Summary
lavaggi polmonari ripetute in maiali anestetizzati inducono il danno polmonare simile a importanti aspetti della sindrome da distress respiratorio acuto umana (ARDS). A tal fine i polmoni sono ripetutamente lavaged con soluzione fisiologica 0,9% a 37 ° C. L'obiettivo del protocollo è una attenuazione riproducibile di scambio di gas e emodinamica per la ricerca in ARDS.
Abstract
Vari modelli animali di danno polmonare esistono per studiare i complessi meccanismi patogenetici della sindrome da distress respiratorio acuto umana (ARDS) e valutare terapie future. danno polmonare grave con un peggioramento riproducibile degli scambi gassosi polmonari e l'emodinamica può essere indotta in maiali anestetizzati con lavaggi ripetuti polmonari con riscaldato 0,9% soluzione salina (50 ml / kg di peso corporeo). Compreso respiratorie serie e monitoraggio emodinamico con i dispositivi clinicamente applicata in questo modello permette la valutazione di nuove strategie terapeutiche (farmaci, ventilatori moderni, ossigenatori extracorporea a membrana, ECMO), e colma il divario tra panchina e comodino. Inoltre, l'induzione del danno polmonare con lavaggi polmonari non richiede l'iniezione di patogeni / endotossine che impatto sulle misurazioni di citochine pro e anti-infiammatori. Uno svantaggio del modello è l'alta reclutabilità del tessuto polmonare atelettasico. La standardizzazione del modello aiuta ad evitare le insidie, per garantire la comparability tra esperimenti, e per ridurre il numero di animali necessari.
Introduction
La mortalità della sindrome da distress respiratorio acuta umana (ARDS) rimane alto con valori compresi tra 40 e 50% 1 nonostante più di 4 decenni di intensa ricerca. I modelli animali di danno polmonare svolgono un ruolo importante nello studio delle meccanismi patologici complessi o nuovi approcci terapeutici per ridurre la mortalità e limitare disabilità a lungo termine.
Vari modelli sono stati creati per indurre danno polmonare che simula gli aspetti della ARDS umani in entrambe le grandi (ad esempio suini) o piccoli animali (ad esempio roditori). Metodi differiscono fortemente, compresi polmonare infusione arteriosa di acido oleico, endovenosa (iv) infusione di batteri e endotossine o legatura cecale e modelli puntura (CLP) causando ARDS sepsi indotta. Inoltre, le lesioni dirette ai polmoni a causa di grandi volumi correnti e le pressioni inspiratori alta di punta (danno polmonare indotto dal ventilatore; VILI), fumo / bruciano lesioni o ischemia polmonare / riperfusione modelli (I / R) sono spesso usati2. Uno dei principali svantaggi di modelli CLP, nonché modelli funzionanti con endotossine, è l'infiammazione sottostante che ostacola l'analisi di biotrauma causato da lesioni polmonari solo. Inoltre, esso può richiedere ore o giorni di provocare danno polmonare, come è il caso per VILI in grandi animali.
L'induzione di danno polmonare da tensioattivo washout con lavaggi polmonari ripetute, come è stato descritto da Lachmann et al. in cavie 3, è un metodo efficace di tempo per indurre lesioni polmonari con compromessi funzionali e meccaniche riproducibili, nonché variazioni di resistenza vascolare polmonare. L'adattamento di questo modello a ventilazione meccanica suini di circa 30-60 kg di peso corporeo sostiene la ricerca di base clinicamente utilizzati meccanici ventilatori, cateteri e monitor, mentre i compromessi in cambio gas e emodinamica sono altamente riproducibili contemporaneamente 4. Inoltre, l'induzione di danno polmonare da lavaggi non lo farichiedono attrezzature specifiche che non sono comunemente disponibili nei laboratori respiratori progettati per esperimenti in grandi animali. Il modello presentato in questo articolo è adatto per le attrezzature di ricerca esigenti (per esempio ventilatori) che è stato progettato per l'uso negli esseri umani, e, inoltre, garantisce una elevata riproducibilità nelle alterazioni che si verificano in funzione polmonare. La standardizzazione di questo modello contribuisce a garantire la comparabilità tra esperimenti e ridurre il numero di animali necessari. Il potenziale reclutabilità delle regioni polmonari atelettasici con manovre di reclutamento deliberate o sconosciuti è una grave limitazione di questo specifico modello. Nel seguente articolo diamo una descrizione dettagliata del modello di lavaggio per l'induzione di danno polmonare e fornire dati rappresentativi per caratterizzare la stabilità dei compromessi della funzione polmonare.
