Summary
Acoustofluidic Geräte verwenden Ultraschallwellen in mikrofluidischen Kanälen zu manipulieren, zu konzentrieren und suspendierten Mikro- und nanoskopische Einheiten zu isolieren. Dieses Protokoll beschreibt die Herstellung und den Betrieb einer solchen Vorrichtung bulk acoustic stehenden Wellen tragenden Teilchen in einem zentralen Strömungslinie zu konzentrieren, ohne die Hilfe von Mantelflüssigkeiten.
Abstract
Acoustophoresis bezieht sich auf die Verschiebung von suspendierten Objekte als Reaktion auf Richtungskräfte von Schallenergie. Da die suspendierten Objekte, die kleiner als die einfallende Wellenlänge des Schalls sein muss und die Breite der Fluidkanäle sind in der Regel zehn bis hundert Mikrometern Durchmesser, acoustofluidic Geräte verwenden in der Regel Ultraschallwellen erzeugt aus einem piezoelektrischen Wandler bei hohen Frequenzen pulsiert (im Megahertzbereich ). Bei charakteristischen Frequenzen, die von der Geometrie der Vorrichtung abhängig sind, ist es möglich, die Bildung von stehenden Wellen zu induzieren, die Teilchen entlang gewünschte fluidische Strömungslinien innerhalb eines Gutstromes konzentrieren. Hier beschreiben wir ein Verfahren zur Herstellung von acoustophoretic Geräte aus gängigen Materialien und Reinraumtechnik. Wir zeigen repräsentative Ergebnisse für die Fokussierung der Teilchen mit positiven oder negativen akustischen Kontrast Faktoren, die gegenüber den Druckknoten oder Schwingungsbäuche der stehenden Wellen bewegen, JEWEILIGENely. Diese Geräte bieten enorme praktische Nutzen für genau eine große Anzahl von mikroskopischen Einheiten zu positionieren (zB Zellen) in stationären oder fließenden Flüssigkeiten für Anwendungen im Bereich von Zytometrie bis zur Montage.
Introduction
Acoustofluidic Geräte werden verwendet , Richtkräfte auf mikroskopischen Einheiten (zB Partikel oder Zellen) auszuüben , um ihre Konzentration, Ausrichtung, Montage, Entbindung oder Trennung innerhalb ruhenden Flüssigkeiten oder laminare Fließströme. 1 Innerhalb dieser breiten Klasse von Geräten können Kräfte aus Masse erzeugt werden akustische stehende Wellen, akustische Oberflächen stehende Wellen (SSAWs) 2 oder akustischen Wanderwellen. 3 Während wir uns auf die Herstellung und den Betrieb von Geräten , die die akustischen Volumen stehenden Wellen, Geräte unterstützen SSAWs Fokus haben viel Aufmerksamkeit in letzter Zeit aufgrund ihrer Fähigkeit , zu empfangen genau Zellen manipulieren entlang Flächen 4 und schnell teilenden Zellen in kontinuierlicher Strömungskanäle sortieren. 5 Devices bulk acoustic stehende Wellen unterstützen jedoch umordnen Partikel auf der Basis der mechanischen Schwingungen der Wände der Vorrichtung mit einem piezoelektrischen Wandler erzeugt, der die stehenden Wellen in mikrofluidischen erregtHohlräume an geometrisch definierten Resonanzfrequenzen. Dies ermöglicht es dem Potential zur Erzeugung von höheren Druckamplituden im Vergleich zu SSAW Vorrichtungen und somit schneller acoustophoretic Transport mikroskopischer Einheiten. 6
Diese stehenden Wellen bestehen aus einem räumlich periodischen Reihe von Druckschwingungsbäuchen und Knoten, die in Position fixiert werden, wenn der Druck in der Zeit oszilliert. Partikel reagieren auf die stehenden Wellen, die durch den Druckknoten bzw. Schwingungsbäuchen migrieren, in Abhängigkeit von den mechanischen Eigenschaften der Partikel relativ zu der Flüssigkeit, und die von den akustischen Kontrastfaktor beschrieben werden:
wobei die Variablen ρ und β darstellen Dichte und Kompressibilität und die Indices p und ƒ die ausgesetzte Objekt (zB Partikel oder Zellen) und die Flüssigkeit, die jeweils darstellen.7 Entities , die eine positive akustische Kontrastfaktor besitzen (dh ɸ> 0) wandern zu der Druckknoten (s); wohingegen, Einheiten, die einen negativen akustischen Kontrastfaktor (dh ɸ <0) wandern zu den Druckschwingungsbäuchen. 7 , während die Mehrzahl der synthetischen Materialien besitzen (zB Polystyrolkügelchen) , und die Zellen weisen positive akustische dagegen aus Elastomerpartikel aus Silikonbasis Materialien, 8 Fettmoleküle 9 oder andere hochelastische Bestandteile negativen akustischen Kontrast in Wasser aufweisen. Elastomerteilchen in acoustofluidic Vorrichtungen können verwendet werden , um kleine Moleküle 10 zu isolieren und als Mittel synthetische Partikel oder Zellen 11 zu beschränken , 12 für die Zwecke der discriminate Sortierung. 13
Acoustofluidic Geräte werden in der Regel aus Standardmaterialien (beispielsweise Silicium und Glas) hergestellt, die eine ausreichende Steifigkeit haben sueine akustische stehende Welle PPORT. In vielen acoustofluidic Geräte (einschließlich der Vorrichtung hierin gezeigten) werden die mechanischen Wellen ausgelegt am tiefsten harmonischen Modus mitzuschwingen, die aus einer Halbwellenlängen stehenden Welle besteht Spanning die Breite des Mikrokanals. Diese Konfiguration hat ein Druckknoten in der Mitte des Kanals und Druckschwingungsbäuchen entlang der Umfänge des Kanals. Es wurde zuvor gezeigt , dass diese Systeme können für Chip-basierte Zytometrieanwendungen 14-16 und Anwendungen aus dem Einfangen von Zellen an die Konzentration der Zellen im Bereich verwendet werden. 17,18
Wir beschreiben den Prozess der Herstellung, Verfahren zur Verwendung und repräsentative Leistungsfähigkeit eines acoustofluidic Gerät, das akustische Volumen stehende Wellen unterstützt. Dieses Gerät erfordert ein Photolithographieschritt, ein Ätzschritt und ein Schmelzschritt, um dauerhaft ein Glas "Deckel" auf die geätzte Siliziumsubstrat zu binden. Wir nehmen zur Kenntnis, dass andere acoustofluidic Geräte , die bulk acoustic Stehwellen unterstützen kann aus Glas oder Quarz Kapillaren piezoelektrische Wandler gebunden hergestellt werden, die an anderer Stelle beschrieben ist. 19,20 Silicon-basierte Geräte die Vorteile der Robustheit und die Kontrolle über die Strömungskanalgeometrie bieten, die zusammen ermöglichen zahlreiche Arten von Verarbeitung für Proben Suspensionen von Partikeln und Zellen enthält. Die Geräte sind wiederverwendbar , sofern sie zwischen dem Gebrauch gründlich gereinigt werden (dh durch das Gerät mit Puffern und Waschmittel Spülung).
