Summary
Наркотизированных мышей экспонат-физиологические системного артериального давления, который исключает обоснованной оценки автономная тон, учитывая тесную взаимосвязь между кровяного давления и вегетативной нервной системы. Таким образом изложил новый метод одновременно записывать почечной симпатической нервной деятельности и кровяного давления с помощью внутривенного вливания в сознательных мышей.
Abstract
Почечной симпатического нервов в значительной степени способствовать как физиологические, так и патофизиологические явлений. Оценки деятельности почек симпатических нервов (RSNA) представляет большой интерес во многих областях исследований, таких как хроническая болезнь почек, гипертонии, сердечной недостаточности, диабета и ожирения. Таким образом недвусмысленную оценку роли симпатической нервной системы необходимо для правильной интерпретации экспериментальных результатов и понимание процессов болезни. RSNA традиционно была измерена на наркотизированных грызунов, включая мышей. Однако мыши обычно exhibit очень низким системного артериального давления и нестабильности гемодинамики на несколько часов во время анестезии и операции. Значимые интерпретации RSNA confounded эта-физиологические государством, учитывая тесную взаимосвязь между симпатической нервной тон и сердечно-сосудистой статус. Чтобы устранить это ограничение традиционных подходов, мы разработали новый метод для измерения RSNA в сознательных, свободно перемещающихся мышей. Хронически мышей были инструментированы с радио телеметры для непрерывный мониторинг артериального давления, а также шейных вен настой катетера и специально биполярного электрода для прямой записи RSNA. После периода восстановления 48-72 часа выживаемость составила 100% и все мыши вели себя нормально. В этот момент времени RSNA был успешно записан в 80% мышей, с жизнеспособным сигналов, приобретенных до 4 и 5 дней после операции в 70% и 50% мышей, соответственно. У всех мышей были записаны физиологическое кровяное давление (116±2 мм рт.ст.; n = 10). Записанные RSNA увеличилась с питание и уход, как устоявшихся в литературе. Кроме того RSNA был подтвержден Ганглиозный блокады и модуляции артериального давления с фармакологическими агентами. Здесь описан метод эффективного и управляемого четкие записи RSNA в сознательных, свободно перемещающихся мышей.
Introduction
Интерес к использованию мыши в ряде областей биомедицинских исследований продолжает расширяться с развитием бесчисленные генетически модифицированных моделей. По большей части технические достижения сохранили ногу с ростом использования мышей в физиологии и в настоящее время впечатляющий выбор миниатюрных устройств, разработанных специально для измерения важных физиологических параметров в мышах. Хотя телеметрические устройства для прямого измерения вегетативной нервной тон сознательного крыс были доступны для более десяти лет, миниатюрных устройств для оценки деятельности нерва в сознательных мышей в настоящее время не доступны. Исследователи обычно обойти это ограничение путем оценки вклада вегетативной нервной системы с косвенные методы (т.е. плазма или моче катехоламинов, фармакологические вегетативная блокада, спектральный анализ моделей крови 1давление/сердечного ритма).
Хотя эти подходы обеспечивают ценную информацию, в результате получается глобальную картину в целом в вегетативной тон, а не раскрывая дискретных вклад изолированных популяций нервов к явлению под следствием. Кроме того прямой записи активности от конкретных нервы были казнены наркотизированных мышей, которая создает множество проблем. Это чрезвычайно трудно поддерживать стабильное артериальное давление в физиологических пределах наркотизированных мыши за несколько часов после операции. В самом деле, в эти виды экспериментов, кровяное давление часто нерегулируемый или представлены на крайне низком уровне (то есть 60-80 мм рт.ст vs > 100mmHg в сознательных мыши)2. Хрупкость сердечно-сосудистой системы, выставлены в подготовке наркотизированных мыши часто исключает обоснованной оценки вегетативной нервной деятельности, учитывая codependent взаимосвязь между кровяного давления и симпатической тон3, 4.
Для устранения этого ограничения, новый метод для прямой записи активности (RSNA) почечной симпатического нерва в сознании, была разработана безудержной мышей, спокойно в пределах их дома клетки. Подробно описан как хирургические и экспериментальный подход для успешной реализации этой методики. Такая подготовка позволяет следователю для одновременной записи артериального давления через манулами помимо RSNA, с дополнительной возможности внутривенно настаиваться агентов интерес не нарушая мыши.
Двадцать четыре часа после операции, мышей ведут себя нормально и не проявляют признаки боли или страданий. Экспериментальная записи затем может начаться 48 до 72 часов после операции, в то время как мыши удобно лежит в своей домашней клетке неограниченный доступ к продовольствию, воде и окружающей среды обогащения. Четкие следы RSNA представлены и продемонстрированы характерные реакции населения этого нерва для нормального физического движения животного (например, питание и уход) в дополнение к фармакологической модуляции системного артериального давления. Качество и специфику RSNA сигнала Далее проверяется Ганглиозный блокадой. Этот манускрипт включает аудиовизуальных дополнение к первоначально опубликовано описание этой техники5.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Все экспериментальные процедуры соответствуют национальных институтов здравоохранения руководство для ухода и использования лабораторных животных и были утверждены Комитетом по институциональный уход животных и использование медицинского центра Университета штата Миссисипи.
1. Животные и жилищного строительства
- Дом мышей (24-35 g) по прибытии в объекте институциональные лабораторные животные.
- Предлагаем мышей стандартных грызунов Чоу и водопроводной воды ad libitum на всех этапах экспериментального протокола в контролируемой среде, температуры и влажности.
2. индивидуальные изготовления имплантируемые RSNA электрода
Примечание: Постройте имплантируемые RSNA электрода по крайней мере за несколько дней до запланированного хирургическая процедура, чтобы вместить время отверждения и стерилизации (описано ниже).
- Вырежьте три равной длины изолированных нержавеющей стали несколько мель проволоки, 250 мм (диаметр проволоки 0.0254 мм голые, 0,14 мм покрытием). Примерно 15 мм изоляционного материала для предоставления основной металл от одного конца каждого из длины проволоки используется лезвие скальпеля (предпочтительно #11).