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Protocol
Gli esperimenti sono stati condotti presso il Dipartimento di Medicina Sperimentale, Charité - Universitätsmedizin, Berlino, Germania (certi fi cati secondo le norme EN DIN ISO 9001: 2000), e sono stati approvati dalle autorità federali per la ricerca sugli animali a Berlino, Germania prima degli esperimenti. I principi di cura degli animali da laboratorio, che sono stati utilizzati in tutti gli esperimenti, erano in conformità con le linee guida della Società europea e tedesca del Laboratorio Scienze Animali.
1. Animal Welfare e animali da laboratorio
- Tutti gli esperimenti sono stati condotti in suini maschi completamente anestetizzati (Landrace tedesco × Large White) di 3-4 mesi di età, del peso di 30-60 kg.
2. Anestesia, intubazione e ventilazione meccanica
- Sospendere cibo per 12 ore prima dell'anestesia per evitare un pieno stomaco del maiale, ma consentire il libero accesso all'acqua per ridurre al minimo lo stress.
- Per premedicazione, iniettare un combination di azaperone (3 mg / kg), atropina (0,03 mg / kg), ketamina (25 mg / kg) e xilazina (3,5 mg / kg) nei muscoli del collo del maiale mentre l'animale è ancora mantenuto nella sua casella per ridurre al minimo lo stress.
- Posto l'animale su una barella e coprire gli occhi con un panno per il trasporto una volta raggiunto un livello adeguato di anestesia.
- Trasportare il maiale per la sala operatoria e garantire una sufficiente respirazione spontanea in ogni momento, mantenendo il muso senza ostacoli.
- Posizionare il maiale in posizione prona e preoxygenate con una maschera che si adatta muso dell'animale utilizzando un elevato flusso di ossigeno (ad esempio, 10 L / min).
- Avviare il monitoraggio della saturazione di ossigeno periferica (S p O 2) dal clipping rispettivo sensore del monitor su una delle orecchie. Si può ottenere venoso con clinicamente usata catetere vena periferica (di solito 18 o 20 G) collocato in una delle vene dell'orecchio dopo una procedura di pulire con alcool swap.
NOTA: L'infusione di grandi volumi di soluzione salina normale invece di una soluzione cristalloide bilanciata può provocare acidosi ipercloremica, considerando che l'infusione di una soluzione contenente lattato può risultare in un aumento delle concentrazioni nel siero lattato, e quindi interferire con l'interpretazione del emogasanalisi o risultati di esperimenti successivi.
- Strap due bende attraverso il muso dell'animale (primo ricercatore). Tirare una benda verso l'alto per spostare la testa nella posizione corretta e raddrizzare le strutture orofaringee, tirare l'altra benda basso per aprire il muso. Tirare la linguetta su un lato (secondo investigatore).
- Premere la linguetta verso il basso con la lama del laringoscopio e far avanzare la lama verso l'epiglottide. Si noti, in questa posizione l'epiglottide è spesso incastrato dietro il palato molle dei suini.
- Mobilitare l'epiglottide con il tubo, premere verso il basso con la lama del laringoscopio e visualizzare le corde vocali per l'intubazione.
- Avanzare il tubo attraverso le corde vocali, mentre ruotando il tubo verso l'alto e bloccare il bracciale come descritto in dettaglio da Theisen et al. 5 NOTA: intubazione può anche essere possibile in posizione supina, a seconda della formazione del ricercatore nonché le procedure standard di un determinato ente. Una grande diametro del tubo supporta il dilavamento tensioattivo causa di afflusso e deflusso più rapido del liquido di lavaggio.
- Verificare il corretto posizionamento del tubo utilizzando capnografia e auscultazione. Per questo, garantire la capnogramma è 'normalmente' forma e auscultare entrambi i polmoni per la parità di suoni respiratori come fatto nella clinica.
