Summary
麻酔下のマウスを表わす非生理的全身血圧血圧と自律神経の密接な関係を与え自律神経の調子の意味のある評価を排除します。したがって、同時に腎交感神経活動と意識下マウスにおける静脈内投与による血圧の新しい手法を説明します。
Abstract
腎交感神経は、生理学的・病態生理学的現象に大きく貢献.腎交感神経活動 (RSNA) の評価は、慢性腎臓病、高血圧、心不全、糖尿病、肥満などの研究の多くの地域で大きな関心のです。交感神経系の役割の明確な評価、実験結果の適切な解釈および病気プロセスの理解が不可欠です。RSNA は、伝統的にマウスを含む麻酔の齧歯動物で測定されています。ただし、マウス通常発生非常に低い血圧と血行動態が不安定数時間麻酔と手術の間に。RSNA の意味は、この非生理的状態、交感神経と心血管系の状態との親密な関係によって混同されます。従来のアプローチのこの制限に対処するため、意識、自由に移動マウスの RSNA を測定する新しい方法を開発しました。マウス慢性的な血圧頸静脈注入カテーテル、RSNA の直接録音用バイポーラ電極をカスタム設計の継続的な監視のための無線テレメータ計測されました。48-72 時間の回復期間後の生存率は 100% とすべてのマウスが正常動作します。この時点で、RSNA は、正常にそれぞれ 4、5 日後手術 70% とマウスの 50% まで取得可能な信号とマウスの 80% で記録されました。生理の血液の圧力は、すべてのマウスで記録された (116±2 mmHg; n = 10)。記録 RSNA は、食べるとグルーミング、文献でよく確立増加。さらに、RSNA は、神経節の封鎖と薬理学的エージェントと血圧の変調によって検証されました。ここで、意識し、自由に移動マウスの RSNA の明確な記録のための効率的で扱いやすい方法を説明します。
Introduction
生物医学研究のいくつかの領域でマウスを使用して関心は、無数の遺伝子組み換えモデルの開発と拡大し続けています。ほとんどの部分については、生理学でのマウスの使用の増加と技術の進歩が追いついて、今マウスの重要な生理学的パラメーターの測定用に開発された小型デバイスの印象的な選択があります。テレメーター用自律神経の測定を直接意識下ラットの神経の緊張は、10 年以上利用されているが、意識下マウスにおける神経活動を評価するための小型デバイスは、現在利用できません。捜査官は、通常間接的な方法 (すなわち血漿や尿中カテコールアミン、薬理学的自律神経、血液のパターンのスペクトル解析で自律神経系の貢献を評価することによってこの制限を回避します。圧力/心拍数)1。
これらのアプローチは、貴重な情報を提供する、結果は捜査現象への神経の隔離集団の離散の貢献を明らかにするのではなく、全体的な自律神経緊張度の全体的な映像です。また、多くの懸念を提起する麻酔下マウスにおける特定の神経活動の直接録音を実行されています。いくつかの手術の麻酔下マウスにおける生理学的範囲内で安定した血圧を維持するために非常に困難です。実際には、これらの各種実験、血圧は頻繁未報告または非常に低レベルで発表 (60-80 mmHg 対すなわち > 意識マウス 100mmHg)2。心血管系のシステムを麻酔下マウス準備を頻繁に展示の脆弱性を排除する自律神経活動、血圧と交感神経3との共依存関係の意味のある評価 4。
腎交感神経活動 (RSNA) 意識での直接録音の新しいメソッドは、この制限に対処するため、気ままなマウス、自分のホームケージ内で妨げられていないが開発されました。両方この技術の実装を成功させるための外科的・実験的アプローチで詳しく説明します。この準備は、RSNA、に加えて、追加の機能を持つマウスを乱すことがなく関心のエージェントを静脈内注入のテレメーターによる動脈圧を同時に記録する捜査官をできます。
24 時間手術後、マウスは正常に動作、痛みや苦痛の印を示さない。マウス快適にかかっているその家のケージで食料、水、環境エンリッチメントに無制限にアクセスできる一方、実験的なレコーディングは 48 〜 72 時間後手術を開始します。RSNA のトレースをクリアと全身血圧の薬理学的変調に加えて (食べる、グルーミングなど) 動物の通常の物理的な動きにこの神経集団の特性の応答の例を示します。品質と RSNA 信号の特異性は、神経節の封鎖によってさらに検証されます。本稿ではこの手法5の最初に公開されて説明する視聴覚の補完が含まれます。
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Protocol
実験手順のすべてのケアと実験動物の使用のための健康ガイドの国立機関に従って、動物介護制度とミシシッピ大学メディカル センターの利用委員会によって承認されました。
1. 動物と住宅
- 家のマウス (24-35 g) 制度研究所動物実験施設に到着。
- 標準の齧歯動物の食事と水道水の温度と湿度の管理された環境で実験的プロトコルのすべての段階でアドリブのマウスを提供してください。
2 埋込型 RSNA 電極の試作とカスタマイズ
注意: 植込み型の RSNA 電極 (後述) 硬化と滅菌の時間に合わせて予定手術の前に少なくとも数日を構築します。
- 断熱ステンレス複数撚り線、250 mm (線径裸 0.0254 mm、0.14 mm 被覆) の 3 つの等しい長さをカットします。メスの刃 (できれば #11) を使用するワイヤの長さは、それぞれの一方の端から下の金属を公開する絶縁材料の約 15 mm。
- バイポーラ電極リード (図 1 a) を作成するワイヤの 2 つだけのアップコイルの端に単一の男性ピン コネクタ (ゴールド メッキ真鍮製) をはんだ付けします。ワイヤの 3 番目の長さの端がむき出しのまま。これは、アース線として機能します。
- 短い (~2.0 - 2.5 cm) をスリップ ピンのコネクタとワイヤ ワイヤやピンのコネクタの間新しくはんだ付け部を完全に覆う 1.6 mm 径の熱収縮チューブの部分。
注: アンプ パッチアンプ用アダプターに接続するピンのコネクタの先端が露出したままする必要があります。 - 小型のペンチや止血剤、熱に敏感なチューブを縮めて、ピンのコネクタとワイヤ間の接続を電気的に絶縁のペアとヒートガンの上配線を保持します。2 番目のワイヤー/ピン コネクタを繰り返します。
- ポリエチレン チューブの 200 mm 長さにカット (PE 90; 内径 0.86 mm、外径 1.27 mm)。3 本のワイヤー (2 つはリード + アース線) をグループ化し、PE 90 チューブ、チューブ (図 1 b) の開放端をそれらを一緒に縫うにそのまま両端を導入します。
注: 関数をグループ化し、電極を保護する鞘がつながるし、アース線とチューブ PE 90。- アース線を識別、バイポーラ電極リード線からそれを区別するために少し 90 PE シースを引き出します。
3. 電極先端部の建設
- 解剖顕微鏡を用いた電極ワイヤーの手つかずの端を視覚化します。小さいポリエチレン チューブの 5 mm の長い部分を電極の 3 つの緩い端を糸 (PE 10、導体径 0.28 mm、外径 0.61 mm) 電極ワイヤーを一緒にバインドします。
- 3 つの電極線に PE 10 チューブの 1.5 mm の部分に通します。PE 10 の初期の 5 mm の部分から 2.0 mm 残りの部分にこのチューブを進めます。
- カバーし先端を絶縁し、アース線 (図 1) からそれらを分離する 2 つのバイポーラ電極リードの先端に PE 10 管の 1.5 mm の 2枚目をスレッドします。
- ハサミで線の任意の余分な長さをトリムします。
- 液体式シアノアクリ レート系接着剤の小さなドロップで PE 10 チューブ電極ワイヤの個々 の部分に接着します。コントロールを改善し流出を減らす接着剤チューブの端に鈍化 25 g 針を配置します。