- Припой один мужской разъема (латуни с золотым напылением) до конца обнажённая только двух проводов для создания биполярного электрода приводит (рис. 1A). Оставьте в конце третьего длины проволоки голые. Это будет функционировать как заземляющий провод.
- Скольжения короткий (~2.0 - 2,5 см) кусок 1,6 мм диаметр Термоусадочные трубки на контактный разъем и провода полностью покрывают недавно паяных стык между проволока и контактный разъем.
Примечание: Кончик контактный разъем, который будет подключен к усилителю headstage должны оставаться открытыми. - Держите провод выше тепловой пушки с парой небольших плоскогубцев или hemostats сжать термочувствительных труб и электрически изолировать связь между соединитель-шпильку и проволока. Повторите эти действия для второй провод/разъема.
- Вырезать 200 мм длина полиэтиленовых труб (PE 90; внутренний диаметр 0.86 мм, наружный диаметр 1,27 мм). Группа трех проводов (два приводит + молотый проволоки) и привнести нетронутой концы труб PE 90, потоков их вместе через открытый конец трубки (рис. 1B).
Примечание: 90 PE трубы функции как оболочка для группировки и защищать электрода приводит и наземное проволоки.- Идентифицировать заземляющий провод и вытащить его через оболочкой PE 90 немного дальше, чтобы отличить его от биполярного электрода приводит.
3. Строительство электрода
- Визуализируйте нетронутой концы проводов электродов с микроскопом рассечения. Поток три свободные концы электродов через 5 мм - длинный кусок меньше полиэтиленовых труб (PE 10, внутренний диаметр 0,28 мм, наружный диаметр 0,61 мм) для привязки электродами провода вместе.
- Нить 1,5 мм кусок этой трубы PE 10 на три электрода провода. Предварительный этот трубопровод для отдыха 2,0 мм от первоначальных 5 мм кусок PE 10.
- Тема второй 1,5 мм кусок трубы PE 10 на советы двух биполярного электрода приводит к покрытия и изолировать советы и отделить их от заземляющий провод (рис. 1 c).
- Обрежьте любой избыток длина проводов с ножницами.
- Отдельные части трубы PE 10 с электродами провода с небольшой капли жидкого формула Цианакрилатный клей клей. Место притупляются 25 иглы на конце трубки клеем для улучшения управления и снижения утечек.
- Поместите кончик иглы на стыке между PE 10 и проволоки, а затем обойтись небольшую каплю клея и визуализировать клей, покрытие внутри труб PE.
- Разрешить клей полностью вылечить на ночь.
4. тонкой подготовка электрода для записи
- Газа изоляционного покрытия от биполярного электрода советы и кончик провода с лезвием скальпеля #11. Не беспокоить или не повредить основные несколько мель провода как это повлияет на качество сигнала RSNA.
- Сцепление сконструированный электрода между 5,0 мм и 1,5 мм PE 10 якорей с Изогнутый пинцет и сгибайте провода сформировать под углом 90° (рис. 1 d).
Примечание: Этот маневр следует располагать биполярного электрода приводит выше заземляющий провод, в оптимальном месте для колыбели нерва расслоение.
5. Строительство анкерные пьедестал
- Пьедестал для стабилизации электрода приводит к середине наплечник региона мыши по экстериоризации резки 3 см кусок полиэтиленовой трубы конструкции (внутренний диаметр 2,70 мм, наружный диаметр 4.00 мм).
- Захват труб с щипцами и растопить один конец тепловой пушки. Нажмите на подогревом конец трубы перпендикулярно к прохладной поверхности металла для создания округленные хребет или «полки».
- Нить это пьедестал на построенных электрода, таким образом, чтобы фланец указывающую электрода.
Примечание: Сочетание оболочкой PE 90 и пьедестал будет защищать электрода приводит однажды печенке от животных.
6. стерилизация завершена имплантируемые электрода
- Пакет завершенного электрод индивидуально в стерилизации Сумки и озона стерилизовать (TSO3) до имплантации.
Примечание: Проконсультироваться с местной больницы стерилизации объекта относительно определенного типа стерилизации мешок и процедуры, как это отличается между учреждениями.
7. анестезия и подготовка к операции
- Администрировать анальгезии 20 минут до начала операции (2 мг/кг Мелоксикам, S.C.). Поместите курсор мыши в камеру индукции, infused с 100% медицинского кислорода. Настройте параметры испарителя для увеличения доли изофлюрановая анестезии с шагом 0,5 до 4%. Оценивать хирургических плоскости путем оценки рефлекторной реакции нежно давление на пальцы или подушечки из носовой и задних конечностей, а также замедление дыхания.
- Перенесите животное в хирургической и поддержания анестезии с 1,5 до 2% изофлюрановая через ураном, после того как он достиг хирургические плоскости и больше не выставок мыс щепотка рефлекс. Периодически повторяйте мыс щепотка ответ и оценить частоту дыхания на протяжении всего хирургическая процедура. Применить глазная мазь для глаз для предотвращения сухости.
- Сохранить животных нормальной температуры тела во все времена с гель заполняется изотермический тепла колодки и соответствующей операционный стол. Хранить изотермический колодки в ванну воды 37° C и заменить колодки так часто, как во время операции необходимо поддерживать температуру физиологических тела.
- Администрировать гликопирролат (50-70 мкг/кг подкожно (С.К.)) для предотвращения чрезмерного производства выделениями дыхательных путях сразу после индукции анестезии. Управлять этой дозы гликопирролат во второй раз в середине хирургической процедуры (шаг 9.1).
- Проведение всех хирургических процедур в асептических условиях. Убедитесь, что все хирургические инструменты были газобетона до запланированной операции. Очистите операционного поля, как описано ниже (7.2.1) и поддерживать стерильность в течение всей процедуры.