NOTA: meccanicamente ventilare il maiale con le compressioni toraciche in caso di intubazione mancata o ritardata. Ciò richiede compressione manuale della gabbia toracica da entrambi i lati mentre la fornitura di ossigeno ad alto flusso tramite una maschera aderente.
- Mantenere anestesia con endovenosa continua infusione di thiopentone (20 mg / kg / h) e fentanyl (7 mg / kg / h).
NOTA: La dose necessaria può variare da animale ad animale. Non lasciare l'animale incustodito. Garantire un anestesia sufficiente in ogni momento durante l'esperimento per il benessere degli animali e motivi scientifici. - Controllare l'assenza di riflessi corneali e monitorare l'animale da vicino per le reazioni di stress / dolore durante la strumentazione. Strumentazione dovrebbe essere possibile senza la somministrazione di un rilassante muscolare se l'anestesia è sufficiente. Somministrare pancuronio bromuro (0,15 mg / kg BW bolo endovenoso seguito da un'infusione continua di 0,15 mg / kgBW / hr) se il rilassamento muscolare è necessaria per l'esperimento (es
3. Tecniche Strumentazione
- Posto l'animale in posizione supina e ritrarre le gambe utilizzando bende per tendere la pelle sopra i siti di incisione previsti. Sterilizzare le aree operative utilizzando un disinfettante pelle pre-operatoria come una soluzione di iodio di alcool / 1%.
NOTA: Usiamo una procedura pulire per sterilizzare l'area operativa, ma non usiamo tecniche aseptical completo, dal momento che questo è un modello non sopravvivenza. Il livello di asepsi chirurgica dipende dell'inchiesta segue l'induzione del danno polmonare. - Effettuare una incisione 10 cm linea che collega la mandibola e lo sterno (lato sinistro o destro possibile) taglio attraverso la pelle utilizzando un bisturi per il posizionamento della linea venosa centrale e la guaina di introduzione del catetere dell'arteria polmonare. Rivalutare la profondità dell'anestesia e aumentare il dosaggio se necessario.
- Separare il tessuto sottocutaneo e il platysma con pinze dei tessuti e forbici chirurgiche. Una volta che il brachiocefalica ed i muscoli sternocephalic sono visibili eseguire un smussato tagliato procedura che separa la fascia tra i muscoli fino a quando la vena giugulare esterna è visibile utilizzando strumenti come pinze o le dita.
- Incannulare la vena giugulare esterna con il catetere venoso centrale e l'introduttore mediante una tecnica di Seldinger modificata. Lavare tutti i cateteri con soluzione fisiologica prima di introdurre loro.
- Per questo, avanzare il rispettivo ago dal set di introduttore nella vena fino sangue venoso (buio, non pulsante) può essere aspirato. Far avanzare il filo guida attraverso la cannula nella vena per circa 15 cm. Rimuovere l'ago e far avanzare l'introduttore nella vena. Rimuovere il filo guida. Ripetere la stessa procedura per il posizionamento di un catetere venoso centrale, se necessario per l'esperimento.
- Controllare il corretto posizionamento dei cateteri per aspirazione di vil sangue endogeni. Chiudere con punti di sutura standard.
NOTA: Non dilatare la vena con un vasodilatatore come si farebbe in caso di un approccio percutaneo, perché questo sarà strappare la vena (Figura 1). Un approccio eco-guidata è possibile anche se l'investigatore è addestrato nelle tecniche cannulization ultrasuoni-guidate nei suini. - Identificare la piega tra il gracile e muscolo sartorio della coscia (a sinistra oa destra è possibile) per il posizionamento del catetere arterioso. Questa è la piega dove la pulsazione dell'arteria femorale può essere palpazione.
- Effettuare una incisione cinque centimetri lungo il taglio piega attraverso la pelle utilizzando un bisturi.
- Separare il tessuto sottocutaneo con pinze dei tessuti e forbici chirurgiche. Utilizzare un ottuso tagliato procedura separa la fascia tra i muscoli al livello dell'arteria femorale. Nota, evitare di tagliare i vasi safena eseguendo la procedura di ridurre cranica di loro.