Protocol
1. Lithografie
- Entwerfen Sie die Photomaske ein entsprechendes Software - Paket und legt den Entwurf zu einem qualifizierten Drucker Photomaske. 21
- In einem Reinraum, spülen Sie einen 6 "einseitig polierten Si - Wafer mit einem stetigen Strom von Aceton (≥99.5%; siehe Tabelle 1) , gefolgt von einem stetigen Strom von Methanol (99,8%; siehe Tabelle 1). Trocknen Sie den Wafer durch mit N 2 -Gas Sprühen und der Wafer auf einer Heizplatte für 2 min bei 95 ° C platziert.
ANMERKUNG: Das Dotierungsprofil und die Kristallorientierung der Wafer beeinflussen die folgenden Verfahren nicht. - Schützen Sie die Wanne außerhalb des Spin Coater (in einer Standard-Spin-Coating-Haube), indem sie mit einer Folie aus Al-Folie abdecken und legen Sie die sauberen Si-Wafer auf der Mitte der Vakuumspannfutter in der Spin-Coater den Wafer zu sichern.
- Kaution positiven Photoresist direkt auf die Mitte des Wafers durch vorsichtiges Gießen, bis der Photoresist deckt die meistendes Wafers. Achten Sie darauf, um sicherzustellen, dass keine Blasen in dem Photoresist sind.
HINWEIS: Die genauen Verfahren in den Schritten von 1,5 bis 1,10 zu dem Photoresist entsprechen in Tabelle 1 gezeigt ist ; verschiedene Verfahren können für unterschiedliche Photoresists erforderlich. - Starten Sie den Schleudergang durch die folgenden Schritte ausführen:
- Programmieren einer Geschwindigkeit von 300 Umdrehungen pro Minute, eine Rampe von 100 rpm / sec, und eine Spindauer von 5 sec die Schleuderzyklus zu beginnen.
- Programm zu einer Geschwindigkeit von 1.800 Umdrehungen pro Minute, einer Rampe von 1.000 rpm / sec und einer Schleuderzeit von 60 sec gleichmäßig zu den Photoresist verteilt.
- Programm auf eine Geschwindigkeit von 0 rpm, einer Rampe von 1.000 rpm / sec und einer Schleuderzeit von 0 sec Schleuderzyklus abzuschließen.
- Lösen der Vakuum auf dem Chuck und verwenden Wafer Pinzette den Wafer von der Spannvorrichtung abzurufen. Dann legen Sie die Wafer auf einer Heizplatte bei 110 ° C für 165 sec zu backen.
Hinweis: dieser Schritt als "soft bake" bezeichnet wird. - Legen Sie die Photomaske in die Halterung einer MaskeAusrichtungs / Photolithographie-Maschine.
- Bearbeiten , um die Parameter der photolithographischen Maschine eine Energiedosis von 1.400 mJ / cm 2 (beispielsweise für eine Ausgangsintensität von 13,5 mW / cm 2, verwenden , um eine Belichtungszeit von ~103.7 sec).
- Entfernen Sie die photostrukturiert Wafer aus der Halterung und legen Sie sie in einer Lösung des entsprechenden Entwickler für 5 min (siehe Tabelle 1).
- Entfernen Sie den Wafer von dem Entwickler, waschen den Wafer mit einem stetigen Strom von deionisiertem H 2 O und trocknen Sie es mit N 2 -Gas.
HINWEIS: Over-Entwicklung kann Muster zu quellen verursachen, während unter Entwickeln entlang der strukturierte Photo Merkmale unvollständige Entfernung des Photolacks verursachen. - Untersuchen Sie den Wafer unter dem Mikroskop die Muster auf der Photomaske gedruckt, um zu bestätigen wurden auf den Photoresist übertragen.