- Носите маску, газобетона изоляции платье и стерильные одноразовые перчатки. Очистите все большие оборудования, например изогнутая лампа, рассекает сферы и операционный стол с 70% этиловом спирте. Периодически во время процедуры применяются к хирургические перчатки для обеспечения стерильности на 70% спирте.
- Удалите волосы из животного левый фланг, вентральной шеи и спинной midscapular региона с мелких животных для стрижки следуют депиляционный крем (формула чувствительной кожи).
- Очищение кожи лица этих двух хирургических полей с 3, чередуя приложений хирургической очистки раствора (10% повидон йод) и на 70% спирте. Подготовка операционного поля с конечного применения хирургического очищающий раствор.
8. хирургической имплантации RSNA электрода
- Поместите указатель мыши на его правой стороне с ростральной конца указывая налево хирурга, подвергая животного левый фланг. Сделайте 5 мм разрез в коже midscapular региона с помощью скальпеля (#11).
Примечание: Это сайт, на котором будет печенке RSNA электрода приводит.- Сделать второй надрез (< 20 мм) в коже, обволакивающие левый фланг, перпендикулярно 2 мм каудально к грудной клетки и позвоночника. Туннель иглы из нержавеющей стали 13G подкожно из этого разреза в разрез в спинной выхода сайта.
Примечание: Файл острыми краями иглы оставить гладкой, не передний край. - Пройти 13G иглы стерилизованные имплантируемые RSNA электрода (шаги 2 - 6). Тяните обратно 13G иглы оставить электрода, лежа на животе мышц левого фланга. Оставьте сегмент электрода приводит, лежа под кожу и оставить остальные длины, возникающих из спинной разреза.
- Сделать второй надрез (< 20 мм) в коже, обволакивающие левый фланг, перпендикулярно 2 мм каудально к грудной клетки и позвоночника. Туннель иглы из нержавеющей стали 13G подкожно из этого разреза в разрез в спинной выхода сайта.
- Место электрода в сторону. Сделайте разрез в брюшной мышцы, непосредственно лежащих в основе кожи, разрез в 8.1.1. Отделяйте небольшие ватным наконечником аппликаторы подвергать левой почки жира и соединительной ткани вдоль мышц спины.
- Открыть с микро Ретракторы хирургические области и отозвать почки. Сделать чтобы не растянуть почечной сосудисто-нервного пучка, который будет необратимо повредить почечной нервы и исключает запись жизнеспособной RSNA сигнала.
Примечание: Сталь микро ретракторы может вылепленный из стандартного скрепку и длиной 4-0 шелка. Убедитесь, что эти ретракторы также стерилизовать хирургические инструменты с целью сохранения асептической техники.
- Открыть с микро Ретракторы хирургические области и отозвать почки. Сделать чтобы не растянуть почечной сосудисто-нервного пучка, который будет необратимо повредить почечной нервы и исключает запись жизнеспособной RSNA сигнала.
- Визуализируйте почечной сосудисто-нервного пучка с помощью высокой мощности, рассекает микроскопом. Идентифицировать почечной нерва расслоение, который обычно (но не всегда) работает вместе с почечной артерии и Вены. Вскрыть нерва расслоение от окружающих тканей с тонкой, прямо щипцами.
Примечание: Почечная нерва расслоение появляется непрозрачная, с «Канат как» отражает внешний вид, уникальный по сравнению с лимфатические сосуды, которые выглядят четкими.- Манипулировать нерва расслоение как можно меньше. Не прикасайтесь, растянуть или забрать нерва расслоение в любое время. Не нарушать тонкой кровеносных сосудов, поставки нерва, или почечных лимфатических протоков, потому что это будет поставить под угрозу жизнеспособность нерва и производить непрерывный лимфатических жидкость объединения вокруг нерва/электрод, которые будут препятствовать или полностью уничтожить нервные сигнала.
- Отпуск почечной нерва расслоение нетронутыми, которая поможет сохранить долгосрочной жизнеспособности нерва, а также поддерживать стабильные контакты между нерва и электродом (т.е. секционного нерва может соскользнуть офф электродов с времени и движения природные тела).
- Ввести RSNA электрода в брюшную полость. Скорректировать свою позицию, что биполярный электрод наконечник и землю провод перпендикулярно почечной сосудисто-нервного пучка. Далее, отрегулируйте положение электрода, что заземляющий провод имеет хороший контакт с основной ткани и электрода не сжимать почечных сосудов, нарушения почечной циркуляции (рис. 1 d).
- Поднимите почечной нерва расслоение с угловым щипцами. Скольжения электрода под нерв, оставляя нерва в непосредственном контакте с оба провода.
- Небольшой кусок парафина фильма скольжения между нерва/биполярный провода и третий провод (заземление) (рис. 1 d).
Примечание: Замочить стерилизовать фильм парафина в этанол 70% за 24 часа и промыть в стерильного физиологического раствора до имплантации. - Удалите любые крови или жидкости из вокруг нерва/электрод с небольшой абсорбента Спирс как любой жидкости осталось вокруг нерва или электродами провода будет препятствовать или погасить нервных сигналов.
- Быстро проверьте качество сигнала RSNA при желании (установки описано ниже).
Примечание: Это необходимо сделать быстро как воздействия воздуха будет сухой нерва и скомпрометировать свою жизнеспособность. - Применить это двухкомпонентный силиконовый эластомер к блоку нерва/электрод, обеспечивая силиконовые бассейны под и вокруг нерва для предоставления полной электрической изоляции (т.е. не просто падение на вершине нерва).
Примечание: Убедитесь, что электрод советы также покрытием в силикон. Заземляющий провод должен оставаться в контакте с основной ткани и таким образом эластомера не нужно бассейн под этот провод. Избегайте применения излишне большое количество силиконового эластомера, как это может потенциально препятствуют почечного кровотока, или стать выбили с движениями природные тела с течением времени. - Разрешить 1-2 минуты для силиконового эластомера вылечить полностью, затем тщательно снять внешние края силиконовые «шар» с щипцами и применить небольшое количество жидкий клей формула хирургического.
