Introduction
Angioplastiek is een endovasculaire procedure gebruikt om de vernauwde of belemmerde slagaders verkregen uit pathologische aandoeningen zoals atherosclerose verbreden. Een veel voorkomende complicatie van angioplastiek is het post-operationele neointima hyperplasie of restenose die optreedt als gevolg van chirurgische verwondingen en de daaropvolgende ontsteking geïnduceerde vasculaire remodellering. Deze omstandigheden leiden tot proliferatie van vasculaire gladde cellen, en meerdere pathofysiologische gevolgen 1-3. Neointima hyperplasie opnieuw dikker het vaartuig en treedt op bij 60% post-angioplasty patiënten binnen het eerste jaar. Daarom restenose is een grote tegenslag van de gebruikte angioplastiekprocedure 4. Hoewel de implantatie van de drug-elutie stent restenose helpen voorkomen, kunnen alleen geselecteerde gegadigden deze kostbare procedure 5 ondergaan.
Zowel dierlijke en klinische studies hebben aangetoond dat chronische ontsteking die door VascuLAR letsel en / of chirurgische wond dient als de belangrijkste stimulans voor post-angioplastie neointima groei van 2,4. De ratten carotide ballonletsel model bootst de klinische situatie en dus dient als een waardevol modelsysteem om cellulaire factoren die betrokken bij de vasculaire remodellering en vasculaire celproliferatie 6-9 identificeren. Dit modelsysteem is een zeer nuttig hulpmiddel te evalueren en / of scherm geneesmiddelen en therapeutische reagentia die de groei van nieuwe intima in pre-klinische studies translationeel 10-14 onderdrukken.
In vergelijking met het muize carotis draad traumamodel 15 en murine dijbeenslagader draad traumamodel 16, ratten carotide ballonletsel model heeft het voordeel dat voldoende groot zijn om het gemak van de chirurgische ingreep die reproduceerbaarheid van de toegebrachte schade vergemakkelijkt. Het kan een groter aantal primaire cellen (bijvoorbeeld vasculaire gladde spiercellen, endotheelcellen) te verschaffen toevoeional in vitro studies om het moleculaire mechanisme betreffende vasculaire remodellering bakenen. Belangrijk, vergeleken met muizen, ratten is ook bekend dat een beter model voor fysiologische en toxicologische studies 17 zijn. Hoewel een nadeel of beperking van het ratmodel is het gebrek aan genetisch gemodificeerde en gen knockout modellen Dit nadeel kan worden ondervangen door de beschikbaarheid van de rat genomische sequentie en de recente ontwikkeling van krachtige genomische bewerkingshulpmiddelen zoals CRISPR-CAS technologie maakt mogelijke manipulatie van grote reeksen van genomische sequenties in verschillende modelsystemen 18,19.
Hoewel de rat ballon schade model is gebruikt door meerdere laboratoria en diverse uitgebreide protocollen zijn gepubliceerd 20,21, dit protocol is gericht op het verstrekken van meer details op pre-operatie bereidingen en kunnen onderzoekers nieuwe begeleiden naar deze procedure voor het opzetten van deze chirurgische praktijk. Wij benadrukken ook de post-chirurgische zorg thij dieren die niet alleen de post-mortem pathologische en histomorfologische analyses van de therapeutische effecten op de arteriële verbouwen, maar ook echografie echografische studies laat in levende dieren 13,22.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
LET OP: het gebruik van de rat ballon letsel model en bijbehorende procedures, waaronder injectie van recombinant sRAGE en ultrageluid echografische studies zijn goedgekeurd door de Animal Care en gebruik Comite (ACUC) van het National Institute on Aging, NIH.
1. Pre-operatie Voorbereidingen
- Instrument, Chirurgische Platform en Persoonlijke beschermingsmiddelen.
- Zie Materialen en Tabel Apparatuur voor de chirurgische instrumenten en reagentia gebruikt in deze procedure. Autoclaaf alle chirurgische instrumenten voorafgaand aan de chirurgische ingreep.
LET OP: Voor meerdere operaties uitgevoerd op dezelfde dag, gebruik maken van een voorverwarmde glazen kraal sterilisator om de instrumenten te steriliseren tussen ingrepen. - Steriliseren het oppervlak van de operationele platform met 70% alcohol. Zet op chirurgische toga, haar cover, chirurgisch masker, veiligheidsbril en handschoenen. Laat een doos met gesteriliseerde handschoenen in de buurt van de chirurgische platform voor extra onse.