- PE 10 と線間の接合部に針の先端を配置し、接着剤の小さなドロップを施すし、接着剤コーティング PE チューブの内部を可視化します。
- 一晩完全に硬化する接着剤を許可します。
4. 細かい準備電極先端部の記録
- #11 メス刃を持つ双極電極先端とアース線の先端から絶縁コーティングをストリップします。邪魔したり、基になる複数の撚り線ケーブルこれは RSNA 信号の品質に影響を与えると損傷しないでください。
- グリップ間 5.0 mm と 1.5 mm PE 10 アンカーは、構築された電極鉗子し、90 ° の角度 (図 1) を形成するワイヤーを曲げます。
注: この演習神経束をクレードルに接続する最適な位置でアース線上バイポーラ電極リードの位置する必要があります。
5. 固定台座の建設
- 電極を安定させるために台座はポリエチレン チューブの 3 cm 部分をカットすることで外在化時にマウスの肩甲骨の中間領域に導く構造 (内径 2.70 mm、外径 4.00 mm)。
- 鉗子でチューブをグリップし、熱銃を 1 つの端を溶かします。丸みを帯びた尾根または「フランジ」を作成するクールな金属表面に垂直なチューブの加熱終了を押します。
- フランジが電極先端部に向かって指しているような構築された電極上にこの台座をスレッドします。
注: 90 PE シースと台座の組み合わせは、動物から一度体外電極端子を保護します。
6. 完成した埋込型電極の殺菌
- パッケージ滅菌バッグとオゾンで個別に完成した電極は、移植前に (TSO3) を殺菌します。
注: は、この異なる機関の間ローカル病院滅菌施設では滅菌バッグとプロシージャの特定のタイプについて参照してください。
7. 麻酔と手術のための準備
- 管理鎮痛手術 (2 mg/kg、メロキシカム サウスカロライナ) の開始まで 20 分。100% 医療用酸素を注入誘導チャンバーにマウスを配置します。4% に達すると 0.5 ずつ麻酔薬イソフルランの割合を増やすために気化器設定を調整します。つま先または手前の足のパッドに適用される穏やかな圧力に反射的な反応を評価することにより外科平面を評価し、呼吸の減速だけでなく、手足がハインド。
- 手術台に動物を転送し、一度外科平面に達しているし、つま先ピンチ反射が発生しなく、粗野で 1.5 ~ 2% イソフルレンで麻酔を維持します。定期的につま先ピンチ応答を繰り返し、外科プロシージャ全体で呼吸を評価します。乾燥を防ぐための目に眼軟膏を適用します。
- ゲル満たされた等温熱のパッドおよび対応する外科的テーブルとすべての回では、動物の正常な体温を維持します。37 ° C の水浴の等温パッドを格納し、生理的体温を維持するために手術中に必要に応じて頻繁にパッドを交換します。
- アトロピンを管理 (50-70 μ g/kg、皮下 (サウスカロライナ)) 麻酔導入直後に気道分泌物の過剰生産を防ぐために。2 回目手術 (ステップ 9.1) の中点でアトロピンの投与量を管理します。
- 無菌条件下ですべての手術を行います。すべての外科ツール予定手術の前にされているを確認します。(7.2.1) 下記のとおり手術野をきれいにし、プロシージャ全体の無菌性を維持します。
- フェイス マスク、オートクレーブ アイソレーション ガウン、滅菌、使い捨て手袋を着用します。グースネック ランプ、スコープと手術台の 70% エタノールを切り裂くなどすべての大型機器をクリーニングします。定期的に中に、無菌性を確保するための手術用の手袋を 70% エタノールを適用します。
- 脱毛クリーム (敏感肌式) に続いて小さな動物バリカンを持つ動物の左のわき腹、腹側頸部に背 midscapular 地域から髪を削除します。
- これら 2 つの手術フィールド 3 クレンジングの手術のソリューションのアプリケーションを交互の肌を浄化 (10% ポビドン ヨード) と 70% のエタノール。手術の清潔になる解決の最終的なアプリケーションと手術野を準備します。
8. RSNA 電極外科的移植
- 動物の左脇腹を公開する外科医の左を指している吻側端での右側にマウスを配置します。メス (#11) と midscapular の領域の皮膚に 5 mm の切開を作る。
注: これは、RSNA 電極リードの体外でサイトです。- 2 つ目の切開 (< 20 mm) 左のわき腹、脊椎および尾側胸部に 2 mm に対して垂直な皮膚の。この切開から皮下背側出口サイトで切開の 13 G ステンレス鋼針をトンネルします。
メモ: ファイル、滑らかで、切れ刃を残して針の鋭いエッジです。 - 13 G の針を滅菌埋込型 RSNA 電極 (手順 2 - 6) を通過します。左のわき腹の腹筋の上に横たわる電極先端部を残して、13 G 針を後方へ引きます。皮膚の下に横たわって電極リードのセグメントを残すし、背側切開から出て残りの長さを残します。
- 2 つ目の切開 (< 20 mm) 左のわき腹、脊椎および尾側胸部に 2 mm に対して垂直な皮膚の。この切開から皮下背側出口サイトで切開の 13 G ステンレス鋼針をトンネルします。
- 側に電極先端部に配置します。8.1.1 皮膚切開の直接基礎となる腹部の筋肉に切開を行います。左の腎臓を公開する小さな綿棒で脂肪と背中の筋肉に沿って結合組織を区切ります。
- マイクロ リトラクターで手術野を開き、腎臓を撤回します。不可逆的腎神経を損傷し、実行可能な RSNA 信号の録音を妨げる腎神経血管束を伸ばすしないでください。
注: 鋼マイクロ リトラクターは、標準的なペーパー クリップ、長さは 4-0 シルクから作らすることができます。これらのリトラクターは無菌技術を維持するために、手術の器具でも滅菌されていることを確認します。
- マイクロ リトラクターで手術野を開き、腎臓を撤回します。不可逆的腎神経を損傷し、実行可能な RSNA 信号の録音を妨げる腎神経血管束を伸ばすしないでください。
- ハイパワー解剖顕微鏡の助けを借りて腎神経血管束を視覚化します。腎神経バンドルは、腎動脈と静脈と一緒に実行される通常 (しかし常に) を識別します。罰金、ストレート ピンセットで周囲の組織から神経束を解剖します。
注: 腎神経束が不透明になり、"ロープのような「反射の外観を持つ、ユニークな明瞭リンパ管と比較して表示されます。- 可能な限り小さな神経束を操作します。触れたり、ストレッチ、神経束をいつでも拾います。妨げるか神経信号を完全に消し去る、神経の生存を危険にさらす、連続リンパ神経/電極周囲液体貯留を作り出すので、神経や腎臓のリンパ管を供給細径血管を中断しません。
- 役立つままそのまま腎神経束は神経と (すなわち断面神経が時間と自然な身体の動きと電極から滑って) 電極の間安定した接触を維持し同様、神経の長期的な生存率を維持します。
- RSNA 電極先端部を腹部に投入します。バイポーラ電極先端と地線が腎神経血管束に垂直になるように位置を調整します。さらにその基礎となる組織との良好な接触があり、電極は腎の血管、腎循環 (図 1) を損なうことを圧縮されませんアース線電極の位置を調整します。
- 鉗子と腎神経束を持ち上げます。ワイヤの両方で直接接触して、神経を残し、神経の下に電極先端部をスリップします。
- 神経/バイポーラの配線と 3 番目 (アース) 線 (図 1) のパラフィン フィルムの小片をスリップします。
注: 浸漬 24 時間と注入前に滅菌生理食塩水ですすぎ 70% エタノールでパラフィン フィルムを滅菌します。 - 血を削除または小さい吸収剤神経/電極周りから流体槍神経の周り左に任意の流体または電極線が阻害または神経信号を消します。
- (下記セットアップ) を必要な場合すぐに RSNA 信号の品質をテストします。
注: この行う必要がありますすぐに、空気への暴露は、神経を乾燥し、その生存率を危険にさらします。 - 2 成分シリコーン ・ エラストマーをシリコーン プールの下で、完全な電気絶縁 (すなわち単に神経の上にドロップ) を提供するために神経の周りを確保すること、神経/電極ユニットに適用されます。