Примечание: Старайтесь не применять чрезмерное количество клея, как это может ухудшить циркуляцию или распространиться на нерв и скомпрометировать свою жизнеспособность.
- Небольшой кусок парафина фильма скольжения между нерва/биполярный провода и третий провод (заземление) (рис. 1 d).
- Закройте брюшной разрез с разрывными, рассасывающиеся швы (5-0). Закройте вышележащих кожи в аналогии с же шовного материала.
9. Имплантация артериального давления Radiotelemeter
- Переместите мышь на его спине, с ростральной конца указывая к хирургу. При необходимости измените анестезии ураном. Администрировать вторая доза гликопирролат на данный момент (см. 7.1.3).
- Сделайте срединной разрез в коже шеи региона с помощью скальпеля (#11), начиная с чуть ниже нижней челюсти животного и расширение чуть выше грудной клетки. Отдельные железистой ткани, чтобы разоблачить основные мышцы шеи. Разоблачить левую общую сонную артерию и отдельно от окружающих тканей.
Примечание: Будьте осторожны чтобы не повредить блуждающего нерва, как это может привести к увеличению послеоперационная смертность.- Пройти три части 6-0 шелк шовного материала под артерии. Позиции одним швом насколько рострально как можно скорее и связать его, чтобы загородить судна. Положение второго Мидуэй шва по длине судна и галстук слабо. Позиция последнего шва как можно скорее каудально и галстук слабо.
- Убрать ростральной большинство шовные и обеспечить ураном с небольшой кусок пупочной ленты. Убрать хвостового большинство шовный материал с микро комаров щипцы для ограничения потока крови в сосуде.
- Сделать небольшой разрез в стенке сосуда с тонкой весной ножницы рострально как можно скорее. Ввести катетер radiotelemeter артериального давления мыши в судно и перейти к хвостовой шовный материал.
- Галстук среднего шва временно стабилизировать катетер, освободить хвостового ретракции и продвигать катетер 10 мм. галстук шовный материал вокруг катетера для фиксации на месте.
- Туннель телеметр тело кармане подкожной вдоль правого фланга.
10. Имплантация и экстериоризации югулярной венозного катетера
- Использование малых аппликаторов ватным наконечником подвергать право яремной вены. Проходят две части 6-0 шелк шовного материала вокруг судна.
- Позиции одним швом рострально так далеко как это возможно и галстук, чтобы загородить судна. Положение второй шовный материал как можно скорее каудально и аккуратно убрать остановить поток крови в сосуде.
- Используйте ножницы штраф весной сделать небольшой разрез в стенке сосуда как можно ближе к ростральной шовный материал как можно скорее. Catheterize вен с тепло растянутые шланги (O.D. 1.02 мм, натянутая ОД 0,64 мм), который предварительно заполнены с стерильного физиологического раствора.
Примечание: Убедитесь, что кончик катетера режется с помощью скальпеля производить закругленные фаски для предотвращения судно перфорации. Определить объем жидкости в катетер (Мертвое пространство) для справки (см. шаги 14,4-14,6 ниже).- Заранее ~ 8 мм катетер в Вену. Закрепите катетер, связывая шелковые швы вокруг судна и катетер, а также применение малая капля геля формула Цианакрилатный клей.
- Поместите курсор мыши на его левой стороне. Туннель внутривенного катетера от шеи до выхода на спинной midscapular региона с помощью иглы из нержавеющей стали 13G.
- Переместите указатель мыши на его спине. Закройте разрез шеи с разрывными швы.
- Место животного в лежачем положении. Нить небольшие подкожные кнопку на венозный катетер. Закрепите на кнопку под кожу швов. Поток соответствующие пружины из нержавеющей стали над венозного катетера и закрепите его на кнопку кожи для защиты катетера.
11. обеспечение экстериоризируется электрода приводит
- Безопасный полиэтилен пьедестал защиты электрода приводит к основной мышц с Ткань клей. Шовные вышележащих кожи над фланцем для дальнейшей поддержки.
12. после операции восстановления
- Применять мазь с антибиотиком для всех разрезов.
- Администрировать болеутоляющие лекарства. Администрировать дополнительные дозы болеутоляющие лекарства, при необходимости во время периода восстановления, если животное показывает признаки боли или страданий.
- Поместите курсор мыши в клетке метаболических, выстроились с древесной щепы постельные принадлежности и бумажное полотенце, чтобы восстановить. Постоянно контролировать животное и не оставляйте его без присмотра до тех пор, пока он приходит в сознание и может поддерживать грудной recumbency. Внедрение экологических обогащения и продовольствия и воды (ad libitum) на данный момент.
- Катушка электрода приводит вне клетки вплоть до эксперимента.
- Поместите клетке площадку теплый тепла за первые 24 часа восстановления. Подключите пружины из нержавеющей стали и внутривенного катетера для шарнирного соединения/инфузионные системы для непрерывного вливание физиологического раствора в течение периода восстановления (0,5 мл/ч).
- Убедитесь, что животное остается поодиночке размещается в клетке выделенный из-за природы экстериоризируется катетера и электрода приводит.
13. Экспериментальная установка для записи кровяного давления и RSNA
- Оборудуйте Топ антивибрационные таблицы из нержавеющей стали с простой клетки Фарадея.
Примечание: Эта Клетка Faraday могут быть построены с деревянной рамы и алюминия экран сетки. Электрически молотый клетку таблицы/Фарадея для устранения любых электрических шумов. - Разместите приемник манулами кровяного давления в клетку Фарадея.
- Подключите ресивер манулами давления выходной адаптер. Подключите этот адаптер к систему сбора данных для записи кровяного давления онлайн.
- Кабель с изоляцией припой два женского штырьковых разъема, которые являются бесплатными для электрода мужской разъема (латуни с золотым напылением) к концам парных, экранированный ПВХ. Припой противоположных концах этого парные кабеля для вилки банан. Подключите разъемы банан с идиомой headstage (10 X амплификации).