- Incannulare l'arteria femorale medianteuna tecnica Seldinger modificata come descritto in 3.2. Una legatura può essere avvolto intorno l'arteria e chiuso in caso di sanguinamento nel sito di puntura. Questa operazione deve essere evitata, se possibile, in quanto compromette il flusso di sangue alla zampa posteriore. Chiudere con punti di sutura standard.
- Collegare il catetere arterioso e la linea venosa centrale al sistema trasduttore e calibrare sia contro l'atmosfera (zero) e sia 200 mmHg (linea arteriosa) o 50 mmHg (linea venosa centrale) per avviare il monitoraggio.
- Mettere tutti i trasduttori di pressione all'altezza dell'atrio destro (nei suini in posizione supina circa metà dell'altezza del torace).
- Eseguire una piccola incisione (4-5 cm) taglio attraverso la pelle sopra la vescica utilizzando un bisturi per catherization della vescica urinaria. Anche in questo caso, separare il tessuto sottocutaneo utilizzando corpi contundenti.
- Eseguire una sutura a borsa di (1-2 cm di diametro) nella parete della vescica volta che è visualizzato.
NOTA: Le suture devono not penetrare attraverso tutti gli strati della parete della vescica poiché ciò comporterebbe la perdita di urina attraverso le forature. - Fare un'incisione minima nel mezzo della sutura, introdurre il catetere urinario, bloccare il pallone con 10 ml di acqua distillata, tirare il catetere indietro fino a quando una leggera resistenza si fa sentire, e chiudere la sutura a borsa di intorno al catetere. Chiudere la pelle con punti di sutura standard.
4. Introduzione del catetere arterioso polmonare
- Iniettare 0,5-1 ml di aria nel palloncino del catetere in arteria polmonare (a seconda delle dimensioni del catetere) e controllare eventuali danni del pallone. Sgonfiare di nuovo il pallone.
- Collegare il catetere arterioso polmonare al sistema trasduttore di pressione e calibrare la PAC contro l'atmosfera (zero) e 100 mmHg (Figura 2 e 3).
- Introdurre il catetere nell'arteria polmonare attraverso la guaina di introduzione (palloncino sgonfio) per 10 a 15 cm, a seconda della lunghezza della guaina.
- Gonfiare il palloncino (il palloncino deve aver lasciato la guaina per questo) e far avanzare il catetere arterioso polmonare ulteriormente monitorando la pressione e le forme d'onda tipiche sul monitor emodinamico.
- Far avanzare il PAC, mentre appaiono le forme d'onda che sono tipici per l'atrio destro, ventricolo destro e arteria polmonare e smettere di avanzare quando viene visualizzata la curva di pressione capillare polmonare cuneo (PCWP) (Figura 4). Sgonfiare il palloncino.
NOTA: Una volta che il palloncino viene sgonfiato il PCWP-forma d'onda deve scomparire e la forma d'onda della pressione arteriosa polmonare deve essere visibile. Altrimenti il catetere è probabilmente inserito troppo in una arteria polmonare conseguente occlusione permanente dell'arteria (posizione cuneo auto). In questo caso, estrarre il catetere indietro fino a quando la forma d'onda della pressione arteriosa polmonare riappare per evitare complicazioni gravi (ad esempio rottura del vaso sanguigno) 6. <li> Assicurarsi che il palloncino viene sgonfiato ogni volta che il catetere viene tirato indietro per evitare gravi complicazioni.
NOTA: cateteri in arteria polmonare sono spesso accidentalmente avanzata nelle vene del fegato attraverso la vena cava inferiore nei suini. Quindi, tirare indietro il catetere e ricominciare tutto da capo, se il ventricolo destro non viene raggiunta dopo circa 30 cm.
5. polmonare Arteria Termodiluizione Tecnica ed emodinamiche
- Copiare tutti i valori emodinamici come la frequenza cardiaca, pressione sistolica, diastolica e pressione arteriosa media (MAP), pressione arteriosa polmonare, e la pressione venosa centrale (CVP) dal monitor emodinamico.
