Abstract
Un procedimiento de inyección de silicona modificado se utiliza para la visualización del árbol vascular hepática. Este procedimiento consistía en la inyección in vivo del compuesto de silicona, a través de un catéter 26 G, en el portal o vena hepática. Después de la inyección de silicona, los órganos fueron explantados y se prepararon para micro-TC ex-vivo (μCT). El procedimiento de inyección de silicona es un desafío técnico. El logro de un resultado exitoso requiere una amplia experiencia microquirúrgica del cirujano. Uno de los retos de este procedimiento consiste en la determinación de la tasa de perfusión adecuada para el compuesto de silicona. La tasa de perfusión para el compuesto de silicona tiene que ser definido en base a la hemodinámica del sistema vascular de interés. tasa de perfusión inadecuada puede dar lugar a una perfusión incompleta, la dilatación artificial y rotura de árboles vasculares.
La reconstrucción 3D del sistema vascular se basa en la TC y se logró utilizandosoftware preclínica como HepaVision. La calidad del árbol vascular reconstruida estaba directamente relacionada con la calidad de la perfusión de silicona. Posteriormente parámetros vasculares calculadas indicativas de crecimiento vascular, como el volumen vascular total, se calculan en base a las reconstrucciones vasculares. Contrastando el árbol vascular con silicona permitido para la posterior elaboración histológico de la muestra después de μCT de exploración. El espécimen se pueden someter a seccionamiento en serie, el análisis histológico y el escaneo de diapositivas conjunto, y, posteriormente, a la reconstrucción 3D de los árboles vasculares a partir de imágenes histológicas. Este es el requisito previo para la detección de eventos moleculares y su distribución con respecto al árbol vascular. Este procedimiento de inyección de silicona modificada también se puede utilizar para visualizar y reconstruir los sistemas vasculares de otros órganos. Esta técnica tiene el potencial de ser aplicado ampliamente para estudios en relación con la anatomía vascular y crecimiento en varios animales unamodelos de enfermedad de Newcastle.
Introduction
La regeneración hepática es a menudo determinado midiendo el aumento de peso del hígado y el volumen y mediante la evaluación de la tasa de proliferación de hepatocitos 16. Sin embargo, la regeneración del hígado no sólo es la inducción de la regeneración del parénquima sino también la regeneración vascular 6. Por lo tanto, el crecimiento vascular debe investigarse más con respecto a su papel en la progresión de la regeneración del hígado. Visualización del sistema vascular hepática es fundamental para avanzar en nuestra comprensión de la regeneración vascular. Numerosos métodos indirectos se han desarrollado para estudiar los mecanismos moleculares subyacentes de la regeneración vascular hepática. Tradicionalmente, la detección de citoquinas (factor de crecimiento endotelial vascular, VEGF) 14, quimiocinas y sus receptores (CXCR4 / cxcr7 / CXCL12) 4 han sido el pilar para el estudio de la regeneración vascular. Sin embargo, un modelo 3D junto con el análisis cuantitativo de la vasculatura añadiría anatómico críticoinformación para obtener una mejor comprensión de la relación importante entre el parénquima hepático y la regeneración vascular.
Para visualizar el sistema vascular hepática, lo que requiere de contraste los árboles vasculares, los ratones fueron inyectados con un agente de contraste de caucho de silicona radiopaca directamente en el portal o árbol vascular venosa hepática. Después de la polimerización de la silicona y la explantación del órgano, las muestras de hígado se sometieron a μCT escaneado con un escáner CT. Las exploraciones dieron lugar a representaciones de imágenes voxel de la silicona de inyección de especímenes 9.
Para el control de calidad, el sistema vascular se visualizó primero en 3D utilizando software preclínica. La segmentación se realizó mediante el establecimiento de un umbral entre la intensidad de los tejidos blandos y la intensidad del vaso. La máscara buque resultante se visualizan mediante la representación de superficie. El software también permite la determinación manual de los dos parámetros de vascular el crecimiento: la longitud máxima de los vasos y el radio.