注: は、電極先端がシリコーンでコーティングもを確認します。アース線は、基になる組織と接触して残るべきである、したがってエラストマーは、このワイヤーの下にプールする必要はありません。これは腎血流を妨げることができる潜在的または時間と自然な身体の動きと外れとなって不必要に大量のシリコーン ・ エラストマーを適用することを避けてください。 - 許可完治、シリコーン ・ エラストマーの 1-2 分、慎重に鉗子でシリコーン"glob"の外の端を持ち上げ式液体接着剤の少量を適用します。
注: 循環を損なうまたは神経に広がる、その生存率を危険にさらす可能性があります、この接着剤の過剰な量を適用しないように注意して取る。
- 神経/バイポーラの配線と 3 番目 (アース) 線 (図 1) のパラフィン フィルムの小片をスリップします。
- 不連続性、吸収性縫合糸 (5-0) で腹部の切開を閉じる。同じ縫合材料と同様の方法で穿刺部位の皮膚を閉じます。
9. 血圧 Radiotelemeter の注入
- 外科医に向けている吻側端と、その裏にマウスの位置を変更します。必要に応じて麻酔ノーズを調整します。(7.1.3 を参照) この時点でアトロピンの第 2 線量を管理します。
- 正中切開皮膚にメス (#11) と首の地域の動物の下顎のすぐ下から始まり、胸部のすぐ上の拡張を確認します。基になっている首の筋肉を公開する腺組織を分離します。左総頸動脈を公開し、周囲の組織から分離します。
注: 手術後死亡率の増加につながるように迷走神経を傷つけないよう細心の注意を取る。- 3 つの動脈の下に 6-0 絹縫合糸材料を渡します。可能な限り吻方 1 つの縫合の位置、血管の閉塞に結び付けること。船の長さに沿って 2 番目の縫合ミッドウェイを置き、緩く縛る。最後の縫合をできるだけ尾側に位置し、緩く縛る。
- 最も吻側縫合を撤回、臍帯テープの小さい部分とノーズ ・ コーン部分に固定します。血管の血流を制限するマイクロ モスキート鉗子で最も尾側縫合を撤回します。
- 血管壁の小切開を春の晴れたハサミでできるだけ吻方ください。容器と尾側の縫合に事前にマウス血圧 radiotelemeter カテーテルを導入します。
- 一時的にカテーテルを安定させるため、尾の撤回を解放し事前に場所を確保するためのカテーテルをカテーテル 10 mm。 ネクタイ縫合中縫合糸を結ぶ。
- トンネル右脇腹に沿って皮下ポケットにテレメータ体。
10. 注入と頸の静脈カテーテルの外在化
- 小さな綿の先端アプリケータを使用して、右の内頚静脈を公開します。自船の周囲 6-0 絹縫合糸材料の 2 つの部分を渡します。
- 可能な限り吻方と血管を閉塞しネクタイの位置 1 つ縫合。2 番目の縫合を可能な限り尾位置および血管の血流を停止するゆっくり後退します。
- 春の晴れたはさみを使用して、できるだけ吻側の縫合に近い血管壁に小切開を行います。熱伸縮チューブで静脈のカテーテルを入れて下さい (外径 1.02 mm、外径に伸ばして 0.64 mm)、滅菌生理食塩水で満たされた前であります。
メモ: は、カテーテル先端が血管の穿孔を防ぐために丸みを帯びたベベルを生産するメスでカットしてください。参考のためカテーテル (デッド スペース) で液量を決定する (14.4 14.6 以下手順を参照)。- 〜 8 mm のカテーテルを静脈に進出します。ゲル式シアノアクリ レート系接着剤の小滴のアプリケーションと同様、容器およびカテーテルの周り絹縫合糸を結ぶことによって、カテーテルを固定します。
- その左側にマウスを配置します。トンネル出口 13 G ステンレス鋼針を使用して背の midscapular 地域に首から静脈のカテーテル。
- 彼の背中に、マウスの位置を変更します。不連続な縫合糸で首切開を閉じる。
- 腹臥位で動物を配置します。スレッドの静脈のカテーテルに小さな皮下ボタン。縫合糸で皮膚の下ボタンを固定します。スレッドの静脈カテーテルの上対応するステンレス鋼ばね、カテーテルを保護するために皮膚のボタンにします。
11 リード外在化した電極の確保
- 組織接着剤と基になる筋肉につながる電極を保護するポリエチレン台座を固定します。さらにサポート用フランジを覆っている皮膚を縫合します。
12. 手術後の回復
- すべての切開に抗生物質軟膏を適用されます。
- 鎮痛薬を管理します。動物の痛みや苦痛の兆候を示して 場合に、回復期間中に必要に応じて鎮痛薬の追加投与を管理します。
- 木材チップの寝具と回復するペーパー タオルと並ぶ代謝ケージにマウスを配置します。動物を継続的に監視し、放置しないでくださいそれまでそれは意識を取り戻すし、胸骨の横臥を維持することができます。この時点で環境エンリッチメントと食料と水 (自由) を紹介します。
- コイル電極はケージの外実験の時までつながります。
- 回復の最初の 24 時間の暖かい熱パッドの上、ケージを置きます。ステンレスばね鋼と静脈のカテーテルを回復期 (0.5 mL/hr) 生理食塩液持続投与用スイベル/輸液システムに接続します。
- 単独で外在化したカテーテルの性質のため専用ケージ内飼育動物のまま確保して電極リードします。
13 血圧記録と RSNA 実験装置
- 簡易ファラデーケージを持つステンレス鋼トップ防振テーブルを装備します。
注: このファラデーケージは木製フレームとアルミのスクリーン メッシュを構築できます。任意のノイズを除去するためにテーブル/ファラデーケージをグランドします。 - ファラデー ・ ケージ内血圧におけるラジオ ・ テレメーターの受信機を配置します。
- テレメーター レシーバーを関連付けられている圧力出力アダプターに接続します。このアダプターをオンライン血圧を記録するデータ集録システムに接続します。
- 無料ペア、シールドの PVC の両端に電極男性ピン コネクタ (ゴールド メッキ真鍮製) ではんだ 2 女性ピンのコネクタは絶縁ケーブルです。このペア バナナプラグ ケーブルの両端をはんだ付けします。Preamplification パッチアンプ用アダプター (10 X 増幅) にバナナ プラグを接続します。
- このプリアンプを差動増幅器に接続します。神経信号 x10、000 を増幅するための設定を調整します。次のようにフィルター設定を調整する: 低カット、100 Hzハイカット、1000 Hz。
- 手術後 48 ~ 72 時間、ファラデーケージ内にあるテレメーター レシーバーの上にマウスを含むホーム ケージを配置します。血液の圧力信号を記録するテレメーター プローブを入れます。
注: 手術前に 1 週間のコース上の設定でホームのケージを配置することによって、マウスを順化が最適。 - 電極リード線をまっすぐに伸ばします、対応する女性ピンのコネクタ (13.4) 上記 RSNA を記録し始めるためにバイポーラ電極のピンのコネクタを差し込みます。
- 表示し、同時に生理食塩水または関心の溶液を注入しながら血圧信号をコンピューターでオンラインを記録します。毎秒 2500 サンプルの最小レートでデータを記録します。
14. サンプル実験プロトコルと RSNA 信号の検証
- 快適なマウスは、彼らのホームおり、食料と水への無料アクセスと気ままなを確認します。通常の外観と動作を確認するため制度上のアニマル ・ ケアのガイドラインに従います。
- 同じ温度と湿度制御部屋、RSNA で記録が行われるマウスを家します。点滴静注は前述を続けているを確認します。
- 動物はベースラインの血圧と RSNA データの 1 つの時間を記録する前に上記の録画設定にある一度安定化の少なくとも 30 分を許可します。動物は自然な動きは、交感神経系の緊張増加に関連付けられているので、記録中に静かに休んでいるを確認します。動物はこれが解析中に無視できるように、記録中にデジタル トレースに直接移動するときは注意。