- Подключите этот предусилитель для дифференциального усилителя. Настройка параметров для усиления сигнала нерва x10, 000. Настройки фильтра следующим образом: НЧ, 100 Гц; Высокий вырезать, 1000 Гц.
- Место дома клетки, содержащие мыши на манулами приемник, расположенный в клетку Фарадея 48 до 72 часов после операции. Включите манулами зонд для записи сигналов артериального давления.
Примечание: Акклиматизации мыши, поместив дома Кейдж в установке в течение 1 недели до операции является оптимальным. - Чайник электрода приводит и подключите соответствующие женские разъема описанных выше (13,4) чтобы начать запись RSNA разъема биполярного электрода.
- Отображения и одновременно записывать кровяного давления сигналы онлайн с помощью компьютера, при вливая физиологического раствора или решение интерес. Запись данных по минимальной ставке 2500 выборок в секунду.
14. образец экспериментальный протокол и проверки RSNA сигнала
- Убедитесь, что мышь комфортно в их дома клетке, необузданный свободный доступ к продовольствию и воде. Следуйте рекомендациям институционального ухода за животными для проверки обычный внешний вид и поведение.
- Дом мышей в такую же температуру и влажность контролируемых номер, в котором RSNA будет проходить запись. Убедитесь, что внутривенное вливание продолжает, как описано выше.
- Позвольте по крайней мере 30 минут стабилизации, когда животное находится в записи установки, описанные выше перед записью один час базовых кровяного давления и RSNA данных. Убедитесь, что животное спокойно отдыхает во время записи, так как естественное движение ассоциируется с увеличением симпатической тон. Примечание Когда животное движется прямо на цифровой трассировки во время записи, так что это могут быть проигнорированы во время анализа.
- Протестировать барорефлекторной ответ сначала медленно впрыскивать болюс натрия нитропруссида (2,5 мкг/г веса тела в объеме 25 мкл раствора) в линии инфузии. Медленно флеш линии с ~ 50 мкл физиологического раствора. Убедитесь, что снят катетер Мертвое пространство. Запись артериального давления и RSNA для 2-5 минут.
- Медленно вводить болюс фенилэфрин (20 мкг/г веса тела в 25 мкл физиологического раствора). Заподлицо с ~ 50 мкл физиологического раствора. Убедитесь, что снят катетер Мертвое пространство. Запись артериального давления и RSNA еще 10-15 минут.
- Проверьте постганглионарные характер нерва сигнала медленно вводя болюс Ганглиозный блокатор, hexamethonium (50 мкг/г веса тела в 25 мкл физиологического раствора) в линии инфузии. Заподлицо с ~ 50 мкл засолены. Убедитесь, что снят катетер Мертвое пространство. Продолжить запись на несколько минут.
- Используйте остаточная активность, которая остается после hexamethonium администрации как оценки фонового шума для использования в анализе RSNA (описано ниже).
- Усыпить мышь с передозировкой изофлюрановая (поэтапный Дозировка с шагом 0,5 до 5%) и продолжать запись RSNA еще 30 минут. Примечание: Оставшиеся сигнал может также использоваться как оценки фонового шума для анализа RSNA.
15. анализ данных
- Использовать программное обеспечение получения данных для анализа сырья кровяного давления и RSNA следы.
- Цифрово интегрировать и многоволновой исправить сырья RSNA трассировку с помощью этого программного обеспечения. Выберите «Абсолютный интеграл» для составной параметров; Примените время постоянной распада 0,1 секунды6.
- Анализ комплексной RSNA сигнал (отображается в единицах µV·s) для каждого сегмента экспериментальный протокол. Игнорировать сегментов записи, когда животное движется. Возьмите по крайней мере 3 измерения для базовых и экспериментальной части эксперимента, соответственно.
- Анализируйте RSNA на уровне минимального и максимального давления крови, достигнутый нитропруссида натрия или фенилэфрин, соответственно, чтобы оценить барорефлекторной чувствительность.
- Средняя отдельных измерений выше для каждой части экспериментальный протокол для получения одного значения.
- Количественно RSNA ответ путем вычисления изменения RSNA в процентах от базового плана, который обозначается в 100%7. Полный статистический анализ при необходимости.
Примечание: В этом примере, статистический анализ реакции RSNA нитропруссида натрия и фенилэфрин был завершен с t -тест студента; значение было принято с P значений < 0,05.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
После описанных протокол выживаемость составила 100% - всех мышей инструментированных в этом исследовании выжили и выздоровел хорошо после хирургической процедуры. В течение 24 часов после хирургической подготовки, все мыши вели себя нормально, экспонирование типичные рестораны, холить и произвольного поведения. Животные не показали никаких признаков боли или страданий, в настоящее время. 48 часов после операции, поддающихся проверке и ясно RSNA сигнал был записан в 10 из 12 мышей. Этот сигнал был сохранен в этих мышей 72 часа после операции, однако истинный RSNA сигнал был записан в 7 (70%) мышей, день 4 и 5 мышей (50%), 5-й день после операции. Мышей, которые не проявляют RSNA сигнал высокого качества из-за электрического шума или загрязнения Электрокардиограмма сигналы были все еще в хорошем состоянии до времени euthanization.
Значит, артериальное давление в сознательных мышей 48 часов после операции был 116±2 мм рт.ст., с соответствующей Средняя ЧСС 596±22 bpm (n = 10). Одновременная запись в это время репрезентативной выборки кровяного давления и RSNA продемонстрировал ясно видны и характерно художественной очередей RSNA (рисунок 2). Типичный рост RSNA ожидается с нормальной деятельности, такие как питание и уход, как под непосредственным наблюдением и отметил персоналом, были также представлены (рис. 3). Высокое качество RSNA был также записан последовательно в 50% мышей под следствием до 5 дней после хирургической подготовки (рисунок 4). Кровяное давление и пульс оставался стабильным на 5-дневный период расследования и значения не отличались от тех, которые мы записали, следуя до 10 суток послеоперационного восстановления (таблица 1)8.
Чтобы проверить RSNA сигнала и убедитесь, что он действительно увлекаемого с артериальной барорефлекторной, кровяное давление было фармакологически манипулировать с внутривенным введением нитропруссида натрия и фенилэфрин. RSNA характерно увеличение ответ Натрия нитропруссид индуцированной снижение артериального давления; и наоборот RSNA был практически замолчать после фенилэфрин индуцированной увеличение артериального давления (рис. 5). Количественно, Натрия нитропруссид сократилось кровяное давление 62±3 мм рт.ст., который соответствует высоте RSNA 77±9% выше базовых уровнях (n = 5; P < 0,05, рис. 6). Аналогичным образом, после фенилэфрин администрации, артериальное давление достигнуто 137±6 мм рт.ст., которое уменьшена RSNA 79±2% ниже базового уровня (n = 5; P < 0,05, рис. 6). Кроме того RSNA был устранен после Ганглиозный блокады с hexamethonium (рис. 7), создание после Ганглиозный характер RSNA сигнала.
Рисунок 1: строительство и размещение электрода имплантируемые почечной симпатического нерва. Схематически дизайн и рекомендуемое расположение электрода имплантируемые почечной симпатического нерва. (A) биполярное ведет с разъема и третье основание провода. (B) провода пропускаются через 90 труб полиэтилен (PE) для защиты экстериоризируется приводит. (C) дизайн электрода для того чтобы отделить биполярного ведет от заземляющий провод. (D) электрода изогнут под углом в 90° для содействия оптимального положения; почечная нерва расслоение располагается перпендикулярно биполярного приводит и фильм на основе воска Лаборатория изолирует ведет от заземляющий провод, который находится в контакте с основной ткани. Воспроизводится с разрешения5. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.
Рисунок 2: Представитель запись артериального давления и почечной симпатичная(ый) нервной активности (RSNA). Пример трассировки, демонстрируя одновременно запись системного артериального давления, RSNA и комплексной RSNA в сознательных, спокойно отдыхая мыши 48 часов после хирургической подготовки. Воспроизводится с разрешения5. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.
Рисунок 3: Ответ нормальной физической активности почечной симпатической нервной деятельности (RSNA). Представитель трассировки благодаря одновременной записи системного артериального давления, RSNA и комплексной RSNA в два сознательных мышей, 48 и 72 часов после операции на базовом и (A) после начала активного ухода или (B) тихий еды. Большая стрелка обозначает начало физической активности от остальных. Воспроизводится с разрешения5. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.
Рисунок 4: Долгосрочный почечной симпатической нервной активности (RSNA) сигнал жизнеспособность. Последовательные представитель записи кровяного давления и RSNA в один сознательный, спокойно отдыхая мыши несколько дней после хирургической подготовки. (A) 2 дня, (B) 3 дня, (C) 4 дней и (D) 5 дней после операции. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.
Рисунок 5: ГРЭС почечной симпатической нервной активности (RSNA) сигнала с артериальной барорефлекторной. Представитель запись артериального давления и RSNA в сознательных мыши в состоянии покоя в течение (A) базовых и после последующих внутривенного введения (B) натрия нитропруссида следуют (C) фенилэфрин. Воспроизводится с разрешения5. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.
Рисунок 6: Quantitation почечной симпатичная(ый) чувствительность к артериального давления у. Количественный ответ артериального давления и почечной симпатической нервной деятельности (RSNA) фармакологических манипуляции с нитропруссида натрия и фенилэфрин. (A) означает артериальное давление на базовых (черная полоса; 116±2 мм рт.ст.) и после последующих внутривенное натрия нитропруссида (серый бар; 62±3 мм рт.ст.) и фенилэфрин (открытый бар; 137±6 мм рт.ст.). (B) соответствующих RSNA ответ во время натрия нитропруссида (серый бар; 77±9%) или фенилэфрин (открытый бар; - 79±2%). RSNA выражается процентное изменение от базовой линии, среднее ± SEM. * существенное отличие от базовой (p < 0,05, n = 5). Воспроизводится с разрешения5. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.
Рисунок 7: Пост Ганглиозный характер деятельности почек симпатических нервов (RSNA). Представитель след артериального давления и RSNA в начале исследования (A), (B) сразу же после Ганглиозный блокады с hexamethonium и (C) post-mortem. Воспроизводится с разрешения5. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.
| Животных ID | 2D | 3D | 4d | 5d | |
| A | мм рт.ст. | 112 | 110 | 108 | 109 |
| BPM | 657 | 551 | 626 | 616 | |
| B | мм рт.ст. | 115 | 107 | 111 | 110 |
| BPM | 582 | 652 | 662 | 668 | |
| C | мм рт.ст. | 115 | 118 | 113 | 111 |
| BPM | 591 | 599 | 689 | 664 | |
| D | мм рт.ст. | 114 | 115 | 116 | 110 |
| BPM | 457 | 513 | 599 | 531 | |
| E | мм рт.ст. | 109 | 109 | 103 | 105 |
| BPM | 632 | 687 | 699 | 689 |
Таблица 1: Базовые средние артериальной давление и частота сердечных сокращений значения инструментированный мышей более 5 дней подряд, после операции. Воспроизводится с разрешения5.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Здесь мы изложил, продемонстрировали и проверить новый метод для целевой оценки RSNA в сознательных мышей, свободно перемещаться и комфортно отдохнуть в их дома клетках. После хирургической имплантации radiotelemeter артериального давления, пребывает катетер для внутривенного вливания и специально биполярный электрод RSNA мышей оправился от хирургии и остались нетронутыми для 48 до 72 часов. Мыши по-прежнему комфортно поселились в их дома клетке во все времена (в том числе экспериментальных периодов) с неограниченный доступ к продовольствию, воде и окружающей среды обогащения. Все последующие экспериментальных манипуляций следователем было удаленных и не беспокоят животных. Относительно качества и интерпретация RSNA сигнала этот подход полностью удалить нежелательные и неизбежным физиологических осложнений анестезии и хирургических травмы, а также сдержанность и других источников физического и психического стресса для животное. Таким образом эти серьезные смешанные факторы, которые неизменно влиять интерпретации измерений активности симпатического нерва были эффективно устранены.
Все мыши были в добром здравии и 24 часов после операции, в кратчайшие сроки отображается типичного поведения, таких как яркость активность, отзывчивость, еды, питья, груминг, игривый и произвольное поведение. Все животные выставлены эти характеристики и активно сотрудничает с предоставленного экологическая обогащению независимо от ли или не жизнеспособной RSNA сигнал был в состоянии быть записаны. Хотя время восстановления необходимо полностью восстановите нормальное кровяное давление, что следующие имплантации радиотелеметрической зонда сообщается, пока94-7 дней, артериальное давление возвращается к нормальной жизни гораздо раньше, как продемонстрировано значения сообщили здесь для кровяного давления и частоты сердечных сокращений. Действительно эти сердечно-параметры аналогичны ранее сообщалось в Аналогичным образом инструментированный животных, которые были допущены до 10 дней чтобы оправиться от операции8,10.
Выбор, чтобы использовать радиотелеметрической зонды для измерения кровяного давления над катетером заполненные жидкостью было преднамеренным, как это уменьшает стресс в мышей, а также дает более четкую и надежную крови и импульсные сигналы давления и пульса значения11. С помощью телеметрической технологии записи кровяного давления создает дополнительное преимущество, поскольку полностью устраняется необходимость часто флеш и поддерживать жидкости заполнены артериального катетера с гепаринизированным физиологического раствора, который неизбежно нарушает животного. Кроме того подход хирургическим exteriorizing, закрепление и защита внутривенного катетера и биполярного электрода приводит является идеальным по сравнению с другими докладами, описывая временного хранения приводит в подкожной карман12, поскольку наш подход избегает даже краткий ре анестезии и хирургических манипуляций животного непосредственно перед экспериментальной записи, которые будут несомненно возмущают мышь и поставить под угрозу качество и интерпретируемость особенно чувствительна вегетативной нервной системы данных.
Этот метод дает истинное RSNA сигналов, качество которого свидетельствует характерный всплески электрической активности четко отличимы от фонового шума в расслабленной, спокойно отдыхает мыши. Кроме того RSNA показан типичный реагировать физической активности в животное как груминг и тихой еды как сообщалось в литературе13,14. Учитывая характерные увеличивается в RSNA ожидается с естественного движения или бдительности животного, это таким образом необходимо принять к сведению и исключить эти периоды времени для целей экспериментального анализа и сосредоточиться на сегменты записи во время которого животное спокойно отдыхает. Это помогает предотвратить возможного неправильного толкования данных. Другие факторы, которые могут привести к неправильному толкованию данных включают электрических помех или вмешательства, а также загрязнение сигнала ЭКГ импульсов15. Чрезмерное движение экстериоризируется часть электрода приводит также влияют на качество сигнала RSNA и могут отображаться как нестабильные или «колебания» базовые. Порой эти источники сигнала помехи могут появляются спонтанно исчезают во время записи совершенно ясно и должны быть исключены из анализа5,,1516. Дополнительным фактором является время получения записи. Важно отметить, что кровяное давление и RSNA варьируются с Циркадный ритм, поэтому он идеально подходит для проведения экспериментов в то же время дня, чтобы избежать этой потенциально смешанным фактором. В этом исследовании мы не наблюдали значительное изменчивость из-за колебания суточного артериального давления и RSNA как мы записали все параметры между 10 утра и 6 вечера - также в рамках летнего цикла животных жилищного фонда. Еще одним важным компонентом этого доклада является проверка RSNA сигнала, который как показано, это действительно увлекаемого с артериальной барорефлекторной. Учитывая быстрое снижение и повышение RSNA параллельно с фармакологически индуцированной снижение и рост системного артериального давления, артериальной барорефлекторной был наиболее определенно нетронутыми - которая сама по себе демонстрирует, что окклюзионные имплантации манулами катетер в одном сонной артерии не мешать нормальной функции сердечно-сосудистой системы. Фактическому исчезновению RSNA сигнала после Ганглиозный блокады с hexamethonium далее подтверждает запись постганглионарные RSNA.
Было бы идеально для обеспечения более длительного послеоперационного восстановления для мышей, однако мы и другие в этой области признать, что поддержание долгосрочной жизнеспособности вегетативных нервов в хронически инструментированный животных, особенно мышей, остается сложной. Хотя качество сигнала RSNA снизилось в течение нескольких дней после операции, еще можно было надежно запись истинный RSNA по крайней мере 3 дней подряд всех мышей и до 5 дней примерно в половине из животных. Это достижение само по себе означает прорыв в области автономных исследований на мышах. Кроме того этот метод увеличивает использование драгоценных трансгенных животных, как это можно записать несколько экспериментальных и контролировать процессы в то же самое животное в разные дни, конечно, позволяя для рандомизации пробный заказ и надлежащей базовой записи перед каждой эксперимент17. Отрадно видеть успешных доклады о долгосрочных симпатических нервов записей в сознательных грызунов18,19,20 включая выдвижения в телеметрической нерва, запись технологий для крыс 15,21. Миниатюризация этой технологии для использования в сознательных мыши предстоящей и в то же время, мы стремимся улучшить эту технику, чтобы увеличить долговечность симпатических волокон нерва продлить экспериментальный окна и возможно позволить больше время восстановления после операции. Однако этот метод будет оставаться полезной и легко доступных и недорогих альтернативных/дополнения к любых будущих изменений в телеметрической нерва, технология записи в мышей, которые требуют инвестиций в специальное оборудование и регулярные устройства техническое обслуживание.