2. Deep Reactive Ion Etching
- Legen Sie das Foto-gemusterten Si-Wafer in die Kammer eines tiefenreaktives Ionenätzen Instrumenten- und ätzen die fluidische Kanäle in den Si - Wafer auf die gewünschte Tiefe folgenden Standard - Ätzverfahren. 22
- Sorgfältig entladen von der Kammer die Probe nach der Ätzprozeß abgeschlossen ist.
- Um überschüssige Photoresist von dem Wafer zu entfernen, einen großen Becher mit einer Lösung von Photoresist - Entferner (siehe Tabelle 1) in einem gut belüfteten Haube vorbereitet gewidmet Gebrauch zu Lösungsmittel und legen Sie es auf einer Heizplatte bei 65 ° C.
- Tauchen Sie die Wafer in der Photoresist-Entfernungslösung und lassen Sie es für 1 Stunde einweichen.
HINWEIS: Verschiedene Lösungen können verwendet werden , Photoresist zu entfernen (beispielsweise eine Lösung von Aceton (≥99.5%; siehe Tabelle 1) , um den Photoresist über Nacht durch Eintauchen entfernen). - Entfernen Sie den Wafer aus dem Becher und spülen Sie ihn mit abwechselnden Strömen von Aceton (≥99.5%; siehe Tabelle 1) und Isopropylalkohol (≥99.7%; siehe Tabelle 1). Trocknen Sie den Wafer with N 2 -Gas.
3. Piranha Reinigung
- In einem gut belüfteten Haube (die Verwendung von Säuren gewidmet), bereiten eine Piranha - Lösung von H 2 O 2 Zugabe (30,0 Gew% in Wasser, vgl . Tabelle 1) H 2 SO 4 (95,0-98,0%; siehe Tabelle 1) in einem 1: 3 - Verhältnis in einem großen, sauberen Becher.
ACHTUNG: Piranha-Lösungen sind stark korrosiv, sind ein starkes Oxidationsmittel und sind sehr gefährlich. Größte Vorsicht walten lassen Piranha Lösungen im Umgang mit und tragen die richtige Sicherheitsausrüstung. - Tauchen Sie die ionengeätzt Wafer mit den geätzten-Features nach oben und lassen Sie für 5 min. Sorgfältig den Wafer zu entfernen und vollständig mit VE - H 2 O spülen
- Re-unterzutauchen den Wafer in der Piranha-Lösung für 2 min. Sorgfältig den Wafer zu entfernen und voll mit reichlich deionisiertem H 2 O gespült
- In einem separaten gut belüfteten Haube gewidmet Gebrauch zu Lösungsmittel, waschen den Wafer mit einem stetigen Strom vonAceton (≥99.5%; siehe Tabelle 1) durch einen stetigen Strom von Methanol (99,8%; siehe Tabelle 1) und Trocknen des Wafers mit N 2 -Gas. Entsorgen Sie die Piranha-Lösung durch die entsprechenden Sicherheitsverfahren folgen.
4. Bereiten Sie die Borosilikat-Glasdeckel
- Mit Hilfe eines Schreibers Werkzeug, ätzen gerade Linien in das Borosilicatglas rechteckigen Segmente zu schaffen (zB 8 x 4 cm 2). Sorgfältig schnappen das Glas die rechteckigen Segmente zu erholen.
- Nehmen Sie eine dieser Glassegmente und legen Sie es auf einer gedruckten Kopie des gewünschten Design (mit den tatsächlichen Abmessungen) die Lage der Ein- und Ausgänge auf dem Glas mit einem schwarzen Marker zu markieren.
- Bohren Sie die Eintritts- und Austrittslöcher in das Borosilicatglas.
HINWEIS: Die richtige Sicherheitsausrüstung sollte jederzeit getragen werden.- Fix a 1/8 "Bohrer in den Mund Bohrmaschine. Setzen Sie den rechteckigen Glassegment auf der Oberseiteeine Al-Platte mit Bohrungen, so dass die Markierungen auf dem Glas sind über den Löchern in der Al-Platte. Befestigen Sie das Glas auf der Al-Platte mit Klebeband.
- Vorsichtig die Vorschubgriff unteren kleinen Löchern in das Glas zu beginnen, das Bohren und weiter den Handgriff zu senken, bis das Loch durch das Glas. Sobald das Loch fertig ist, entfernen Sie das Band und langsam heben das Glas das Glaspulver zu entfernen. Legen Sie das Glaspulver in einem Becher mit Wasser und entsorgen Sie die entsprechenden Sicherheitsverfahren.
- Trocknen Sie vorsichtig das Glas mit einem nicht-lint produzierenden saugfähigen Tuch und folgen Sie den gleichen Verfahren (Schritte 4.3.1-4.3.2) die anderen Ein- und Austrittslöcher zu bohren.
- Folgen Sie dem gleichen Verfahren (§ 3, oben), um den rechteckigen Glassegment mit Piranha-Lösung zu reinigen.
ACHTUNG: Piranha-Lösungen sind stark korrosiv, sind ein starkes Oxidationsmittel und sind sehr gefährlich. Größte Vorsicht walten lassen Piranha Lösungen im Umgang mit und tragen die richtige Sicherheitsausrüstung.
5. anodische Bonden
- Verwendung eines Anritzwerkzeug ätzen geraden Linien in den Si - Wafer um den Umfang des mikrofluidischen Chips , so daß er etwas kleiner als die rechteckige Glassegment (beispielsweise 7 x 3 cm 2). Sorgfältig schnappen den Wafer entlang der geätzten Linien.
- Spülen Sie das Si - Segment mit einem stetigen Strom von Aceton (≥99.5%; siehe Tabelle 1) , gefolgt von einem stetigen Strom von Methanol (99,8%; siehe Tabelle 1). Platzieren des Wafers auf einer Heizplatte bei 95 ° C für 2 min trocknen.
- Mit den geätzten-Features auf dem Si-Segment nach oben, fügen Sie sorgfältig die saubere Glas auf der Oberseite des Si-Segment und stellen Sie sicher, dass die Löcher richtig auszurichten.
- Sorgfältig die Segmente Flip während die Löcher zu gewährleisten ausgerichtet gehalten werden. Da die Glassegment größer als das Si-Segment ist, sichern die beiden Segmente mit doppelseitigen Klebeband, wo die Hälfte des Bandes die vertikalen Kanten des Si-Segment sichert und die andere Hälftedes Bandes sichert die überhängenden Glas. Dann klappen Sie die Segmente wieder, so dass die Glassegment an der Spitze ist, und legen Sie die Segmente auf einer Metallplatte auf einer heißen Platte.
- Eine zweite Metallplatte (zB Stahl) eines ausreichend hohen Gewichts (dh mindestens 5 kg) direkt an die Spitze des montierten Glas und Si Segmente vorsichtig hinzuzufügen.
ANMERKUNG: Diese Metallplatte nicht in Kontakt mit dem Si-Segment oder das leitende Band sein sollte. - Unter Verwendung einer Hochspannungs-Stromversorgung, schließen eine Leitung (power) an die metallische Platte auf der Oberseite der zusammengebauten Glas und Si-Segmente und die andere Leitung (Masse) zur Boden metallischen Platte.
- Schalten Sie die Spannung auf der darunter liegenden heißen Platte bis 1000 V. Überprüfen Sie die angelegte Spannung von Multimeter; drücken Sie eine Sonde gegen die Bodenplatte und die andere Sonde gegen die obere Platte.
ACHTUNG: Die Hochspannung ist extrem gefährlich; seien Sie vorsichtig, nicht die Metallplatten oder die Anschlussdrähte zu berühren. - Lassen Sie den heißenPlatte bei 450 ° C für 2 Stunden das Glas "Deckel" anodisch Bindung an dem Si-Substrat zu ermöglichen. Rückkehr nach 2 Stunden, um das heiße Platte aus, schalten Sie den DC-Stromversorgung und entfernen Sie das Gerät aus den Metallplatten.
ACHTUNG: Die Metallplatten wird extrem heiß während und nach dem Verbindungsprozeß, so ermöglichen die Materialien für mindestens 1 Stunde abkühlen, nachdem die Heizplatte abgeschaltet wird.
6. Fertigstellen der Acoustofluidic Geräte
- Kratzen Sie die Oberfläche des Glases mit einer Rasierklinge Schmutz durch die anodische Bonden und reinigen Sie die Oberfläche des Glases mit Aceton erzeugt zu entfernen.
- Bereiten Sie ein Blatt aus Polydimethylsiloxan (PDMS) ca. 5 mm dick und schneiden Sie mehrere kleine, quadratische Platten ca. 10 x 10 mm 2 (siehe Tabelle 1). 23
- Verwenden punch eine 3 mm-Biopsie ein Loch in der Mitte jedes PDMS Bramme zu schneiden, um den Silikonschlauch hindurch einzufügen. Legen Sie die Platten direkt auf das Lochs auf dem Glassubstrat kleben und die Platten mit Epoxy.
HINWEIS: Achten Sie darauf, nicht zu viel Kleber zu verwenden, da es die Löcher des Geräts verschließen wird. - kleben vorsichtig das Bleizirkonattitanat (PZT) Wandler zum Si-Segment auf der Rückseite des Gerätes, zentriert-unterhalb des Mikrokanals.
- Löten zwei Drähte mit den beiden leitfähigen Bereichen auf dem PZT Wandler. Achten Sie darauf, dass die Drähte fest mit dem PZT Wandler angebracht sind. Legen Sie die Silikonschlauch durch die Löcher in den Platten von PDMS und fügen Sie zusätzliche Kleber um Platten und den Schlauch ihre Befestigung zu sichern.
7. Bedienung des Acoustofluidic Geräte
- Sicheres Montieren Sie das Gerät auf einen Mikroskoptisch mit dem Mikrokanal direkt unter dem Ziel.
HINWEIS: Sicherstellen, dass der PZT-Wandler nicht in Kontakt mit der Bühne zu machen, indem eine kleine Einlage unter dem Gerät platzieren. - Mit standardisierten Anschlüsse, schließen Sie die Silikonschläuche aus dem outlets der Vorrichtung zu Spritzen auf Spritzenpumpen abgesichert.
Hinweis: Diese Konfiguration für "Rückzug Modus" bestimmt ist; Spritzenpumpen, die Probe in die Vorrichtung zu injizieren können alternativ verwendet werden. - Platzieren Sie den Silikonschlauch mit dem Einlaß der Vorrichtung in einer Phiole führt die Fluidprobe enthält , (beispielsweise eine Suspension von Polystyrolkugeln oder Zellen).
- Die Küvette der Flüssigkeitsprobe auf einer Rührplatte enthält, um kontinuierlich die Probe mischen und sicherzustellen, dass eine konstante Konzentration von Teilchen oder Zellen im ganzen Verlauf des Experiments aufrechterhalten.