- Misurare la PCWP prontamente. Per questo, gonfiare il palloncino del catetere in arteria polmonare e garantire che una curva PCWP corretta viene visualizzata (Figura 4). Copiare la pressione polmonare capillare cuneo (PCWP) a fine espirazione dal monitor. sgonfiare immediatamente il pallone dopo (vedi 4.2.4). DEFLmangiato il pallone, tirare indietro il catetere e riposizionarlo se non si riesce a vedere una curva PCWP corretta come descritto in 4.2.2.
- Collegare il termistore e un flusso adeguato attraverso alloggiare al lume venoso centrale del catetere dell'arteria polmonare e al monitor per la misurazione della gittata cardiaca (CO). Successivamente, collegare la porta di temperatura distale del catetere (tappo rosso) con il monitor.
- Avviare il monitor e selezionare 'bolo CO' per monitorare le curve tempo-temperatura e quindi misurare la gittata cardiaca (CO), con l'arteria polmonare tecnica termodiluizione 7.
- Premere 'Inj Vol' e selezionare il volume di soluzione salina raffreddata (5 ml negli esperimenti qui presentati). Tornare alla schermata precedente. Premere 'catetere' e seleziona le dimensioni del catetere arterioso polmonare che viene utilizzato. Tornare alla schermata precedente.
- Seleziona 'inizio bolus' e iniettare 5 ml di soluzione fisiologica di una temperatura di 4 ° C più rapidamente possibile utilizzandoil flusso attraverso dell'alloggiamento. Attendere la misurazione è completata ed appare la curva rispettivo tempo-temperatura sul monitor. Copiare il valore di CO dal monitor.
- Eseguire 5 misurazioni in rapida successione in ordine casuale sopra il ciclo respiratorio del ventilatore come descritto in 5.3.4. Ignorare il più alto e il valore più basso e utilizzare le rimanenti tre per calcolare il valore medio della gittata cardiaca.
NOTA: Questa impostazione di monitoraggio è descritto per un monitor Edwards Vigilance, modello VGS1. La configurazione può variare a seconda del monitor. Tuttavia, è essenziale per selezionare il volume di iniezione corretta di soluzione salina e dimensioni del catetere. Alcuni monitor richiedono la selezione di una costante di calcolo che codifica la rispettiva quantità di soluzione fisiologica e la dimensione del catetere. Le costanti trovano di solito in un foglio all'interno della confezione del catetere. Mantenere la soluzione salina alla stessa temperatura durante l'esperimento (<5 ° C) per assicurare una corretta measurements. Utilizzare soluzioni di glucosio 5% invece di soluzione fisiologica per gli studi che coinvolgono le misure esatte di assunzione di elettroliti e l'omeostasi.
- Assicurarsi che tutti i parametri sono stati registrati e che arterioso e campioni di sangue venoso misti sono stati presi per consentire il calcolo della intra-polmonare destra a sinistra shunt.
- Record c'è bisogno di dati respiratorie prontamente come picco e plateau pressione inspiratoria dal respiratore, o eseguire ulteriori misurazioni come la misurazione della pressione transpolmonare per completare i dati in qualsiasi punto temporale dell'esperimento.
6. Lung lavaggi per indurre Lung Injury
- Assicurarsi che l'animale è ventilato con una F I O 2 di 1,0 e impostare la PEEP di 2-4 cm H 2 O per la procedura di lavaggio. Scollegare l'animale dal respiratore.
- Riempire i polmoni con riscaldato soluzione salina sterile normale (37 ° C, 50 ml / kg di peso corporeo). Per questo, precompilare un imbuto e collegarloil tubo endotracheale con un tubo elastico raccordo. Sollevare l'imbuto 1 m sopra l'animale e versare la soluzione salina nei polmoni più rapidamente possibile. La pressione idrostatica assegnerà la soluzione salina in tutte le sezioni polmonari.
NOTA: soluzione fisiologica sterile viene utilizzato per evitare il lavaggio polmonare di patogeni e possibile, scompenso settica dell'animale. L'uso dello 0,9% soluzione salina è cruciale, poiché i fluidi ipotonici comporterà edema polmonare immediata, squilibrio elettrolitico e morte dell'animale. Non riutilizzare la soluzione salina dopo una lavanda per massimizzare tensioattivo lavare. - Smettere di riempire quando MAPPA scende al di sotto di 50 mmHg.
NOTA: parametri emodinamici Solo e S p O 2 può essere utilizzato per monitorare l'animale per scompenso, poiché l'animale è scollegato dal ventilatore durante lavaggi polmonari. - Abbassare l'imbuto manualmente al livello del suolo, drenare il liquido di lavaggio passivamente e ricollegare l'animale al ventilatore per l'ossigenazione.
- attendere until i compensa animali (aumento di MAP e S p O 2) e ripetere il lavaggio appena possibile. L'arco di tempo per ri-lavaggio non deve superare i 5 min.
NOTA: Stabilizzazione dell'animale tra due lavaggi in caso di scompenso emodinamico serve ad evitare l'uso di vasopressori per trattare l'ipotensione sistemica, e per evitare ulteriori manovre di reclutamento incontrare ipossiemia. Gli animali sono ventilati con F I O 2 pari a 1,0 durante i lavaggi e le seguenti esperimenti per mantenere l'ossigenazione nonostante ridotta P a O 2 / F I O 2 rapporti. Impostare la PEEP a 2-4 cm H 2 O durante i lavaggi promuoverà la rapida formazione di atelettasia. Ma, PEEP deve essere impostato pari o superiore a 5 cm H 2 O dopo l'induzione del danno polmonare per soddisfare la definizione di Berlino di ARDS. Durante l'esperimento è consentito senza manovra di reclutamento o il cambiamento di PEEP, per evitare ogni pregiudizio investigatore indotta per quanto riguardas per la gravità del danno polmonare. - Prelevare un gas sangue arterioso dopo il secondo o terzo lavaggio seconda deterioramento emodinamico e compromesso S p O 2.
- Lavaggi ripetere fino a quando il P O un rapporto di 2 / F I O 2 (indice Horowitz) è costantemente misurata al di sotto di 100 mmHg per almeno 60 min a F I O 2 1.0 e PEEP ≥ 5 cm H 2 O.
- Regolare il ventilatore durante il periodo di lavaggi per mantenere il pH arterioso sopra 7,25 per evitare scompenso emodinamico.
- Avviare l'esperimento / trattamento sulla base del modello di washout tensioattivo una volta che la P a O 2 / rapporto F I O 2 (indice Horowitz) è costantemente misurata al di sotto di 100 mmHg per 60 min.
NOTA: Dopo l'induzione del danno polmonare come descritto, i cambiamenti nella funzione polmonare rimangono stabili per ore, deteriorarsi, o migliorare seconda delle impostazioni del ventilatore.
NOTA: Questo modello animale si basa su washout tensioattivo e conseguente formazione di atelettasia. Quindi, qualsiasi deviazione dalle impostazioni del ventilatore specificate, che possono portare al reclutamento di regioni polmonari atelettasici (aumento della PIP o PEEP), sarà parzialmente invertire l'effetto deleterio dei lavaggi e ostacolare la normalizzazione di questo modello.
7. Fine Experiment e l'eutanasia
- Assicurarsi che tutte le misurazioni vengono eseguite e dati vengono fissati prima della fine dell'esperimento.
- Iniettare 0,5 mg di fentanil in aggiunta alla anestesia continua e attendere almeno 5 minuti. Iniettare un sovradosaggio di tiopentale (almeno 1000 mg) rapidamente seguita da almeno 60 mmol di potassio utilizzando la linea centrale.