Потребность в надежных методов для оценки функции сердечно-сосудистой и вегетативная мышей никогда не была настолько велика, учитывая постоянно растущий интерес к трансгенные мыши модели в области биомедицинских исследований. Большие успехи во многих областях физиологии, однако есть еще далеко идти с точки зрения стандартизации и оптимизации подходы для оценки вегетативные функции мыши. На сегодняшний день, существует один доклад описания измерения активности чувствительных нервных в сознательных мыши12. Этот подход излагается измерения деятельности чувств нерва мочевого пузыря и включает анестезии и хирургических манипуляций подкожно расположенных катетеров непосредственно перед экспериментальной записи, а также физического ограничения мышей в течение экспериментальный протокол12. Эти факторы являются известные раздражители, которые полностью избежать с нынешним подходом, который безусловно могут быть приспособлены для записи различных нервов интереса в дополнение к почечной нервы. Совсем недавно поступили симпатических нервов измерения в сознательных мышей, однако, эти измерения проводятся основном, часов после хирургической подготовки, без упоминания о болеутоляющее администрации22. Помимо этих докладов вегетативные функции иначе оценивается исключительно в наркотизированных мышей. Тщательный обзор литературы дает множество подходов, экспериментальной продолжительность часов Лонг, цистит комбинации/доз, искусственной вентиляции легких и часто творческие меры для поддержания мышей в государстве, учитывая некоторое подобие к физиологические (то есть кислород ветром непосредственно к нос животного)23,24,25,26,27,28,29, 30,31. Среди этих исследований сообщения о значения артериального давления являются отсутствует или крайне низким - ниже физиологического диапазона системного артериального давления2. Это проблематично, на многих уровнях, но особенно когда это касается надлежащей оценки вегетативные функции в этих животных, учитывая установленная связь между кровяное давление и тонус вегетативной. Анестетиков, сами непосредственно влияние симпатической тон, с многими отчетами предполагая, что анестезия гасит симпатической активности. Действительно доказательства продемонстрировать что уретана, наиболее широко выбранного анестетика для острых нервных записи экспериментов32, зависимо доза уменьшается RSNA33 и подавляет артериальной барорефлекторной34. И наоборот другие доклады показывают, что уретана увеличивает симпатической тон35. Конечно, такие исследования обычно сравнение экспериментального нервных деятельность как переход от записанных базового, однако измененное состояние вегетативной нервной системы при описанных выше условиях бесспорно исключает возможность обнаружения дискретных изменений в нерве деятельности.
Вызов этого метода заключается в основном в хирургической навыки, необходимые для успешной подготовки мыши записи сознательного нерва. Однако инвестиции в оттачивая эти навыки более чем компенсируется качество и надежность данных прямой RSNA производства. Этот подход полностью обходит ограничения, обусловленные косвенные оценки вегетативная управления как плазмы катехоламинов уровней, которые являются весьма лабильным мышей и ограничивается количество крови, которое может быть гуманно собранные36. Кроме того плазма катехоламинов как уровня, так и фармакологические вегетативная блокада оценки в целом в вегетативной тон1 отличие от дискретных вклады населения конкретных нерва, которые, как правило, больше интереса. Математическая Оценка тонуса вегетативной через власть спектрального анализа следов артериального давления и частоты сердечных сокращений является полезным для оценки вегетативные функции в человеке, однако этот метод не может быть адаптирован для мышей36,37. Таким образом прямые выборки активности нервных в сознательных, комфортно отдыхая мыши идеально, как она тесно отражает естественный, нетронутыми автономный статус субъекта и облегчает сложные оценки вклада отдельных нервов физиологические явления интерес.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Авторы не имеют ничего сообщать.
Acknowledgments
S.M.H. была поддержана докторской стипендии от канадской институтов для медицинских исследований (КНИИЗ), сердца и инсульта Фонд Канады (HSFC) и Альберта инновационную Health Solutions (AiHS); J.E.H. поддерживается грант от национального сердца, легких и крови института PO1HL-51971.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Teflon-coated stainless steel multiple stranded wire | A-M Systems | 793200 | 0.001in diameter bare; 0.0055in diameter coated |
| #11 Scalpel Blade | Fisher Scientific | ALMM9011 | |
| Soldering Iron and solder | Any make or model suitable | ||
| Male miniature pin connectors | A-M Systems | 520200 | Brass with gold plating |
| Female miniature pin connectors | A-M Systems | 520100 | Brass with gold plating |
| Heat Shrink tubing | Radio Shack | Model #: 278-1610 | Catalog #: 2781610 | 1.6 mm diameter |
| Polyethylene 90 (PE90) tubing | VWR | CA-63018-703 | 0.86mm inner diameter; 1.27mm outer diameter |
| Dissecting microscope | Leica Microsystems | Leica M80 | Any make or model also suitable |
| Polyethylene 10 (PE10) tubing | Braintree Scientific | PE10 50 FT | 0.28mm inner diameter; 0.61mm outer diameter |
| Super Glue Liquid | Loctite | n/a | Liquid Formula; any brand suitable |
| Super Glue Gel | Loctite | n/a | Gel Formula; any brand suitable |
| Polyethylene tubing | Scientific Commodities | BB31695-PE/13 | For pedestal 2.7mm inner diameter; 4.0mm outer diameter |
| Hospital Sterilization Services & Ozone Sterilization packets | Contact local hospital sterilization services | ||
| Isoflurane anesthesia | Abbott | 05260-05 | |
| Deltaphase isothermal heat pads & surgical table | Braintree Scientific | 39OP | Keep heat pads warm in a 37°C water bath; Corresponding surgical table essential |
| Glycopyrrolate | Amdipharm Mercury Company Limited | n/a | |
| Isoflurane vaporizer system & flow gauge | Braintree Scientific | VP I | Include medical grade oxygen supply |
| Tissue scissors | Fine Science Tools | 14173-12 | |
| Fine spring scissors | Fine Science Tools | 15006-09 | |
| Small cotton-tipped applicators | Fisher Scientific | 23400100 | |
| Fine Straight Forceps | