45, 408-414 (1961).
- Ridder III, W. H., Nusinowitz, S., Heckenlively, J. R. Causes of Cataract Development in Anesthetized Mice. Exp Eye Res. 75, 365-370 (2002).