Después se usó una software preclínico para reconstrucción 3D de árboles vasculares y posterior cálculo de los territorios vasculares que suministran o de drenaje 13. Además, este software determina automáticamente ciertos parámetros de crecimiento vascular, como la longitud total de todas las estructuras vasculares visibles también conocidos como la longitud del borde, total o volumen total del vaso.
El procedimiento de perfusión de silicona se realizó en ratones ingenuos y en ratones que se sometieron a 70% de la hepatectomía parcial (PH). Los hígados se recogieron a diferentes puntos de tiempo de observación después de la resección para el análisis vascular y parenquimatoso regeneración hepática mediante la técnica de la visualización y la cuantificación antes mencionada.
Los objetivos principales de esta película son los siguientes: (1) demostrar la delicada técnica de inyección requerida para lograr contraste óptimo y (2) muestran el potencial beneficio resultante from un análisis detallado de la muestra de resultantes utilizando μCT y de serie de secciones histológicas. Después de ver esta película, el lector debe tener una mejor comprensión de cómo inyectar compuesto de silicona en un sistema vascular específico y de la utilidad y aplicabilidad de la técnica.
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Protocol
Los procedimientos que implican sujetos animales han sido aprobados por la Selva de Landesamt für Verbraucherschutz Abteilung und Tiergesundheit Tierschutz, Alemania. Debido a que el sistema venoso portal se visualizó por separado del sistema venoso hepático, se necesitan animales separados para los diferentes árboles vasculares.
1. Reactivos Preparación
- solución de heparina-solución salina
- Añadir 0,1 ml de heparina en 10 ml solución salina (5 UI / ml).
- mezcla de compuesto de silicona
- Añadir 2 ml MV-120 en un tubo de 5 ml. Diluir MV-120 mediante la adición de 3 ml de diluyente MV resultante en una solución de 40%.
2. Portal venosa Sistema de Inyección de silicona
- laparotomía
- Coloque el ratón en la cámara de inducción de la anestesia y anestesiar con isoflurano al 2% y 0,3 L / min de oxígeno.
- Fijar el ratón anestesiado en la mesa de operaciones usando la cinta con la inhalación continua de 2% esoflurane y 0,3 L / min de oxígeno. Controle la convergencia pizca de retirada refleja el ratón y empezar la operación si el reflejo está ausente.
- Hacer una incisión transversal en el abdomen con unas tijeras para la capa de piel y un coagulador eléctrico para la capa muscular. Mover los intestinos hasta el lado izquierdo utilizando puntas de algodón y cubrir los intestinos con solución salina gasa empapada.
- La inserción del catéter
- Diseccionar la vena porta en el microscopio utilizando micro-pinzas. Coloque una sutura de seda 6-0 por debajo de la vena porta extrahepática, en aproximadamente 1 mm de distancia de su bifurcación y atar sin apretar para su uso posterior.
- Inyectar solución preparada heparina-solución salina a través del pene vena (macho) o vena cava inferior (hembra) para la heparinización sistémica para 5 min.
- Inserte el calibre 26 (26 G) del catéter con la aguja en la vena portal y fijarlo con una abrazadera
- La heparina-solución salina y el compuesto de silicona de perfusión
- Cargar heparina-solución salina sollución en una jeringa de 5 ml y se encienda el dispositivo de perfusión. Llenar el catéter completamente con solución salina de heparina para evitar burbujas de aire.
- Conecte el tubo de extensión al catéter y fijarlos firmemente. Iniciar la perfusión de solución salina de heparina con una velocidad de perfusión de 0,4 ml / min.
- sutura pre-colocada Ligar seda 6-0 para la fijación de doble el catéter y bloqueando el flujo de sangre de la vena esplénica y vena mesentérica. Practicar la eutanasia en el ratón por desangrado a través de la perfusión bajo anestesia.