- Verbinden die Drähte vom PZT Wandler mit dem Ausgang von einem Leistungsverstärker in Serie mit einem Funktionsgenerator. Programm , um die Einstellungen auf dem Funktionsgenerator (beispielsweise Peak-to-Peak - Spannung und Frequenz) und Überwachen des Ausgangssignals von dem Verstärker mit einem Oszilloskop. Schalten Sie den Funktionsgenerator und Leistungsverstärker Betätigung des PZT - Wandler zu beginnen. 6
- Um die Resonanzfrequenz der Vorrichtung zu schätzen, die Gleichung c = λ * ƒ folgen, wobei c die Schallgeschwindigkeit des Mediums ist ( das heißt, Wasser), λ die akustische Wellenlänge und ƒ ist die Frequenz des PZT Wandler. Im Falle einer halben Wellenlänge Harmonischen (die wir im Repräsentative Ergebnisse Abschnitt zeigen) sollte die Breite der Mikrokanal die Hälfte der Länge der stehenden Welle sein.
- Verwenden Sie einen Peak-to-Peak-Spannungseinstellung im Bereich von 0 bis 50 V.
HINWEIS: Eine Erhöhung der angelegten Spannung führt zu einer höheren Druckamplituden und damit schnellere acoustophoresis.
- Schalten Sie das Mikroskop und gewährleisten den mikrofluidischen Kanal eindeutig im Fokus ist.
- Schalten Sie die Spritzenpumpe zu Fluss angewendet werden und die Einführung der Probe in das Gerät. Überwachen Sie die Einheiten fließt durch das Gerät mit dem Mikroskop auf Fluoreszenz-Modus.
- Sicherstellen, dass das Gerät effizient fokussiert particles durch den Spitze-zu-Spitze-Spannung an den PZT-Wandler zugeführt Einstellen der Druckamplitude und durch Durchführen eines Frequenzdurchlaufs in der Nähe der erwarteten Resonanzfrequenz zu identifizieren, die empirische Resonanzfrequenz zu modifizieren.
Representative Results
Wir haben die acoustofluidic Vorrichtung einen trifurcating Einlass, einen Hauptkanal mit einer Breite von 300 um und einer trifurcating Auslaß (1A - B) zu enthalten. Wir stellen fest , dass wir nur für alle Experimente einen Einlass in dieser Studie verwendet wurden (dh sheathless Fokussierung der Partikel über akustische Strahlungskräfte zu erreichen) , indem die anderen Einlässe mit herausnehmbaren Stopfen blockiert. Nach der oben beschriebenen Verfahren konstruierten wir einen Chip besitzt eine Kanalbreite von 313 & mgr; m, mit einem Fehler von ~ 4% aufgrund von Mängeln bei der Mikrofabrikationsprozess (1C - D). Wir betrieben die Vorrichtung mit einer Antriebsfrequenz von 2.366 MHz eine halbe Wellenlänge harmonischen stehenden Welle zu induzieren.
Wir verwendeten einen Signalgenerator mit einem Leistungsverstärker verbunden, um die Hochfrequenz-Sinuswellenform zu erzeugen, um die PZT tr zu betätigenansducer. Wir verwendeten ein Oszilloskop die peak-to-peak - Ausgangsspannung (V pp) von dem Leistungsverstärker erzeugt wird zur Messung der Genauigkeit der Signalform und Amplitude zu überprüfen. Unter Verwendung einer Spritzenpumpe injiziert wir zuerst eine Suspension von grün fluoreszierenden Polystyrol - Kügelchen mit einer Rate von 100 ul / min ohne Betätigung des PZT Wandler als negative Kontrolle (Abbildung 2A). Als nächstes betätigt wir bei 2.366 MHz die Vorrichtung über die Breite des Mikrokanals (V pp = 40 V; 2B) eine Halbwellenlängen stehende Welle zu bilden. Wir fanden , dass diese Teilchen, die eine positive akustische Kontrastfaktor haben, entlang der Druckknoten fokussiert , wie erwartet. 6 wir auch rote fluoreszierende Partikel mit einem negativen akustischen Kontrastfaktor injiziert (dh ɸ ≈ -0.88, aus einem Verfahren synthetisiert zuvor beschrieben) 8 , um sicherzustellen , dass unser Gerät ihre Konzentration entlang der Druckbäuche induzieren könnte ( Schließlich untersucht man das Ausmaß der in einem Bereich von Strömungsgeschwindigkeiten mit einem positiven akustischen Steilheitsfaktor von Partikeln mit Schwerpunkt (dh 0 bis 1.000 & mgr; l / min , wie durch eine Spritzenpumpe geregelt) und Spannungen (dh 0-50 Vpp). Videos, das aus 15 Frames wurden für jede Bedingung gesammelt. ImageJ Software wurde verwendet, über die Breite des Mikrokanals fünf der Fluoreszenzintensitätsprofils abzutasten. Ein numerisches Rechenprogramm wurde verwendet, um die Intensitätsprofile für jede Bedingung zu mitteln und die gemittelten Daten unter Verwendung eines Inline-Filterprogramm zu glätten. Wie erwartet, konzentriert das Ausmaß der Teilchen (dh, wie durch die Breite des Fluoreszenzpeaks definiert ist , auf die Breite des Stromes der Teilchen entspricht) nimmt mit zunehmender Strömungsraten (3A). Wir fanden auch , dass das Ausmaß der Teilchen mit steigender angelegten Spannungen (Fi erhöht FokussierenAbbildung 3B). 
Abb . 1: Acoustofluidic Gerät Wellen akustische Volumen stehenden Stützschematische Ansichten von oben (A) und am Boden (B) einer Vorrichtung eines geätzten Siliziumsubstrat zu einem Borosilicatglas "Deckel" fusioniert umfasst, Polydimethylsiloxan (PDMS) Blöcke Silikon verbunden Schlauch und einen piezoelektrischen Wandler Drähte an der Unterseite des Gerätes aufgeklebt verlötet. Fotografien von oben (C) und am Boden (D) des Gerätes sind ebenfalls dargestellt. Bitte klicken Sie hier , um eine größere Version dieser Figur zu sehen. 
Abbildung 2: Akustische FokussierungTeilchen mit positiven und negativen akustischen Kontrast Faktoren. (A) vor der Betätigung des Blei - Zirkonat - Titanat (PZT) Wandler, Partikel mit einem positiven akustischen Kontrastfaktor bei 100 & mgr; l fließt (10 & mgr; m, gelb-grün Polystyrol - Kügelchen) / min belegt die Breite des Mikrokanals. (B) Nach dem PZT Wandler betätigt wird (V pp = 40 V und ƒ = 2,366 MHz) werden die Partikel in (A) entlang der Druckknoten der stehenden Welle zu fokussieren gezeigt. (C) Partikel mit einem negativen akustischen Kontrastfaktor konzentriert entlang der Druckschwingungsbäuche der stehenden Welle in Abwesenheit angelegter Strom (V pp = 40 V und ƒ = 2,366 MHz). Bitte hier klicken , um eine größere Version dieser Figur zu sehen. Abb . 3: Fokussierungsleistung eines acoustofluidic Vorrichtung Fluoreszenzintensität Auftragungen von Polystyrolkügelchen (gezeigt in 2A - B) für (A) verschiedene Strömungsgeschwindigkeiten gezeigt ( im Bereich von 0 bis 1.000 & mgr; l / min) mit einer konstanten Peak-to- Spitzenspannung von 40 V und (B) verschiedenen angelegten Spannungen (von 0 bis 50 V pp Bereich) mit einer konstanten Fließgeschwindigkeit von 100 ml / min. Bitte hier klicken , um eine größere Version dieser Figur zu sehen.
Discussion
Acoustophoresis bietet eine einfache und schnelle Annäherung an genau , ohne die Notwendigkeit von Mantel Flüssigkeiten in hydrodynamische Fokussierung Ansätze mikroskopischen Einheiten innerhalb fluidischen Mikro anordnen. 24 Diese Geräte mehrere Vorteile gegenüber anderen Methoden der Partikel oder Zellmanipulation zur Verfügung stellen (zB Magnetophoresewirkung, 25,26 Dielektrophorese 27 oder Trägheits 28) aufgrund ihrer Fähigkeit , zwingt Einheiten ohne hohe magnetische Suszeptibilität, elektrische Polarisierbarkeit oder einer engen Größen Dispersität zu verarbeiten. Weiterhin können die Fokussierungs Knoten einer akustischen stehenden Welle fern von der Quelle der Anregungs positioniert werden, was etwas ist , was nicht möglich durch statische magnetische oder elektrische Felder nach Earnshaw Theorem ist. 29. Ein weiterer Vorteil besteht darin , daß akustische Vorrichtungen Partikel über konzentrieren ein breites Spektrum der angewandten Flussraten und unabhängig von der Strömungsrichtung, was nicht möglich bei Geräten tha istt verlassen sich auf Trägheitskräfte für die Fokussierung, 28 die Mittel Bereitstellung effizienter Teilchen oder Zellen für eine verbesserte Pulverprüfung transportieren für Anwendungen wie Durchflusszytometrie und Partikelgrößenanalyse . 30,31 die Einfachheit der Vorrichtungsherstellung und der Betrieb kann für die Durchführung ähnlicher direkt ermöglichen Geräte zur Fokussierung konzentriert, Fraktionierung und hängten Gegenstände in Flüssigkeiten zu sortieren. 32
Wir haben gezeigt , daß die Primärstrahlungskräfte, die die stärksten Kräfte , die durch akustische stehende Wellen erzeugt werden, 1 Mikropartikel konzentrieren können bei Strömungsgeschwindigkeiten durch einen mikrofluidischen Kanal fließt von mehr als 10 ml / h für eine einzelne Öffnungsdesign. Für eine feste Strömungsgeschwindigkeit von 100 & mgr; l / min, zeigen wir , dass unser Gerät Partikel in einem schmalen Stromlinie konzentrieren können (dh 50 & mgr; m im Durchmesser) ohne Mantel Flüssigkeiten bei Spannungen bis zu 20 V Spitze-Spitze, so dass eine geringe -Power-Verfahren zur diskontinuierlichen von 10 Millionen parti Fokussierungcles / min bei dicht konzentrierten Lösungen der Verarbeitung (beispielsweise 6 x 10 8 Partikel / ml), als Beispiel. Darüber hinaus kann dieser Durchsatz dramatisch durch Herstellen mehreren Öffnungen acoustofluidic Chips oder Kanälen erhöht werden , die mit höheren Harmonischen betätigt werden Sätze von parallelen Knoten zu erzeugen. 33
Während die Einrichtung , die hierin nur gezeigt in herkömmlicher Mikrofabrikations verwendeten Materialien und Verfahren benötigt, betonen wir , dass es eine Handvoll anderer Techniken, die zur Konstruktion von ähnlichen Vorrichtungen verwendet werden können. 19,34,35 Die Vorteile dieses Ansatzes sind seine Einfachheit sowie die Haltbarkeit der fertigen Vorrichtung.
Die kritischen Schritte zur Herstellung dieser Vorrichtungen umfassen photolithographischen die Geometrie des Mikrokanals, reaktives Ionenätzen zur Bildung des Kanals in dem Silizium und anodisches Bonden zu verschmelzen das Silizium zu einer transparent "Deckel" für die Beobachtung durch fluorescen definierence Mikroskopie. All diese Schritte erfordern Reinraumanlagen die Sammlung von Staub oder Schmutz im Gerät zu vermeiden. Sobald diese Schritte abgeschlossen sind, jedoch Bonden eines PZT Transducer und fluidischen Anschlüsse sind relativ unkompliziert und kann außerhalb eines Reinraums durchgeführt werden.
Jedoch ist eine angemessene Behandlung des Geräts für seine Langlebigkeit wesentlich. Dazu gehören (1) Inkubieren der Vorrichtung mit passivierenden Reagenzien (zB Poly (ethylenglykol) silan) vor jedem Versuch den Kanal von Rückstandsaufbau zu schützen und (2) nach jedem Experiment wurde die Vorrichtung mit Detergentien Spülung. Aufbau von Ablagerungen kann die Genauigkeit der akustischen stehenden Welle beeinträchtigen und die Fähigkeit, Teilchen oder Zellen innerhalb der Vorrichtung, um effizient verringern kann fokussieren. Wir stellen ferner fest, dass diese Geräte sind nicht gut geeignet für hoch polydisperse Proben oder Proben, die Einheiten die Hälfte der Größe der stehenden Welle nähern.
Acoustofluidic-Geräte bieten enorme Nutzen für eine Vielzahl von Anwendungen von kolloidalen Montage Spanning Trennung zur Zelle und Durchflusszytometrie. Die Fähigkeit, biologische Proben mit Präzision bei hohen Flussraten zu verarbeiten, kann durch diese Mikrofluidik-Vorrichtungen für die Fähigkeit einer erhöhten Durchsätzen zu ermöglichen, während die Kosten von überflüssigen Reagenzien, große Probenvolumina oder sperrige Ausrüstung reduziert zur Abgabe Hülle Flüssigkeiten. Die Herstellungsverfahren acoustofluidic Geräte zu machen erforderlich sind unkompliziert und die Verfahren für ihren Betrieb erforderlich sind benutzerfreundlich. Wir hoffen, dass diese Verfahren die weit verbreitete Entwicklung ähnlicher Geräte ermutigen, neue Bereiche der Forschung katalysieren für Anwendungen in den Materialwissenschaften, Biotechnologie und Medizin.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Silicon wafers | Addison Engineering, Inc. | 3P1 | 6” mechanical grade silicon wafer <111> |
| AZ 9260 photoresist | MicroChemicals GmbH | AZ9260-Q | Positive photoresist |
| AZ 400K developer | MicroChemicals GmbH | AZ400K CONC-CS | Dilute 1 part AZ 400k in 4 parts deionized H2O |
| H2O2 | Sigma Aldrich, Co. | 216763 | 30 wt.% in H2O |
| H2SO4 | Sigma Aldrich, Co. | 320501 | ACS reagent, 95.0-98.0% |
| 1165 Photoresist Remover | Dow Chemical, Co. | DEM-10018073 | 1-methyl-2-pyrrolidinone based |
| Acetone | Sigma Aldrich, Co. | 320110 | ACS reagent, ≥99.5% |
| Isopropyl alcohol | Sigma Aldrich, Co. | W292907 | ≥99.7%, FCC, FG |
| Methanol | Sigma Aldrich, Co. | 322415 | Anhydrous, 99.8% |
| Borosilicate glass (Nexterion glass B) | Schott AG | 2098576 | Size: 120 x60 ±0.1 mm Thickness: 1 ±0.005 mm |
| Drill bit for glass and ceramic | McMaster-Carr, Inc. | 2954A1 | Drill bit size: 1/8” Overall length: 2 3/16” Shank diameter: 7/64” |
| Polydimethylsiloxane (PDMS) kit | Sigma Aldrich, Co. | 761036 | Dow Corning, Co.; Sylgard 184®; 10 g clip-pack |
| Biopsy punch | Ted Pella, Inc. | 15078 | Harris uni-core Tip ID: 3.0 mm Tip OD: 3.40 mm |
| Lead zirconate titanate (PZT) transducer | APC International, Ltd. | Custom order, (841 WFB) | Length: 30.0 mm, Width: 5.0 mm, Freq.: 2.46 MHz, 2.0 mm end wrap for leads |
| Silicone tubing | Cole Parmer Instrument, Co. | 07625-22 | 0.6 mm I.D. |
| Polystyrene beads | Thermo Fischer Scientific, Inc. | F-8836 | 10 µm yellow-green fluorescence |
References
- Laurell, T., Petersson, F., Nilsson, A. Chip integrated strategies for acoustic separation and manipulation of cells and particles. Chem Soc Rev. 36 (3), 492-506 (2007).
- Ding, X., et al. Surface acoustic wave microfluidics. Lab Chip. 13 (18), 3626-3649 (2013).
- Schmid, L., Weitz, D. A., Franke, T. Sorting drops and cells with acoustics: acoustic microfluidic fluorescence-activated cell sorter. Lab Chip. 14 (19), 3710-3718 (2014).
- Guo, F., et al. Controlling cell-cell interactions using surface acoustic waves. Proc Natl Acad Sci U S A. 112 (1), 43-48 (2015).
- Li, P., et al. Acoustic separation of circulating tumor cells. Proc Natl Acad Sci U S A. 112 (16), 4970-4975 (2015).
- Gao, L., et al. Two-dimensional spatial manipulation of microparticles in continuous flows in acoustofluidic systems. Biomicrofluidics. 9 (1), 014105 (2015).
- Bruus, H. Acoustofluidics 7: The acoustic radiation force on small particles. Lab Chip. 12 (6), 1014-1021 (2012).
- Shields, C. W. IV, et al. Nucleation and growth synthesis of siloxane gels to form functional, monodisperse, and acoustically programmable particles. Angew Chem Int Ed Engl. 53 (31), 8070-8073 (2014).
- Petersson, F., Nilsson, A., Holm, C., Jonsson, H., Laurell, T. Separation of lipids from blood utilizing ultrasonic standing waves in microfluidic channels. Analyst. 129 (10), 938-943 (2004).
- Cushing, K. W., et al. Elastomeric negative acoustic contrast particles for affinity capture assays. Anal Chem. 85 (4), 2208-2215 (2013).
- Johnson, L. M., et al. Elastomeric microparticles for acoustic mediated bioseparations. J Nanobiotechnology. 11, 22 (2013).
- Shields, C. W. IV, Johnson, L. M., Gao, L., Lopez, G. P. Elastomeric negative acoustic contrast particles for capture, acoustophoretic transport, and confinement of cells in microfluidic systems. Langmuir. 30 (14), 3923-3927 (2014).
- Shields, C. W. IV, Reyes, C. D., Lopez, G. P. Microfluidic cell sorting: a review of the advances in the separation of cells from debulking to rare cell isolation. Lab Chip. 15, 1230-1249 (2015).
- Goddard, G., Martin, J. C., Graves, S. W., Kaduchak, G. Ultrasonic particle-concentration for sheathless focusing of particles for analysis in a flow cytometer. Cytometry A. 69 (2), 66-74 (2006).
- Goddard, G. R., Sanders, C. K., Martin, J. C., Kaduchak, G., Graves, S. W. Analytical Performance of an Ultrasonic Particle Focusing Flow Cytometer. Anal Chem. 79 (22), 8740-8746 (2007).
- Goddard, G., Kaduchak, G. Ultrasonic particle concentration in a line-driven cylindrical tube. J Acoust Soc Am. 117 (6), 3440 (2005).
- Lenshof, A., Magnusson, C., Laurell, T. Acoustofluidics 8: applications of acoustophoresis in continuous flow microsystems. Lab Chip. 12 (7), 1210-1223 (2012).
- Carugo, D., et al. A thin-reflector microfluidic resonator for continuous-flow concentration of microorganisms: a new approach to water quality analysis using acoustofluidics. Lab Chip. 14 (19), 3830-3842 (2014).
- Austin Suthanthiraraj, P. P., et al. One-dimensional acoustic standing waves in rectangular channels for flow cytometry. Methods. 57 (3), 259-271 (2012).
- Wiklund, M., Nilsson, S., Hertz, H. M. Ultrasonic trapping in capillaries for trace-amount biomedical analysis. J App Phys. 90 (1), 421 (2001).
- Shields, C. W. IV, et al. Field-directed assembly of patchy anisotropic microparticles with defined shape. Soft Matter. 9 (38), 9219 (2013).
- Yeom, J., Wu, Y., Selby, J. C., Shannon, M. A. Maximum achievable aspect ratio in deep reactive ion etching of silicon due to aspect ratio dependent transport and the microloading effect. J Vac Sci Technol B Microelectron Nanometer Struct Process Meas Phenom. 23 (6), 2319 (2005).
- McDonald, J. C., Whitesides, G. M. Poly(dimethylsiloxane) as a material for fabricating microfluidic devices. Acc Chem Res. 35 (7), 491-499 (2002).
- Golden, J. P., Justin, G. A., Nasir, M., Ligler, F. S. Hydrodynamic focusing--a versatile tool. Anal Bioanal Chem. 402 (1), 325-335 (2012).
- Hejazian, M., Li, W., Nguyen, N. T. Lab on a chip for continuous-flow magnetic cell separation. Lab Chip. 15 (4), 959-970 (2015).
- Shields, C. W. IV, Livingston, C. E., Yellen, B. B., Lòpez, G. P., Murdoch, D. M. Magnetographic array for the capture and enumeration of single cells and cell pairs. Biomicrofluidics. 8 (4), 041101 (2014).
- Voldman, J. Electrical forces for microscale cell manipulation. Annu Rev Biomed Eng. 8, 425-454 (2006).
- Di Carlo, D. Inertial microfluidics. Lab Chip. 9 (21), 3038-3046 (2009).
- Earnshaw, S. On the nature of the molecular forces which regulate the constitution of the luminferous ether. Trans Camb Phil Soc. 7, 97-112 (1842).
- Piyasena, M. E., Graves, S. W. The intersection of flow cytometry with microfluidics and microfabrication. Lab Chip. 14, 1044-1059 (2014).
- Grenvall, C., Antfolk, C., Bisgaard, C. Z., Laurell, T. Two-dimensional acoustic particle focusing enables sheathless chip Coulter counter with planar electrode configuration. Lab Chip. 14 (24), 4629-4637 (2014).
- Au, A. K., Lee, W., Folch, A. Mail-order microfluidics: evaluation of stereolithography for the production of microfluidic devices. Lab Chip. 14 (7), 1294-1301 (2014).
- Piyasena, M. E., et al. Multinode acoustic focusing for parallel flow cytometry. Anal Chem. 84 (4), 1831-1839 (2012).
- Lenshof, A., Evander, M., Laurell, T., Nilsson, J. Acoustofluidics 5: Building microfluidic acoustic resonators. Lab Chip. 12 (4), 684-695 (2012).
- Evander, M., Tenje, M. Microfluidic PMMA interfaces for rectangular glass capillaries. J Micromech Microeng. 24 (2), 027003 (2014).