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Representative Results
P a O 2 / F I O 2 -ratio diminuisce durante lavaggi polmonari, ma l'esatto impatto di un singolo lavaggio è difficile da prevedere. Iniziamo a prelevare campioni arteriosi di gas nel sangue dal terzo in poi la lavanda per rilevare una diminuzione della P a O 2 / F I O 2 -ratio di sotto di 100 mmHg. Una volta che una diminuzione P a O 2 / F I O 2 -ratio inferiori a 100 mmHg è raggiunto, si richiede questo rapporto rimanga sotto di 100 mmHg per un'ora a una PEEP ≥ 5 cm H 2 O. In questo modo l'induzione di danno polmonare, che sarà formalmente soddisfare la definizione di Berlino di ARDS. Le variazioni concomitanti di gas nel sangue e l'emodinamica rimarra 'stabile' per ore, un ulteriore deterioramento, o addirittura migliorare a seconda delle impostazioni del ventilatore (Figura 5). Nel caso in cui la P a O 2 / F I O 2 -ratio non aumenta sopra 100 mmHg dusuonare il periodo basale un'ora, ulteriori lavaggi vengono effettuate come descritto sopra per impedire il recupero spontaneo dell'animale nel corso dell'esperimento, (figura 5). Aumenta PAP con ogni lavaggio a causa della crescente regioni atelettasici dei polmoni, ipercapnia e ipossiemia (Figura 5). I valori PAP solito aumentano due o triple-fold, ma possono aumentare sopra 60-70 mmHg durante una singola lavanda. Ciò può comportare improvviso scompenso emodinamico e la morte dell'animale. tasso di mortalità complessiva di questo modello in media del 10-15%.
Figura 1: Strumento Tabella per introduzione di un catetere venoso centrale e un introduttore guaina dalla tecnica di Seldinger dopo una procedura abbattuti. Nota, non utilizzare un vasodilatatore per cannulization diretta di un vaso sanguigno. PAC significa polmonare catetere arterioso.
Figura 2:. Polmonare Arteria Catetere Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.
Figura 3:. Catetere arterioso polmonare con palloncino gonfiato Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.
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Figura 4: Schema di abbozzo delle forme d'onda visibili promuovendo al contempo una catetere arterioso polmonare Il disegno raffigura il quale forma d'onda può essere di solito visto in cui la profondità di inserimento del catetere nei suini di circa 40 kg di peso corporeo.. PCWP significa polmonare pressione capillare. Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.
Figura 5:. I singoli valori misurati per P un rapporto O 2 / F I O 2 e media arteriosa polmonare Pressione (MPAP) dei Tre porcellini P a O 2 si intende la pressione arteriosa parziale di ossigeno, F I O 2 significa frazione di ossigeno inspirato. I dati sono stati registrati durante il workshop presso il nostro istituto.Si noti che la P a rapporto O 2 / F I O 2 aumenta dopo lavaggi polmonari in un animale, mentre rimane al di sotto di 100 mmHg negli altri due. Così, questo animale avrebbe dovuto ricevere ulteriori lavaggi come descritto in questo articolo. Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.
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Discussion
Questo articolo descrive un passo per passo le istruzioni per indurre grave danno polmonare nei suini a causa di dilavamento tensioattivo da lavaggi polmonari ripetute. Questo metodo specifico consente un deterioramento riproducibili e comparabili della funzione polmonare e la resistenza vascolare polmonare. E 'indispensabile per il lavaggio dei suini fino a quando il P a O 2 / F I O rapporto 2 è sceso al di sotto di 100 mmHg e rimane al di sotto di 100 mmHg per un ora. Una volta, questo è realizzato gli animali di solito non riprendersi dal danno polmonare per almeno 4-8 ore, fintanto che non manovre di reclutamento sono condotte 4,8. L'adesione a questo protocollo contribuisce ad aumentare la comparabilità tra i risultati di diversi esperimenti utilizzando lo stesso modello animale.
L'induzione del danno polmonare con lavaggi ha diversi limiti. In primo luogo, lavaggi ripetuti risultato in alcune delle proprietà istopatologiche di ARDS umani, tra cui la formazione di grandi atelettasia, perivaformazione di edema scular e un aumento dello spessore della membrana alveolo-capillare. Tuttavia, alcune caratteristiche importanti come grave danno epiteliale o la formazione di membrane ialine non si trovano in questo modello 2,9.