- Zie Materialen en Tabel Apparatuur voor de chirurgische instrumenten en reagentia gebruikt in deze procedure. Autoclaaf alle chirurgische instrumenten voorafgaand aan de chirurgische ingreep.
- Bereiding van de ballonkatheter.
- Vul 1 ml spuit met steriel water en bevestig de spuit aan een steriele met water gevulde twee-weg kraan. Duw het water door de kraan aan de Luer-lock deel van de ballonkatheter te vullen, en verwijder de luchtbellen uit de opening van de katheter.
- Test opblazen van de ballon om de ballon verzekeren kan worden opgeblazen door 0,02 ml water. Bewaar de punt van de ballon in een bak met gesteriliseerd water voor de operatie verdroging en besmetting te voorkomen.
- Anesthesie en Animal Voorbereiding.
- Weeg mannelijke Wistar ratten (400-450 g) en controleer het oormerk om de ID te bevestigen. Plaats de rat in een inductie kamer, zet vervolgens de verdamper en stel de isofluraan niveau om 3,5-4,0% en het zuurstofgehalte tot 1,5-2,0 L. Controleer de diepte van de sedatie door het controleren pedaal terugtrekking reflex zoals knijpen de teen of staart van het dier.
- Na het bereiken van de anesthesie (
- Na het bereiken van de chirurgische anesthesieniveau, scheren het ventrale halsgebied van de kin tot net boven het borstbeen met dierlijke tondeuse en uitstrijkje de geschoren huid met afwisselend 1:10 verdunning van povidon-jood en 70% ethanol 3 keer.
- Plaats oogdruppels op de open ogen van het dier met een wattenstaafje om te voorkomen dat ze uitdrogen. Bevochtig de tong en mond van het dier met het drinken van water om uitdroging tijdens de operatie te voorkomen.
- Bedek de rat met een steriele chirurgische laken en snijd het blad aan de nek bloot te leggen. Plaats het dier in rugligging ona verhit pad op de chirurgische platform met het hoofd in de richting van de chirurg. Bevestig de poten van het dier op de chirurgische platform met tape.
2. Chirurgische ingrepen
- Dissectie en isolatie van de Linkse halsslagader
- Gebruik een scalpel een rechte incisie onder de kin te maken in een richting vanaf de kop tot aan de bovenkant van het borstbeen net boven de ribbenkast. Gebruik een 7S tang om botweg ontleden de speeksel- klieren weefsels onder de huid aan de spierlaag bloot te leggen. Afzonderlijke spierweefsels toegang tot carotis vasculatuur en de nervus vagus in de nek krijgen.
- Botweg ontleden weefsels rond de halsslagader, en zorgvuldig scheiden van de nervus vagus en vasculaire fascia om eventuele schade te voorkomen. Voortdurend ontleden totdat de halsslagader splitsing aan de interne en externe takken en de gemeenschappelijke halsslagader bloot naar het borstbeen.
- Bereiding van Arteriotomy
- Terugtrekken en hemostase, plaats een ligatuur op de proximale locatie aan de linker gemeenschappelijke halsslagader en een ligatuur op de locatie onmiddellijk distaal van de vertakking.
- Plaats een 4,0 zijden hechtdraad in de externe halsslagader zo ver van de bifurcatie mogelijk om de slagader naar het hoofd trekken. Permanent afbinden kleine slagaders met behulp van 4,0 zijden hechtingen langs de externe halsslagader, waaronder de opgaande keelholte, het achterhoofd en de superieure schildklier arteriële lekken te voorkomen.
- Plaats een 4,0 zijden hechtdraad rond de binnenste halsslagader significante retrograde bloedverlies te voorkomen. Meestal is de beschikbare lengte van de interne tak minimaal. De interne halsslagader zichtbaar, bloot de binnenste halsslagader zoveel mogelijk door voorzichtig terugtrekken van de bovenliggende halsslagader naar rechts.
- Introductie van de ballonkatheter
- Trek de proximale hechting aan de halsslagader eenrtery en plaats een arteriële klem op het schip om de bloedstroom tijdelijk te stoppen. Een kleine (1/3 tot 1/4 van de omtrek van de slagader) insnijding op de externe halsslagader op een locatie distaal van de hechtdraad mogelijk.