- ゆっくりと最初の圧反射応答をテスト注入ラインにニトロプルシッド ナトリウム (25 μ L の生理食塩水の量で体重の 2.5 μ g/g) のボーラスを注入します。ゆっくり 〜 50 μ L の生理食塩液でラインをフラッシュします。確実にカテーテルのデッド スペースをクリアします。血圧を記録し 2 〜 5 分の RSNA。
- フェニレフリン (25 μ L の生理食塩水で体重の 20 μ g/g) の塊をゆっくりと注入します。〜 50 μ L の生理食塩水でフラッシュします。確実にカテーテルのデッド スペースをクリアします。血圧を記録し、さらに 10 〜 15 分の RSNA。
- 神経節ブロック、輸液ラインにヘキサメト (25 μ L の生理食塩水 50 μ g/g の本体重量) のボーラスをゆっくり注入することにより節後神経信号の性質を確認します。〜 50 μ L の生理食塩水でフラッシュします。確実にカテーテルのデッド スペースをクリアします。いくつかの分の記録を継続します。
- RSNA (後述) の分析で使用するためのバック グラウンド ノイズの評価はそのままヘキサメト投与後残存活性を使用します。
- イソフルラン (5% まで 0.5 刻みで段階的な服用量) の過剰摂取とマウスを安楽死させるし、さらに 30 分の RSNA の記録が再開します。注: 残りの信号も使えますバック グラウンド ノイズの評価関数として RSNA の分析のため。
15. データ分析
- データ集録ソフトウェアを使用、raw 血圧と RSNA トレースを分析します。
- デジタル統合、全波動修正このソフトウェアを使用して生の RSNA トレース。整数の設定の"絶対"一体選択します。0.1 秒6の時間一定減衰が適用されます。
- 実験的プロトコルの各セグメントの統合の RSNA 信号 (µV·s の単位で表示) を分析します。動物が移動する時は、録音のセグメントを無視します。それぞれ基準と実験の実験の部分の少なくとも 3 つの測定を取る。
- ニトロプルシド ナトリウムやフェニレフリン、達成した最小値と最大血圧レベルで圧反射感受性を評価するためにそれぞれの RSNA を分析します。
- 単一の値を生成する実験的プロトコルの各部分について、上記撮影個々 の測定の平均値します。
- RSNA の 1007で指定されるベースラインからの変化の割合を計算することによって RSNA 応答を定量化します。必要に応じて、完全な統計解析。
注: この例ではニトロプルシド ナトリウムとフェニレフリンを RSNA の応答の統計的分析は完了しましたが学生のtテスト;意義は、 P値と受け入れられた < 0.05。
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Representative Results
記述されていたプロトコルに従って生存率 100% - 生き残ったし、も手術の手順を回復におけるインストルメント化されたすべてのマウスであった。24 時間以内に手術の準備の典型的な食べることを示す通常、行儀すべてマウス クリーンアップおよび探索行動。動物は、この時点では痛みや苦痛の兆候を示さなかった。術後 48 時間検証可能な明確な RSNA 信号は 10 12 のマウスからで記録されました。この信号はこれらマウス 72 時間後に手術で維持された、4 日目と 5 日目手術後のみ 5 (50%) マウスでマウスの 7 (70%) に記録された真の RSNA の信号しかし。心電図信号によって電気的ノイズや汚染による高品質の RSNA 信号は展示していないマウスは euthanization の時まで健康にまだあった。
意識下マウス 48 時間後手術で動脈圧と対応する平均心拍数 596±22 bpm の 116±2 mmHg であったことを意味 (n = 10)。この時点で血圧と RSNA の代表的なサンプルの同時記録は、RSNA (図 2) のはっきりと見え、特徴的なリズムのバーストを示した。食べるなどグルーミング、直接観察し、(図 3) にも存在していた担当者が述べたように、通常の活動と予想される RSNA の典型的な増加。高品質の RSNA で記録された順番に調査中マウスの 50% を 5 日後、手術の準備 (図 4) に。5 日間の調査期間に、血圧と心拍数安定値と我々 は次の手術後の回復 (表 1)8の 10 日前までを記録したものとは異なる。
RSNA 信号を検証し、それが確かに動脈圧受容器反射と同調することを確認、血圧は薬理学的のニトロプルシド ナトリウムとフェニレフリンの静脈注射に操作。RSNA 特徴的動脈圧のナトリウムのニトロプルシド誘起による還元を受けて増加逆に、RSNA はフェニレフリン誘発増加した動脈圧 (図 5) 事実上黙らせた。定量的、ニトロプルシド ナトリウム減少血圧 62±3 mmHg、77±9% 以上のベースラインのレベルの RSNA の昇格に相当する (n = 5;P < 0.05、図 6)。同様に、フェニレフリン投与、動脈圧到達基準レベル以下 79±2% 減の RSNA 137±6 mmHg (n = 5;P < 0.05、図 6)。さらに、RSNA は完全に以下の廃止ヘキサメト (図 7)、神経節の封鎖 RSNA 信号の後神経節の性質を確立します。
図 1: 建設と埋込型腎交感神経神経電極の配置。デザインや埋込型腎交感神経神経電極の推奨配置の模式図。(A) 双極誘導ピン コネクタが装備し、アース線を 3 分の 1。(B) 電線は、外在化したリードを保護するためにポリエチレン (PE) 90 チューブ通したか。(C) 接地線から双極リードを分離するために電極先端部のデザイン。(D) 電極先端部の最適な位置を容易にするために 90 ° の角度で曲がっています。腎神経束が双極誘導に対して垂直に配置され研究室のワックス ベース フィルム基になる組織と接触しているアース線からリードできます。アクセス許可5で再現。この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください。
図 2:代表の動脈圧と腎交感神経の記録神経活動 (RSNA).サンプル トレースでは 48 時間の手術の準備に続いて血液の全身の動脈圧 RSNA と意識、静かに安静時マウス統合の RSNA の同時録音を示します。アクセス許可5で再現。この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください。
図 3:腎交感神経活動 (RSNA) の通常の身体活動に対する応答。代表的なトレース全身動脈血圧、RSNA の同時記録、術後のベースラインに、(A) アクティブな手入れをすること、または (B) 静かに食べるの開始時に 2 つの意識下マウス 48 および 72 時間の RSNA を統合します。大きな矢印は、残りの部分から物理的な活動の開始を示します。アクセス許可5で再現。この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください。
図 4:長期の腎交感神経活動 (RSNA) 信号生存します。マウス意識、静かに休憩を一回手術の準備の後数日で血圧と RSNA のシーケンシャル代表的な録音。(A) 2 日、(B) 3 日、(C) 4 日、(D) 5 日後手術。この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください。
図 5:動脈圧受容器反射による腎交感神経活動 (RSNA) 信号の引き込みします。代表的な記録動脈血圧と RSNA の安静時意識マウスでベースライン (A) と (B) (C) フェニレフリン続いてニトロプルシドの後続の静脈内投与後。アクセス許可5で再現。この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください。