In secondo luogo, l'effetto di assunzione di elevate pressioni di inspiratorio ed una maggiore PEEP sembrano essere più elevato in danno polmonare lavanda-indotta nei maschi che nelle danno polmonare indotta dall'infusione di acido oleico o installazione intratracheale di E. coli (modello polmonite) 10. Così, i modelli di lavaggio può essere un rapido, metodo adeguato per testare ad esempio, l'effetto di diversi regimi di ventilazione, ma il ricercatore deve fare attenzione per evitare qualsiasi reclutamento alveolare ogni volta che non si desidera. Nella nostra esperienza, i compromessi in funzione polmonare e delle resistenze vascolari polmonari rimangono stabili per ore, fino a quando non vengono eseguite manovre accidentali di reclutamento. Ma, l'animale può peggiorare o migliorare seconda ventilatoreimpostazioni.
In terzo luogo, la risposta infiammatoria al danno polmonare è molto diversa tra i modelli e, inoltre, tra le specie. Il ruolo di ad esempio mediatori infiammatori come TNF-alfa nei modelli di lavaggio di suini sono ancora controversi 9.
In quarto luogo, questo modello richiede una strumentazione complessa e procedure di monitoraggio tipicamente utilizzati in terapia intensiva. Inoltre, il mantenimento dell'anestesia in grandi animali ipossiche esposto a improvvise variazioni emodinamiche è necessario. Così, solo gli investigatori esperti formati in grande ricerca animale e terapia intensiva dovrebbero funzionare con questo modello.
Infine, l'induzione del danno polmonare con lavaggi polmonari può causare uno scompenso emodinamico improvvisa e infine la morte dell'animale. Fino a 10-15% degli animali possono morire durante il periodo di induzione. Nella nostra esperienza, questo è solitamente il caso, quando la mappa scende al di sotto di 50 mmHg o la S p </ sub> O 2 scende al di sotto del 70% con conseguente insufficienza cardiaca improvvisa ischemica. Monitoraggio pressione media arteriosa polmonare (MPAP) durante il lavaggio è anche possibile ridurre la mortalità a causa di un aumento di MPAP sopra 50-60 mmHg comporterà insufficienza ventricolare destra e morte dell'animale. Nella nostra esperienza giusta e insufficienza ventricolare sinistra possono verificarsi simultaneamente durante lavaggi e emodinamica di monitoraggio durante la procedura è essenziale per ridurre la mortalità. Ci fermiamo un lavaggio in corso, drenare il liquido di lavaggio, e ventilare l'animale ogni volta che registriamo una diminuzione del MAP inferiore a 50 mmHg. Tuttavia, i lavaggi devono essere eseguite in rapida successione per dilavamento una notevole quantità di tensioattivo. Quando il P a O 2 / F I O rapporto 2 scende al di sotto di 100 mmHg non dovrebbe aumentare sopra di questa soglia per almeno un'ora. Questo approccio pratico permette un tempo di induzione efficiente del danno polmonare.
Il vantaggio di questa modalitàl è riproducibilità rispetto alla funzione polmonare e la resistenza vascolare polmonare, consentendo loro quantificazione precisa nella valutazione delle strategie terapeutiche. Inoltre, la dimensione dei supporti di animali l'uso di cateteri clinicamente utilizzati, tubi endotracheali, ventilatori e monitor che non sono completamente disponibili in piccoli mammiferi (ad esempio roditori). Inoltre, il formato dei dati acquisiti (es misurazioni della portata cardiaca con la tecnica termodiluizione) è comparabile alla situazione comodino noto ai medici di terapia intensiva.
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Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Evita Infinity V500 | Dräger | intensive care ventilator | |
| Vigilance I | Edwards | monitor | |
| Vasofix Braunüle 20G | B Braun | 4268113B | peripheral vein catheter |
| Mallinckrodt Tracheal Tube Cuffed | Covidien | 107-80 | 8.0 mm ID |
| MultiCath3 | Vygon | 157,300 | 3 lumen central venous catheter, 20 cm length |
| Leader Cath Set | Vygon | 115,805 | arterial catheter |
| Percutaneus Sheath Introducer Set | Arrow | SI-09600 | introducer sheath for pulmonary artery catheter of 4-6 Fr., 10 cm length |
| Swan-Ganz True Size Thermodilution Catheter | Edwards | 132F5 | pulmonary artery catheter, 75 cm length |
| Flow through chamber thermistor | Baxter | 93-505 | for measuring cardiac output |
| urinary catheter | no specific model requiered |
References
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