- Enjuague el hígado utilizando solución salina durante todo el proceso de perfusión con el fin de mantenerlo húmedo.
- Añadir 0,1 ml de agente de curado en el tubo MV-120. Cambiar jeringa de heparina-solución salina para jeringa de silicona.
- Iniciar la perfusión de silicona con una velocidad de perfusión de 0,2 ml / min durante aproximadamente 1 min a llenar previamente el sistema de catéter y para llenar el sistema de la vena porta. Detener la perfusión de silicona cuando los vasos en la superficie se vuelven azules.
- Muestreo
- Mantener el hígado in situ until la silicona se polimeriza completamente después de aproximadamente 15 a 30 min. Diseccionar los ligamentos que conectan el hígado y los órganos adyacentes, con cuidado de mantener intacto el hígado. Explante el hígado y lo puso en formalina para su fijación.
3. venosa hepática Sistema de Inyección de silicona
- Realizar una laparotomía como se realizó en el paso 2.1 y exponer campo operatorio totalmente.
- La inserción del catéter
- Diseccionar la vena porta en el microscopio utilizando micro-pinzas. Coloque una sutura de seda 6-0 por debajo de la vena porta extrahepática, en aproximadamente 1 mm de distancia de su bifurcación y atar sin apretar para su uso posterior.
- Inyectar solución preparada heparina-solución salina a través del pene vena (macho) o vena cava inferior (hembra) para la heparinización sistémica para 5 min.
- Inserte un catéter de 26 G (sonda 1) con la aguja en la vena portal y fijarlo con una abrazadera. Insertar otro catéter de 26 G (sonda 2) con la aguja en la vena cava inferior y fijarlo con una abrazadera.
- Ligar las ramas de la vena cava inferior (incluyendo venas renales izquierda y derecha) y su extremo distal utilizando 6-0 sintético, monofilamento, sutura de polipropileno no absorbible.
- La heparina-solución salina y el compuesto de silicona de perfusión
- Cargar la solución salina de heparina en una jeringa de 5 ml y se encienda el dispositivo de perfusión. Llenar completamente catéter 1 con solución salina de heparina para evitar burbujas de aire. Conecte el tubo de extensión de catéter 1 y fijarlo firmemente. Iniciar la perfusión de heparina-solución salina a una velocidad de 0,4 ml / min.
- sutura pre-colocada Ligar seda 6-0 para la fijación de doble el catéter y bloqueando el flujo de sangre de la vena esplénica y vena mesentérica. Practicar la eutanasia en el ratón por desangrado a través de la perfusión bajo anestesia.
- Enjuague el hígado utilizando solución salina durante todo el proceso de perfusión con el fin de mantenerlo húmedo. Añadir 0,1 ml de agente de curado en el tubo MV-120. Cambio de heparina-solución salina jeringa con la jeringa de silicona.
- Coloque una abrazadera en el suprahepatic vena cava inferior para obstruir el flujo de salida del hígado.
- Conectar el tubo de extensión al catéter 2 y comenzar la perfusión de silicona con una velocidad de perfusión de 0,2 ml / min durante aproximadamente 2 minutos para llegar a un volumen vascular hepática objetivo como se informó. Detener la perfusión de silicona cuando los vasos en la superficie se vuelven azules.
- Muestreo
- Diseccionar ligamentos hepáticos evitando cualquier daño al hígado. Explante el hígado y lo puso en formalina para su fijación.
4. Micro-CT (μCT) Escaneo
Para analizar la muestra de hígado extirpado usando μCT, son necesarios los siguientes pasos.
- Tomar la muestra de hígado de la solución de fijación. Coloque el hígado en la cama μCT. Poner la cama μCT con la muestra de hígado en el μCT.
- Adquirir topograma antes de iniciar la exploración. Utilice uno subexploración para la muestra de hígado pequeño y dos subscans para muestras grandes.
- Seleccione un81; protocolo de TC con una alta resolución (por ejemplo, HQD-6565-390-90). Este protocolo adquiere 720 proyecciones con 1.032 x 1.012 píxeles durante una rotación completa con el tiempo de exploración de 90 segundos por exploración secundaria. Iniciar el análisis μCT.
5. Las secciones histológicas seriadas
- Incrustar la muestra de hígado en parafina en su conjunto después de μCT de exploración. Cortar toda muestra de parafina en secciones 4 micras, lo que resulta en una serie de 2.000 a 2.500 secciones.
- secciones se tiñen con técnicas de tinción adecuada para visualizar los eventos moleculares de interés como Ki-67 como marcador de proliferación y HMGB1 como marcador de daño isquémico. Determinar la secuencia de la tinción con respecto a la pregunta científica.
- Utilizar un escáner de diapositivas para digitalizar toda las secciones teñidas.
- Realizar reconstrucción 3D del árbol (s) vascular (ya sea factible) y visualizar 3D-distribución de los eventos moleculares con respecto al árbol vascular (investigación en curso).
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Representative Results
Criterios de calidad
La calidad de la inyección de silicona puede ser juzgado a simple vista durante el procedimiento. Los pequeños vasos en la superficie del hígado llenan gradualmente con el compuesto azul. Si se observa la estructura vascular normal en la superficie del hígado, la calidad de la inyección de caucho de silicona era bueno. Si el volumen de perfusión fue insuficiente, los pequeños vasos en la superficie del hígado no estaban completamente llenos. Por el contrario, sobre el relleno causado ruptura vascular como se indica por los puntos azules irregulares en la superficie del órgano. Ambos causan dificultades sobre reconstrucción 3D en última instancia, la representación de un procedimiento de un fracaso.
Para una mejor evaluación de la calidad de la inyección, se realizó la exploración μCT seguido de la reconstrucción vascular 3D utilizando el software preclínica. La inyección se determinó que era WH éxitoen la segmentación como resultado la visualización de un árbol vascular completa intacta sin estructuras rotura indicados por extravasación visible. Si el árbol vascular apareció incompleta (Fig. 1A), el volumen de perfusión fue insuficiente. Si más de un árbol vascular apareció o fue visto extravasación (fig. 1B), el volumen de perfusión o la presión era insuficiente. Esta fue la razón más probable de un fallo. La presión de perfusión puede variar teóricamente ligeramente dependiendo de la viscosidad de la solución. La viscosidad es dependiente del tiempo de polimerización transcurrido entre la mezcla del compuesto y la inyección en el sistema vascular. Dado que se requiere una cierta manipulación para la mezcla y de inyección, el intervalo de tiempo puede variar ligeramente entre 3 min a 5 min.
Si la solución es de baja viscosidad, la presión de perfusión es baja. En este caso el compuesto puede transferir en el árbol no inyectada vascular a través del sistema sinusoidalque conduce a un volumen de perfusión ligeramente superior. Si la solución está más polimerizado que conducen a una viscosidad más alta, la presión de perfusión se elevará, causando la interrupción de los vasos y la extravasación.
Determinación del objetivo de volumen de perfusión
Desde la perfusión inadecuada o hyperperfusion sería provocar el fallo de la inyección, la normalización del volumen de perfusión fue considerado. Como se informó 2, 6% del volumen hepático está ocupada por la sangre y 44% de la sangre en el hígado reside en los grandes vasos (por ejemplo, la arteria hepática, vena portal). El volumen hepático en ratones es de aproximadamente 1,3 ml 11. Por lo tanto, se estimó el volumen vascular total en el sistema venoso portal en ratones normales oscilan entre 0,03 ml y 0,04 ml. velocidad de flujo se establece en 0,2 ml / min y la perfusión tiempo total fue puesto a aproximadamente 1 minuto resultando en un volumen total inyectadode alrededor de 0,2 ml.