図 6:動脈血圧に腎交感神経感度の定量します。ニトロプルシド ナトリウムとフェニレフリン薬理学的操作に腎交感神経活動 (RSNA) および血圧の定量的な応答。(A) 平均動脈圧ニトロプルシド ナトリウム (灰色のバー; 62±3 mmHg) とフェニレフリン (オープン ・ バー; 137±6 mmHg) の後の静脈内投与し、ベースライン (黒いバー; 116±2 mmHg) で。(B) RSNA 応答ニトロプルシド ナトリウム (灰色のバー; 77±9%) やフェニレフリン (オープン ・ バー; - 79±2%) 中に対応しています。RSNA の表現から、平均 ± SEM. のパーセントの変化 * ベースラインからの有意差 (p < 0.05、n = 5)。アクセス許可5で再現。この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください。
図 7:神経節後性腎交感神経活動 (RSNA).(A) ベースライン、(B) ヘキサメトや (C) 死後、神経節の封鎖の直後で血圧と RSNA の代表的なトレース。アクセス許可5で再現。この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください。
| 動物 ID | 2 d | 3 d | 4 d | 5 d | |
| A | mmHg | 112 | 110 | 108 | 109 |
| bpm | 657 | 551 | 626 | 616 | |
| B | mmHg | 115 | 107 | 111 | 110 |
| bpm | 582 | 652 | 662 | 668 | |
| C | mmHg | 115 | 118 | 113 | 111 |
| bpm | 591 | 599 | 689 | 664 | |
| D | mmHg | 114 | 115 | 116 | 110 |
| bpm | 457 | 513 | 599 | 531 | |
| E | mmHg | 109 | 109 | 103 | 105 |
| bpm | 632 | 687 | 699 | 689 |
表 1:ベースライン平均動脈圧と心拍数値インストルメント化されたマウス術後以上 5 日間連続で。アクセス許可5で再現。
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Discussion
本概説、実証し、意識下マウス、自由に移動し、自分のホームケージで楽に休むの RSNA の対象となる評価手法を検証しました。血圧 radiotelemeter、点滴静注カテーテル留置とカスタム設計されたバイポーラ RSNA 電極の外科的移植後、マウスは手術から回復し、48 〜 72 時間に妨げられていない残っていた。マウス残った快適解決された食料、水、環境エンリッチメントに無制限にアクセスできる (実験期間を含む) すべての回のホームの檻の中。調査官によってすべての続く実験操作リモート、動物を不安ありませんでした。品質と RSNA 信号の解釈に関しこのアプローチ完全に削除麻酔外科的外傷と拘束の望ましくないと避けられない生理的合併症とする物理的および精神的ストレスの他の情報源動物。従って、交感神経活性の測定解釈を常に影響を与えるこれらの深刻な交絡因子は効果的に除去されました。
すべてのマウスは健康状態が良と 24 時間後に手術、早くも明るさ活動、応答性、食事、飲酒、手入れをすることと同様、遊び心のある、探索行動など典型的な行動を表示しました。すべての動物はこれらの特性を展示し、実行可能な RSNA 信号が記録することができるかどうかに関係なく指定された環境エンリッチメントと積極的に連携します。回復時間が完全にする必要が復元 radiotelemetric プローブの次注入伝えられる限りは 4-7 日9、動脈圧をもっと早く正常に返します値によって示されるように正常な血圧血圧と心拍数のためここで報告。確かに、これらの心血管系パラメーターは以前同様にインストルメント化された動物をことは許された手術8,10から回復する 10 日間に報告されたものと同じです。
これはマウスのストレスを軽減しも詳細の明確かつ信頼性の高い血とパルス音圧と心拍数値11を生成、液体で満たされたカテーテルの上の血圧測定に radiotelemetric プローブを使用する選択は意図的、だった。頻繁にフラッシュ、動脈カテーテルと必然的にいない動物を妨げる、ヘパリン生食液の流体の記入を維持する必要性を完全に排除するので、付加的な利点をもたらす血圧を記録する遠隔技術を使用しています。また、外科的 exteriorizing、アンカーと静脈のカテーテルとバイポーラ電極端子を保護する、理想的な我々 のアプローチから皮下ポケット12でリードの一時的な記憶域を記述する他のレポートと比較してのアプローチ間違いなくマウスを混乱させると品質および絶妙な敏感な自律神経系の解釈可能性を危険にさらすも簡単な再麻酔と実験的録音の直前に動物の手術操作を回避できます。データ。
このメソッドには、品質は静かにマウスを置く電気活動リラックスし、バック グラウンド ノイズから明確に区別できる特徴的なバーストによって示される真の RSNA 信号が得られます。また、RSNA は、グルーミングなどで食べて文学13,14で報告された静かな動物で身体活動に対する典型的な反応性を示した。RSNA の自然な動きや動物の覚醒期待で特徴的な増加を考えると、つまり、注意および実験的分析のためのこれらの期間を除外してその中に録音のセグメントに焦点を当てることが不可欠、動物は静かに休んでいます。これはデータの可能な誤解を防ぐのに役立ちます。電気的なノイズや干渉、信号混入心電図パルス15データ誤解につながることができます他の要因が含まれます。電極リードの外在化した部分の過剰な運動も RSNA 信号の品質に影響を与えることができるし、不安定または「揺れる」ベースラインとして表示することができます。時信号干渉することができますこれらのソース表示自発的に完全に明確な記録の中に消えるし、分析5,15,16から除外する必要があります。追加の考慮事項は、録音を取得する時間です。血圧と RSNA は概日リズムと異なるを場合し、この潜在的交絡因子を避けるために日の同時に実験を行うことが理想的ですが重要です。本研究で我々 は 10 と 18 - 動物飼育施設の日照サイクル内のすべてのパラメーターが記録された血圧と RSNA の概日振動のための有意な変動は見られなかった。このレポートのもう一つの重要なコンポーネントは、示すように、実際に動脈圧受容器反射と同調は RSNA 信号の検証です。全身血圧の急激な減少とドロップの薬理学的誘発と増加と並行の RSNA の上昇を考えると、動脈圧受容器反射は最も確かにそのまま - 自体はその閉塞性注入を示します、正常な心血管機能を 1 つの頚動脈にテレメーター カテーテルが干渉しません。ヘキサメトさらに、神経節の封鎖に RSNA 信号の仮想消失は、節後 RSNA の記録を確認します。
しかし、私たちとこの分野で他の人を認識する、やりがいのまま慢性的なインストルメント化された動物、特にマウスで自律神経の長期的な生存率を維持する、マウスの長い手術後の回復期間を提供するために理想的なでしょう。RSNA 信号品質低下いくつか日手術後の経過、動物の約半分の 5 日前まで、すべてのマウスで、少なくとも 3 日間連続の真の RSNA を確実に記録することも可能だった。この達成自体は、マウスにおける自律神経学の分野の進歩を意味します。さらに、このメソッドは、複数の実験を記録し、試験順序と適切なベースライン記録のランダム化を可能にする、もちろん、別の日に同じ動物での試験を制御することが可能である貴重なトランスジェニック動物の使用を最大化します。それぞれの前に17を実験します。それは長期的な交感神経録音意識齧歯動物18,19,20遠隔神経記録ラットの技術の進歩を含むの実施の成功のレポートを見ることを奨励15,21。この技術意識のマウスで使用するための小型化が迫って、一方で、実験的ウィンドウを拡張し、おそらく長く許可交感神経線維の長寿を高めるためにこの手法の向上に努めて手術後回復時間。ただし、このメソッド便利で容易にアクセスし、手頃な価格の代替/を補完する任意の将来の発展に残りますマウス、専用の機器と通常のデバイスへの投資が不要で録音技術遠隔神経メンテナンス。
マウスにおける循環器・自律神経機能を評価するための信頼性の高い技術の必要性は生物医学研究の分野でモデル トランスジェニック マウスで高まる関心を考慮して、とても素晴らしいされていません。しかしまだまだ標準化とマウスにおける自律神経機能を評価するためのアプローチを最適化の面で行きは生理学の多くの分野で長足の進歩をしました。日には、1 つ意識マウス12の感覚神経活動のレポート記述する測定があります。このアプローチ膀胱知覚神経活動の計測を概説し、コースの中には、麻酔し実験記録の直前に皮下にカテーテルの手術操作と同様、マウスの物理的な拘束実験的プロトコル12。これらの要因は、ストレス腎神経以外に、利子の神経の様々 な録音のため確かにできる現在のアプローチを完全に回避することが知られています。最近では、意識下マウスにおける交感神経活動の測定が報告されている、しかし、これらの測定値が大きく行わ次鎮痛管理22の言及なしで、手術の準備の時間。別にこれらのレポートでは、自律神経機能がそれ以外の場合麻酔下マウスでのみ評価されました。文献の徹底的な見直しをもたらす多数のアプローチ、時間長い実験期間、麻酔の組み合わせ/用量、機械換気、しばしば創造的な措置へのいくつかのうわべだけをベアリングの状態でマウスを維持するために、生理学的な (すなわち、酸素は直接動物の鼻に向かって吹き)23,24,25,26,27,28,29, 30,31。これらの研究の中で、血圧の測定値の報告が欠席、または極端に低い - 全身の動脈圧2の生理学的な範囲の下。多くのレベルで、特にこれは問題ですのでこれらの動物の自律機能の適切な評価等と血圧と自律神経の調子間の確立されたリンクを与え。麻酔代理店自身麻酔を弱める交感神経活動を示唆して多く報告と交感神経の緊張に直接影響します。確かに、証拠は、そのウレタン、急性神経実験32の記録の最も広く選ばれた麻酔薬を発揮用量依存的減少 RSNA33 、34の動脈圧受容器反射を抑制します。逆に、他のレポートは、そのウレタン増加交感神経35をお勧めします。確かに、このような研究は通常比較実験的神経活動記録されたベースラインからの変更として、ただし上記の条件下で自律神経系の変化の状態紛れもなくできなくなります神経の離散的変化の検出活動。
このメソッドの課題は意識の神経記録用マウスの成功の準備に必要な手術のスキルを中心にあります。しかしこれらのスキルをホーニング加工における投資は、品質と直接 RSNA データの信頼性によって償われる以上を生産しました。このアプローチは、完全に自律神経コントロール マウスでかなり不安定、人道的収集36があります血液の量によって制限されて血漿カテコールアミンなどの間接的な評価によってもたらされる制限事項を回避できます。また、血漿カテコールアミン レベルだけでなく、薬理学的自律神経の封鎖推定全体的な自律神経トーン1のより多くの興味は、一般的に、特定の神経集団の離散的貢献とは対照的です。血圧と心拍数のトレースのパワー スペクトル解析による自律神経トーンの数学の評価は、この手法をマウス36,37適応できない場合がありますが、人間の自律神経機能を評価するため便利です。したがって、意識、快適休憩マウスにおける神経活動の直接サンプリングが理想的なは、それは密接に被写体の自然、そのまま自律神経の状態を反映するいるし、選択した神経の貢献の高度な評価を促進興味の生理現象。
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Disclosures
著者が明らかに何もありません。
Acknowledgments
S.M.H. は、健康研究 (機構)、心臓・脳卒中財団のカナダ (脳卒中) アルバータ州革新健康ソリューション (AiHS); カナダの機関から公募によって支えられました。J.E.H. は、国立心臓、肺、血液研究所 PO1HL 51971 からの助成金によってサポートされます。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Teflon-coated stainless steel multiple stranded wire | A-M Systems | 793200 | 0.001in diameter bare; 0.0055in diameter coated |
| #11 Scalpel Blade | Fisher Scientific | ALMM9011 | |
| Soldering Iron and solder | Any make or model suitable | ||
| Male miniature pin connectors | A-M Systems | 520200 | Brass with gold plating |
| Female miniature pin connectors | A-M Systems | 520100 | Brass with gold plating |
| Heat Shrink tubing | Radio Shack | Model #: 278-1610 | Catalog #: 2781610 | 1.6 mm diameter |
| Polyethylene 90 (PE90) tubing | VWR | CA-63018-703 | 0.86mm inner diameter; 1.27mm outer diameter |
| Dissecting microscope | Leica Microsystems | Leica M80 | Any make or model also suitable |
| Polyethylene 10 (PE10) tubing | Braintree Scientific | PE10 50 FT | 0.28mm inner diameter; 0.61mm outer diameter |
| Super Glue Liquid | Loctite | n/a | Liquid Formula; any brand suitable |
| Super Glue Gel | Loctite | n/a | Gel Formula; any brand suitable |
| Polyethylene tubing | Scientific Commodities | BB31695-PE/13 | For pedestal 2.7mm inner diameter; 4.0mm outer diameter |
| Hospital Sterilization Services & Ozone Sterilization packets | Contact local hospital sterilization services | ||
| Isoflurane anesthesia | Abbott | 05260-05 | |
| Deltaphase isothermal heat pads & surgical table | Braintree Scientific | 39OP | Keep heat pads warm in a 37°C water bath; Corresponding surgical table essential |
| Glycopyrrolate | Amdipharm Mercury Company Limited | n/a | |
| Isoflurane vaporizer system & flow gauge | Braintree Scientific | VP I | Include medical grade oxygen supply |