- Steek een niet-opgeblazen ballonkatheter in de incisie en dan vooraf de katheter in het lumen in de buurt van de arteriële klem op de gemeenschappelijke halsslagader. Verwijder de klem, en verder vooraf de ballonkatheter om de aortaboog, ongeveer 35-40 mm van de incisie.
- Balloon Injury
- Handmatig blaas de katheter tot een volume van 0,02 ml via de bijgevoegde spuit en sluit de afsluiter tussen de spuit en de katheter. Langzaam trekken de katheter met rotaties. Wanneer de katheter dichtbij de arteriotomic insnijding leeglopen van de ballon. Advance de katheter terug naar de oorspronkelijke locatie.
- Herhaal 2.4.1 voor een totaal 3 keer. Haal de katheter uit de slagader lumen.
- Close Up de operatiewond
- Sluit de arteriotomie met hechtingen. Laat de interne halsslagader om de bloedstroom te herstellen. Controleren op arteriële bloeden of lekken. Als bloeden optreedt, breng dan een stukje gaas met een beetje druk om het bloeden te stoppen.
- Verwijder de rest van hechtingen en klemmen voor de procedure. Sluit het klierweefsel met 6,0 hechtingen. Sluit de huid met de huid hechtingen of wond clips. Schakel isofluraan en laat het dier met zuivere zuurstof voor een paar minuten.
3. Toediening van Therapeutics, analgetica, Post-chirurgische zorg en euthanasie
- Toediening van Therapeutics en analgetica.
- Na de operatie, injecteren buprenorfine (0,03 mg / kg) intramusculair. Injecteer 5 ml voorverwarmd steriele zoutoplossing subcutaan het bloedverlies te compenseren tijdens de ingreep. Injecteer sRAGE (0,5 ng / g) (therapeutische middelen) in het peritoneum.
- Bevochtig de ogen opnieuw met OPHthalmic zalf. Plaats de rat op het vuur pad en bewaken van het dier totdat het volledige bewustzijn borstligging handhaven herwint.
- Zet de rat naar een kooi met schone bedden en breng de kooi terug naar het terrarium. Plaats een speciale observatie kaart op de kooi om de behandelend dierenartsen en verzorgers waarschuwen.
- Post-operatie Cleanup
- Doe gebruikte chirurgische materiaal met inbegrip van pads, wattenstaafjes, naalden et al, hetzij in de prullenbak of een speciale afvalcontainer. Ontsmet de operatie platform en het reinigen van de chirurgische instrumenten.
- Post-operatie Care
- Dien buprenorfine (0,03 mg / kg) tweemaal daags (BID) gedurende de 48 uur na de ingreep periode. Bewaken van de dieren nauwlettend in de 48 uur na de operatie periode voor de gemeenschappelijke tekenen van angst, zoals immobiliteit, het onvermogen om zich te voeden, hutched houding, ruches bont en grimas. Monitor wondcondities voor roodheid, zwelling, opensplijting, en infecties.
NOTITIE:Aanvullende behandelingen kunnen worden voorgeschreven volgens het bijwonen van aanbeveling dierenarts. - Verwijder de hechtdraad of wond clips volgens het bijwonen van aanbeveling dierenarts.
- Dien buprenorfine (0,03 mg / kg) tweemaal daags (BID) gedurende de 48 uur na de ingreep periode. Bewaken van de dieren nauwlettend in de 48 uur na de operatie periode voor de gemeenschappelijke tekenen van angst, zoals immobiliteit, het onvermogen om zich te voeden, hutched houding, ruches bont en grimas. Monitor wondcondities voor roodheid, zwelling, opensplijting, en infecties.