Se necesita esta aparentemente alto volumen, ya que el sistema de catéter debe ser pre-llenada, que tarda unos 0,1-,15 ml. Se necesita un volumen extra de 0,05 ml para llenar la vena portal proximal entre hilio del hígado y de la ligadura del catéter. La velocidad de flujo de inyección en la vena hepática también se estableció a 0,2 ml / min, pero el tiempo total de la perfusión fue prolongada a 2 min, lo que resulta en un volumen total mayor de alrededor de 0,4 ml. volumen vascular intrahepática total se supone que es similar al volumen total vascular de la vena porta. Sin embargo, el volumen necesario para llenar la vena cava intrahepática entre la ligadura infrahepática y la abrazadera suprahepática se estimó con 0,2 ml.
Tasa de éxito
Un total de 49 animales fueron sometidos a la inyección de silicona: 22 animales en el sistema PV y 27 animales en THsistema HV e. Nuestra tasa de éxito de la inyección fue de 55% (12/22) en el grupo PV y 89% (24/27) en el grupo de HV. Teniendo en cuenta que se utiliza el grupo de PV para establecer la técnica de inyección de silicona en el principio (n = 4), la tasa de éxito de la inyección para el sistema PV debe efectivamente ser mayor que 55%. Sin embargo, las imágenes μCT obtenidos a partir de estas inyecciones eran adecuados para la reconstrucción 3D y el análisis cuantitativo. Además, los árboles vasculares de cualquiera de PV o HV de 36 ratones podrían ser reconstruidos con el software Imalytics preclínicos.
Parénquima y regeneración vascular
Una vez resuelto serie μCT de muestras de hígado murino después de la hepatectomía se sometió a un análisis cualitativo. la regeneración del parénquima consistió en el crecimiento 3D del hígado remanente. regeneración vascular se define como tejido que muestra un aumento de lalongitud y el diámetro del tallo vascular, con sus ramas principales y el crecimiento de ramas terminales adicionales, tanto en el venoso portal y el árbol venoso hepático.
Actualmente, varios parámetros cuantitativos adecuados para describir el crecimiento vascular y la relación entre la regeneración del parénquima hepático y regeneración vascular están bajo investigación. Estos incluyen parámetros indicativos de crecimiento vascular, incluida la duración máxima vascular (Fig. 2), el radio vascular y la densidad vascular en términos de volumen total vascular longitud / hígado o volumen / volumen de hígado vascular.
Se calcularon el volumen total del hígado y el volumen de los lóbulos hepáticos seleccionados. En hígados normales, el volumen total del hígado varió de 1,2 ml a 1,6 ml (n = 6, incluyendo tanto el grupo PV y el grupo HV). Se redujo a 0,6 a 0,7 ml después de realizar una resección hepática extendida mediante la eliminación de la izquierda lateral y lóbulo medio. El volumen del hígado aumentó continuamente durante el crecimiento del hígado. Por día postoperatorio 7 (POD 7), el volumen del hígado aumentó a aproximadamente 88% de su volumen original, es decir, 2,6 veces. El aumento de volumen del hígado correlaciona con la recuperación del peso del hígado.
Se calcularon los volúmenes vasculares totales del sistema fotovoltaico y un sistema de alta tensión. volumen vascular total del sistema HV fue mayor que en el sistema de PV, porque se incluyó parte de la vena cava inferior intrahepática. volumen vascular total de sistema PV varió de 0,05 a 0,08 ml en ratones normales. Se redujo a 0,03 a 0,04 ml después de la hepatectomía parcial del 70%. Por POD 7, el volumen vascular total de hígado remanente aumentó a 100% del volumen original. volumen vascular total de HV varió de 0,14 a 0,16 ml. volumen vascular se redujo a 0,08 a 0,09 ml después de la resección. Dentro de la primera semana postoperatoria, el volumen vascular total del hígado remanente aumentó by el 94% de su valor original.