| Tissue scissors | Fine Science Tools | 14173-12 | |
| Fine spring scissors | Fine Science Tools | 15006-09 | |
| Small cotton-tipped applicators | Fisher Scientific | 23400100 | |
| Fine Straight Forceps | Fine Science Tools | 11254-20 | #5, FST by Dumont Biologie Tip |
| Angled Forceps | Fine Science Tools | 11251-35 | #5/45 FST by Dumont |
| Small Absorbent Spears | Fine Science Tools | 18105-03 | |
| Parafilm | Sigma Aldrich | BR701605 ALDRICH | |
| Kwik-Sil 2 component Silicone Polymer | World Precision Instruments (WPI) | KWIK-SIL | Purchase extra specialized tips from WPI |
| 5-0 Polysorb Suture | Tyco Healthcare | n/a | |
| 6-0 Silk Suture | Braintree Scientific | SUT-S 104 | Deknatel brand, spool |
| Radiotelemetry Probe | Data Sciences International (DSI) | TA11-PAC10 | |
| Radiotelemetry Receiver | Data Sciences International (DSI) | PhysioTel RPC-1 | |
| Ambient Pressure Reference | Data Sciences International (DSI) | Apr-01 | |
| Pressure Output Adapter | Data Sciences International (DSI) | R11CPA | |
| Rena Pulse Tubing | Braintree Scientific | RPT-040 | |
| Infusion Swivel | Instech Solomon | 375/D/22 | |
| Swivel Support Arm & Mount | Instech Solomon | SMCLA | |
| Polysulfone button | Instech Solomon | LW62S/6 | |
| Stainless steel spring | Instech Solomon | PS62 | |
| Vetbond surgical adhesive | 3M | n/a | |
| Triple Antibiotic Ointment | Fougera | n/a | |
| PowerLab 8 Channel Data Acquisition System & Software | ADInstruments | PowerLab 8/35 | |
| PVC Insulated Cable | Belden | PVC Audio Connection Cable 32 AWG | |
| Preamplification Headstage | Dagan Corporation | Model 4002 | |
| Differential Amplifier | Dagan Corporation | EX4-400 | |
| Sodium Nitroprusside | Sigma Aldrich | 71778-25G | |
| Phenylephrine | Sigma Aldrich | P6126-5G | |
| Sterile Physiological Saline 0.9% NaCl | Beckton Dickinson | Contact local hospital supplier | |
| hexamethonium | Sigma Aldrich | H0879-5G | |
| Stainless Steel top anti vibration table | n/a | n/a | Custom designed in-house; Solid steel plate on a benchtop is also suitable |
| Faraday cage | n/a | n/a | Custom designed and constructed in-house |
| Small animal hair trimmer | n/a | n/a | Drugstore, men's beard trimmer suitable |
| Dipilatory Cream | n/a | n/a | Veet brand, sensitive skin formula |
| 10% Povidone Iodine | Purdue Products | Betadiene | |
| 70% Ethanol | n/a | n/a | |
| Steel microretractors | n/a | n/a | Made in-house. Bend a steel paper clip & loop 4-0 silk to form a retractor |
| Hemostats | Fine Science Tools | 13011-12 | |
| Heat Gun | Fisher Scientific | 09-201-27 |
References
- Young, C. N., Davisson, R. L. In vivo assessment of neurocardiovascular regulation in the mouse: principles, progress, and prospects. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 301 (3), H654-H662 (2011).
- Kass, D. A., Hare, J. M., Georgakopoulos, D. Murine cardiac function: a cautionary tail. Circ Res. 82 (4), 519-522 (1998).
- Charkoudian, N., Wallin, B. G. Sympathetic neural activity to the cardiovascular system: integrator of systemic physiology and interindividual characteristics. Compr Physiol. 4 (2), 825-850 (2014).
- Guyenet, P. G. The sympathetic control of blood pressure. Nat Rev Neurosci. 7 (5), 335-346 (2006).
- Hamza, S. M., Hall, J. E. Direct recording of renal sympathetic nerve activity in unrestrained, conscious mice. Hypertension. 60 (3), 856-864 (2012).
- DeBeck, L. D., Petersen, S. R., Jones, K. E., Stickland, M. K. Heart rate variability and muscle sympathetic nerve activity response to acute stress: the effect of breathing. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 299 (1), R80-R91 (2010).
- Krowicki, Z. K., Kapusta, D. R. Microinjection of glycine into the hypothalamic paraventricular nucleus produces diuresis, natriuresis, and inhibition of central sympathetic outflow. J Pharmacol Exp Ther. 337 (1), 247-255 (2011).
- do Carmo, J. M., et al. Control of blood pressure, appetite, and glucose by leptin in mice lacking leptin receptors in proopiomelanocortin neurons. Hypertension. 57 (5), 918-926 (2011).
- Brockway, B. P., Mills, P. A., Azar, S. H. A new method for continuous chronic measurement and recording of blood pressure, heart rate and activity in the rat via radio-telemetry. Clin Exp Hypertens A. 13 (5), 885-895 (1991).
- Tallam, L. S., Silva, da, A, A., Hall, J. E. Melanocortin-4 receptor mediates chronic cardiovascular and metabolic actions of leptin. Hypertension. 48 (1), 58-64 (2006).
- Van Vliet, B. N., Chafe, L. L., Antic, V., Schnyder-Candrian, S., Montani, J. P. Direct and indirect methods used to study arterial blood pressure. J Pharmacol Toxicol Methods. 44 (2), 361-373 (2000).
- Zvara, P., et al. A non-anesthetized mouse model for recording sensory urinary bladder activity. Front Neurol. 1, 127 (2010).
- Hagan, K. P., Bell, L. B., Mittelstadt, S. W., Clifford, P. S. Effect of dynamic exercise on renal sympathetic nerve activity in conscious rabbits. J Appl Physiol. 74 (5), 2099-2104 (1985).
- Matsukawa, K., Ninomiya, I. Changes in renal sympathetic nerve activity, heart rate and arterial blood pressure associated with eating in cats. J Physiol. 390, 229-242 (1987).
- Stocker, S. D., Muntzel, M. S. Recording sympathetic nerve activity chronically in rats: surgery techniques, assessment of nerve activity, and quantification. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 305 (10), 6 (2013).
- Burke, S. L., Lambert, E., Head, G. A. New approaches to quantifying sympathetic nerve activity. Curr Hypertens Rep. 13 (3), 249-257 (2011).
- Smith, F. G. Techniques for recording renal sympathetic nerve activity in awake, freely moving animals. Methods. 30 (2), 122-126 (2003).
- Miki, K., Kosho, A., Hayashida, Y. Method for continuous measurements of renal sympathetic nerve activity and cardiovascular function during exercise in rats. Exp Physiol. 87 (1), 33-39 (2002).
- Yoshimoto, M., Miki, K. Measurement of renal sympathetic nerve activity in freely moving mice. J Physiol. 560, (2004).
- Yoshimoto, M., Miki, K., Fink, G. D., King, A., Osborn, J. W. Chronic angiotensin II infusion causes differential responses in regional sympathetic nerve activity in rats. Hypertension. 55 (3), 644-651 (2010).
- Salman, I. M., Sarma Kandukuri,, Harrison, D., L, J., Hildreth, C. M., Phillips, J. K. Direct conscious telemetry recordings demonstrate increased renal sympathetic nerve activity in rats with chronic kidney disease. Front Physiol. 6, 218 (2015).
- Morgan, D. A., Despas, F., Rahmouni, K. Effects of leptin on sympathetic nerve activity in conscious mice. Physiol Rep. 3 (9), (2015).
- Alfie, M. E., Sigmon, D. H., Pomposiello, S. I., Carretero, O. A. Effect of high salt intake in mutant mice lacking bradykinin-B2 receptors. Hypertension. 29 (1 Pt 2), 483-487 (1997).
- Dietz, J. R., Landon, C. S., Nazian, S. J., Vesely, D. L., Gower, W. R. Effects of cardiac hormones on arterial pressure and sodium excretion in NPRA knockout mice. Exp Biol Med (Maywood). 229 (8), 813-818 (2004).
- Zhang, W., et al. Cyclosporine A-induced hypertension involves synapsin in renal sensory nerve endings. Proc Natl Acad Sci U S A. 97 (17), 9765-9770 (2000).
- Szczesny, G., Veihelmann, A., Massberg, S., Nolte, D., Messmer, K. Long-term anaesthesia using inhalatory isoflurane in different strains of mice-the haemodynamic effects. Lab Anim. 38 (1), 64-69 (2004).
- Tank, J., et al. Sympathetic nerve traffic and circulating norepinephrine levels in RGS2-deficient mice. Auton Neurosci. 136 (1-2), 52-57 (2007).
- Schwarte, L. A., Zuurbier, C. J., Ince, C.
- Zuurbier, C. J., Emons, V. M., Ince, C. Hemodynamics of anesthetized ventilated mouse models: aspects of anesthetics, fluid support, and strain. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 282 (6), H2099-H2105 (2002).
- Farnham, M. M., O'Connor, E. T., Wilson, R. J., Pilowsky, P. M. Surgical preparation of mice for recording cardiorespiratory parameters in vivo. J Neurosci Methods. 248, 41-45 (2015).
- Cuellar, J. M., Antognini, J. F., Carstens, E. An in vivo method for recording single unit activity in lumbar spinal cord in mice anesthetized with a volatile anesthetic. Brain Res Brain Res Protoc. 13 (2), 126-134 (2004).
- Carruba, M. O., Bondiolotti, G., Picotti, G. B., Catteruccia, N., Da Prada, M. Effects of diethyl ether, halothane, ketamine and urethane on sympathetic activity in the rat. Eur J Pharmacol. 134 (1), 15-24 (1987).
- Wang, G. F., Mao, X. J., Chen, Z. J. Urethane suppresses renal sympathetic nerve activity in Wistar rats. Eur Rev Med Pharmacol Sci. 18 (10), 1454-1457 (2014).
- Xu, H., et al. Effects of induced hypothermia on renal sympathetic nerve activity and baroreceptor reflex in urethane-anesthetized rabbits. Crit Care Med. 28 (12), 3854-3860 (2000).
- Shimokawa, A., Kunitake, T., Takasaki, M., Kannan, H. Differential effects of anesthetics on sympathetic nerve activity and arterial baroreceptor reflex in chronically instrumented rats. J Auton Nerv Syst. 72 (1), 46-54 (1998).
- Janssen, B. J., Smits, J. F. Autonomic control of blood pressure in mice: basic physiology and effects of genetic modification. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 282 (6), R1545-R1564 (2002).
- Nunn, N., Feetham, C. H., Martin, J., Barrett-Jolley, R., Plagge, A. Elevated blood pressure, heart rate and body temperature in mice lacking the XLalphas protein of the Gnas locus is due to increased sympathetic tone. Exp Physiol. 98 (10), 1432-1445 (2013).