- euthanasia
- Twee weken na de operatie, euthanaseren de ratten van de halsslagaders te isoleren voor post-mortem histo-morfologische analyse 22. Plaats de rat in een kamer die 5-20% isofluraan verzadigde lucht gedurende ten minste 2 min tot volledige stopzetting van de ademhaling. Controleer de dood vóór dissectie van de organen en weefsels.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Twee weken na ballonletsel, wordt de rat gedood en de halsslagaders isolated voor histo-morfologische analyse. Beide bediend linker halsslagader en niet-bediende recht slagader dwarsdoorsnede, verwerkt en in paraffine ingebed. De paraffine monsters worden vervolgens verder dun doorgesneden en gekleurd met hematoxyline-eosine (H & E). Histo-morfologische analyses worden uitgevoerd met behulp van een digitale imaging analysesysteem. De details van de slagader oogst en histo-morfologische analyse zijn beschreven 13,23. Het ballonletsel-opgewekte neointimale groei of de verdikking van de vaatwand, indien onbehandeld (of behandeld met zoutoplossing als placebo), blijkt zie figuur 1B, vergeleken met punt niet geopereerde vat van dezelfde rat (fig 1A). Het gedeelte vaartuig uit de rat ontving therapeutische reagens (in dit geval, sRAGE) die blokkeert nieuwe intima groei liet zien significantly verminderde verdikking van de vaatwand (figuur 1C). De effecten van het ballonletsel en de therapeutische behandeling kan ook in vivo worden beoordeeld met ultrageluid echografie 22, die goed samenwerken met de resultaten van histo-morfologische analyse (figuur 2). De informatie voor de evaluatie van de werkzaamheid en het raam toediening van therapeutische sRAGE in de rat ballonletsel model zijn beschreven in eerdere publicaties 13,22. Om therapeutische reagentia die verminderen of blokkeren de blessure ontlokte vaatwand remodeling, een groep ratten te evalueren (n = 8-15) moeten worden gehanteerd om statistisch zinvolle conclusies te verkrijgen.
Figuur 1:. Representatieve resultaten van de ratten halsslagader ballonletsel model H & E kleuring van de carotid slagader dwarsdoorsneden (A) de niet-bediende rechter halsslagader sectie; (B) de ballon gewond en placebo behandelde links halsslagader sectie (pijlen geven de neotimal gebieden); (C) de ballon gewond en sRAGE behandelde links halsslagader sectie. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 2:. Correlatie van ultrageluid echografie en histologie sRAGE (0,5 ng / g) behandeld carotis vaartuigen getoond in spreidingsdiagram van gegevens van (A) lumendiameter en (B) vaatwand dikte bij 2 weken na het letsel (de niet-bediende , benadeeld sRAGE en placebo-behandelde, n = 12 per groep). (C) Vertegenwoordiger sonographic en histologische (100X) beelden. (Figuur uit referentie 22, met toestemming van de uitgever). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Er zijn twee methoden om de ballon op te blazen om de schade die mural endotheel in de halsslagader lumen verwijdert gene- reren. Men wordt gebaseerd op het injectiespuit te vullen met vloeistof 20, en de andere is om de luchtdruk 21 gebruiken. Wij verkiezen vloeistof gevulde spuit gebruiken omdat de exacte vloeistofvolume (0,02 ml) wordt gebruikt voor elke procedure. Dit maakt een nauwkeurige en reproduceerbare opblazen van de ballon, tot een soortgelijk niveau van de schade in elk dier ondergaan van de procedure. Behulp vloeistof in de injectiespuit inderdaad vereist verwijdering van luchtbellen in de vloeistof. Dit kan worden bereikt door op de bellen uit de opening van de katheter. Na het verwijderen van een meerderheid van de luchtbellen, zullen eventueel resterende, kleine luchtbelletjes verdwijnen in 1-2 uur. Wij stellen voor dat onderzoekers pre-chirurgische materialen klaar 1-2 uur voorafgaand aan de procedure, en controleer de mate van de ballon de inflatie voor elke afzonderlijke operatie om de voorkomend verzekerengeval de inflatie.
Voor de operatie moet de chirurg en zijn / haar assistent (en) alle noodzakelijke bescherming versnellingen met inbegrip van gezichtsmaskers, steriele handschoenen, en chirurgische jassen voor zowel dieren en onderzoekers te beschermen tegen besmetting te dragen. Het is belangrijk om volwassen mannelijke ratten met gelijke bodyweights gebruiken (bijvoorbeeld tussen 380-450 g) de juiste maat halsslagader voor het invoeren van standaard 2F Fogarty ballon embolectomiekatheter voor deze procedure te vergemakkelijken. Voor de operatie, controleer het niveau van isofluraan in de verdamper voldoende hoeveelheid verdovingsmiddel dat de gehele operatie omvat verzekeren en vul de verdamper eventueel voor elke operatie begint. Controleer de manometer van de zuurstoftank om voldoende zuurstof voor de operatie te verzekeren. Te zorgen voor een juiste diepte van anesthesie is bereikt, kan men ook toe op de ademhaling van de rat. Een normale rat heeft een ademfrequentie van ~ 85 adem / min; een toename van respiratoire diepte en hergebruikhoekige ritme, en een afname van de ademfrequentie betekent chirurgische anesthesie.
Tijdens de operatie dient anesthesie continu bewaakt en gehandhaafd door het controleren ademhaling, pedaal reflex en de respons van het dier op de chirurgische stimulus. Opmerkelijk, moet de chirurg handschoenen veranderen als tijdens de operatie zijn / haar handen raken niet-steriele delen van het dier zoals het controleren pedaal reflex om mogelijke verontreiniging en besmetting te voorkomen. Bovendien moet de chirurg en de assistent zorgvuldig toezien op de vitale tekens van de dieren tijdens de operatie anesthesie overdosering voorkomen en snel corrigerende maatregelen om het probleem te voorkomen als deze zich voordoet door het uitschakelen van de isofluraan en verhogen zuurstofgehalte tot 100%. De tekenen van anesthesie overdosering zijn trage en ondiepe ademhaling, en zwakke en onregelmatige pols. We raden u ook een goede voorbereiding van arteriotomie voordat de ballon letsel, waaronder een volledige scheiding van de halsslagader eenrtery gedeelten van de aangrenzende weefsels. Dit zal helpen om onverwachte bloedingen te voorkomen dat tijdens de operatie.
Het dier onder narcose, ook tijdens de post-operatieve fase van herstel, mag nooit onbeheerd worden achtergelaten. Als alternatief voor de gewone buprenorfine (0,03 mg / kg bid) gedurende de 48 uur na de operatie periode kunnen vertraagde afgifte buprenorfine (buprenorfine SR) worden gebruikt. Injectie van buprenorfine SR (1,0-1,2 mg / kg) onmiddellijk na de operatie betreffen de postoperatieve periode tot 72 uur. In het algemeen worden postchirurgische complicaties niet verwacht; maar een zorgvuldige monitory praktijk zorgt voor het welzijn van de dieren en is een beleid van de institutionele ACUC.
Want het is heel belangrijk om hetzelfde niveau van de ballon schade in de studie groep dieren (8-15), adequate chirurgische vaardigheden en vertrouwdheid met de procedure te reproduceren zijn sterk aanbevolen. Voor onderzoekers nieuw in deze procedure, raden wijeerst de gehele procedure, inclusief de bereiding van arteriotomie, het ballonletsel en wondsluiting op rat karkassen die beschikbaar zijn in de institutionele dierverblijf oefenen. Het beoefenen van de chirurgische procedure met dierenartsen en onderzoekers bekend zijn met de procedure zorgt er ook voor om reproduceerbare en consistente ballon letsel resultaten te verkrijgen.
Naar onze mening, drugs en / of therapieën die neointima groei teniet worden het best toegediend direct na ballon verwonding om de ontsteking te compenseren in een vroeg stadium. Sommige reagentia moet continu worden toegediend gedurende de daaropvolgende dagen van herstel om het effect te bereiken. Een vroege interventie helpt bij het blokkeren of verminderen van de daaruit voortvloeiende vasculaire remodeling 13,22,24.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
De auteurs verklaren dat ze geen concurrerende financiële belangen.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 2 F Fogarty balloon embolectomy catheter | Edwards Lifesciences | ||
| Standard scalpel | Fine Science Tools | ||
| Small curved forceps (Large radius Dumont#7shanks curved) | Fine Science Tools | ||
| Large, medium and small micro-scissors | Roboz | ||
| Needles (20 G) | TycoHealthcare | ||
| Micro-surgery forceps with micro-blunted atraumatic tips | Fine Science Tools | ||
| Atraumatic straight small arterial clamps | Fine Science Tools | ||
| Retractor with maximum spread 5.5 cm long blunt teeth | Fine Science Tools | ||
| Silk suture (4.0 and 6.0 ) | Fine Science Tools | ||
| Syringe (1.0 ml) | BD | ||
| Curity gauze sponges | AllegroMedical | ||
| Cotton tip applicators sterile and non-sterile | Puritan Medical Products | ||
| Compact hot bead sterilizer | Fine Science Tools | ||
| Self-regulating heating pad | Fine Science Tools | ||
| ADS200 anesthesia system/ventilator | Paragon Medical | ||
| Isoflurane (forane), liquid form | Baxter | ||
| Sodium chloride 0.9% (Saline) | Hospira | ||
| Buprenex (buprenorphine) | Reckitt Benckiser Healthcare (UK) Ltd. | ||
| 70% alcohol | Fisher | ||
| 1:10 Betadine | Fisher |
References
- Chaabane, C., Otsuka, F., Virmani, R., Bochaton-Piallat, M. L.
- Goel, S. A., Guo, L. W., Liu, B., Kent, K. C.
- Khan, R., Agrotis, A., Bobik, A. Understanding the role of transforming growth factor-beta1 in intimal thickening after vascular injury. Cardiovasc Res. 74, 223-234 (2007).
- Schillinger, M., Minar, E. Restenosis after percutaneous angioplasty: the role of vascular inflammation. Vasc Health Risk Manag. 1, 73-78 (2005).
- Katz, G., Harchandani, B., Shah, B. Drug-eluting stents: the past, present, and future. Curr Atheroscler Rep. 17, 485 (2015).
- Jain, M., Singh, A., Singh, V., Barthwal, M. K. Involvement of Interleukin-1 Receptor-Associated Kinase-1 in Vascular Smooth Muscle Cell Proliferation and Neointimal Formation After Rat Carotid Injury. Arterioscler Thromb Vasc Biol. , (2015).
- Lee, K. P., et al. Carvacrol inhibits atherosclerotic neointima formation by downregulating reactive oxygen species production in vascular smooth muscle cells. Atherosclerosis. 240, 367-373 (2015).
- Li, G., Chen, S. J., Oparil, S., Chen, Y. F., Thompson, J. A. Direct in vivo evidence demonstrating neointimal migration of adventitial fibroblasts after balloon injury of rat carotid arteries. Circulation. 101 (12), 1362-1365 (2000).
- Noda, T., et al. New endoplasmic reticulum stress regulator, gipie, regulates the survival of vascular smooth muscle cells and the neointima formation after vascular injury. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 35 (5), 1246-1253 (2015).
- Deuse, T., et al. Dichloroacetate prevents restenosis in preclinical animal models of vessel injury. Nature. 509 (7502), 641-644 (2014).
- Guo, J., et al. p55gamma functional mimetic peptide N24 blocks vascular proliferative disorders. J Mol Med (Berl). , (2015).
- Oh, C. J., et al. Dimethylfumarate attenuates restenosis after acute vascular injury by cell-specific and Nrf2-dependent mechanisms. Redox Biol. 2, 855-864 (2014).
- Tae, H. J., et al. The N-glycoform of sRAGE is the key determinant for its therapeutic efficacy to attenuate injury-elicited arterial inflammation and neointimal growth. J Mol Med (Berl. 91 (12), 1369-1381 (2013).
- Zhou, Z., et al. Receptor for AGE (RAGE) mediates neointimal formation in response to arterial injury. Circulation. 107 (17), 2238-2243 (2003).
- Lindner, V., Fingerle, J., Reidy, M. A.
- Le, V., Johnson, C. G., Lee, J. D., Baker, A. B. Murine model of femoral artery wire injury with implantation of a perivascular drug delivery patch. J Vis Exp. (96), e52403 (2015).
- Iannaccone, P. M., Jacob, H. J.
- Fu, Y., Sander, J. D., Reyon, D., Cascio, V. M., Joung, J. K. Improving CRISPR-Cas nuclease specificity using truncated guide RNAs. Nat Biotechnol. 32 (3), 279-284 (2014).
- Sander, J. D., Joung, J. K. CRISPR-Cas systems for editing, regulating and targeting genomes. Nat Biotechnol. 32 (4), 347-355 (2014).
- Tulis, D. A. Rat carotid artery balloon injury model. Methods Mol Med. 139, 1-30 (2007).
- Zhang, W., Trebak, M. Vascular balloon injury and intraluminal administration in rat carotid artery. J Vis Exp. (94), (2014).
- Tae, H. J., et al. Vessel ultrasound sonographic assessment of soluble receptor for advanced glycation end products efficacy in a rat balloon injury model. Curr Ther Res Clin Exp. 76, 110-115 (2014).
- Tae, H. J., et al. Chronic treatment with a broad-spectrum metalloproteinase inhibitor, doxycycline, prevents the development of spontaneous aortic lesions in a mouse model of vascular Ehlers-Danlos syndrome. J Pharmacol Exp Ther. 343 (1), 246-251 (2012).
- Sakaguchi, T., et al. Central role of RAGE-dependent neointimal expansion in arterial restenosis. J Clin Invest. 111 (7), 959-972 (2003).