Como la relación entre los resultados, el aumento en el volumen vascular y el volumen del parénquima, se calculó una densidad vascular, más precisamente la fracción de volumen vascular (volumen vascular dividido por el volumen del hígado). Esto reveló que la fracción del volumen vascular se mantuvo relativamente estable durante todo el proceso de regeneración.
La visualización en 3D de eventos moleculares
Después de CT-exploración de los especímenes seleccionados se sometieron a cortes seriados, cediendo a hasta 2000 diapositivas, que eran totalmente digitalizada y utilizado para reconstruir el portal, así como el árbol 12 venosa hepática. Este es el requisito previo para el futuro visualización en 3D de eventos moleculares durante la regeneración con respecto al árbol vascular creciente.
Figura 1. Control de la calidad de la inyección de silicona. Una. Llenado incompleto de la vena porta derecha inferior (flecha en la izquierda) y la vena porta caudado (flecha en la derecha) se visualizaron en el software Imalytics preclínicos como discontinuidades del árbol vascular. Esto indicó un volumen de la presión de perfusión o perfusión inadecuada o la existencia de burbujas de aire. B. La extravasación de la vena porta derecha inferior se visualizó lo que indica la interrupción de un buque debido a la presión inadecuada o hyperperfusion. Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2. Medición de la longitud máxima de los vasos de la derechainferior vena portal. Para determinar la longitud máxima de los vasos, un punto de inicio y un punto final se colocaron en la raíz y el extremo distal de la derecha de la vena porta inferior (VPID) de la máscara vascular (marcadores de la bola azul y magenta) en el software preclínica. Se obtuvo la longitud del camino vascular de la VPID (10,95 mm) como parte de la evaluación de la "Ruta de tortuosidad". Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
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Discussion
Contrastando el árbol vascular mediante la inyección de silicona y de exploración μCT se ha introducido en modelos de tumores y modelos de enfermedades neurológicas con frecuencia para estudiar la progresión angiogénico 5,7,8,10. Las mejoras en la metodología de la inyección de silicona se hicieron en el presente estudio para visualizar y cuantificar el crecimiento vascular después de la hepatectomía parcial en ratones.
Hay una serie de pasos críticos que requieren atención para lograr una buena calidad de la perfusión. En primer lugar, la heparinización sistémica es muy recomendable antes de lavar el hígado con heparina o solución salina para evitar la coagulación de la sangre dentro del hígado. Eliminación de burbujas de aire desde el tubo también es importante para lograr una buena calidad de la perfusión de silicona. La determinación de la velocidad y la presión de perfusión primero debe basarse en parámetros hemodinámicos fisiológicos 17. el tiempo de perfusión refleja el volumen inyectado total y se estima considerando la esperada intravascularvolumen y el volumen de llenado previo del sistema de catéter en cuenta.
La silicona es un compuesto altamente viscoso que se diferencia de la sangre o solución salina. Por lo tanto, se necesitan varios ensayos para el ajuste de caudal y la presión de perfusión. El mantenimiento de la tasa de flujo de inyección constante y la presión es necesaria para prevenir la dilatación grave o incluso la ruptura de los vasos pequeños. tiempo de perfusión se establece según el volumen de inyección necesaria estimada. Sin embargo, la perfusión debe interrumpirse inmediatamente cuando el compuesto azul se hace visible en los barcos en la superficie del hígado. De lo contrario, la silicona puede drenar en sinusoides y en otro sistema vascular que interfiera con la reconstrucción y el análisis posterior.
Típicamente, la silicona se perfunde sistemáticamente a través del ventrículo izquierdo en los informes publicados más 1,3,15. El ventrículo izquierdo es fácil de exponer para permitir el acceso gratuito a la zona de la inyección. Sin embargo, la desventaja es que esta ruta es raTher indirecta debido a que el agente de contraste tiene que someterse a la circulación antes de llegar al sitio de interés. Por lo tanto, el procedimiento quirúrgico de la técnica de inyección de silicona se ha modificado en este estudio. En contraste con la ruta indirecta frecuencia seleccionada de aplicación realizado por otros, compuesto de silicona se inyecta directamente en el sistema vascular de interés, en lugar de todo el cuerpo de contraste. De esta manera, la velocidad y el volumen de la perfusión se pueden controlar mejor. El sistema venoso portal y los sistemas venoso hepático pueden ser perfundidos y reconstruidos por separado para análisis individual más tarde, como se muestra en el vídeo.
La limitación de este procedimiento modificado es la dificultad técnica. Es un reto para llevar a cabo con éxito una inyección intraportal usando compuesto altamente viscoso en ratones, ya que la estructura vascular es tan delicada. Es bastante fácil de destruir los vasos durante el procedimiento. Por lo tanto, la disección de la vena porta y inse catéterRTion debe realizarse con cuidado.
Contraste de los árboles y las imágenes vasculares μCT posterior de los hígados explantados es una herramienta útil para visualizar y cuantificar la regeneración vascular después de la hepatectomía parcial. parámetros vasculares cuantitativos pueden ser utilizados para una mejor comprensión de la cinética de crecimiento vascular en la progresión de la regeneración del hígado. Por otra parte, la reconstrucción 3D de ambos sistemas vasculares hepáticas en base a las secciones de serie es técnicamente factible, aunque lo que representa una enorme carga de trabajo.
Esta técnica se puede aplicar en varios modelos en los que la visualización y cuantificación de crecimiento vascular es importante. Por otra parte, la visualización en 3D de los acontecimientos moleculares en relación con el árbol vascular subyacente está al alcance. Ejemplos de eventos moleculares de interés podría ser la detección de marcador de proliferación como Ki-67 o de los marcadores de daño isquémico, tales como la HMGB1. La evaluación de la ev molecular resolución espacialentos en las proximidades del árbol vascular regenerar dentro del parénquima hepático regeneración es el requisito previo para multi-escala de modelado de sistemas de biología avanzada. Esta técnica de inyección de silicona es un paso experimental hacia la consecución de este objetivo.
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Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| PERFUSOR® VI | B.BRAUN | 87 222/0 | |
| Pipetus®-akku | Hirschmann | 9907200 | |
| Pipets | Greiner | 606180 | |
| micro scissors | Fine Science Tools (F·S·L) | No. 14058-09 | |
| micro serrefine | Fine Science Tools (F·S·L) | No.18055-05 | |
| Micro clamps applicator | Fine Science Tools (F·S·L) | No. 18057-14 | |
| Straight micro forceps | Fine Science Tools (F·S·L) | No. 00632-11 | |
| Curved micro forceps | Fine Science Tools (F·S·L) | No. 00649-11 | |
| needle-holder | Fine Science Tools (F·S·L) | No. 12061-01 | |
| 1 ml syringe | B.Braun | 9161406V | |
| 5 ml syringe | B.Braun | 4606051V | |
| extension and connection lines | B.Braun | 4256000 | 30 cm, inner ø 1.2 mm |
| 6-0 silk (Perma-Hand Seide) | Ethicon | 639H | |
| 6-0 prolene | Ethicon | 8711H | |
| Microfil® MV diluent | FLOW TECH, INC | ||
| Microfil® MV - 120 | FLOW TECH, INC | MV - 120 (blue) | |
| MV curing agent | FLOW TECH, INC | ||
| Heparin 2500 I.E./5 ml | Rotexmedica | ETI3L318-15 | |
| Saline | Fresenius Kabi Deutschland GmbH | E15117/D DE | |
| Imalytics Preclinical software | Experimental Molecular Imaging, RWTH Aachen University, Germany | ||
| HepaVision | Fraunhofer MEVIS, Bremen, Germany | ||
| NanoZoomer 2.0-HT Digital slide scanner | Hamamatsu Electronic Press, Japan | C9600 | |
| Tomoscope Duo CT | CT Imaging GmbH, Erlangen, Germany | TomoScope® Synergy |
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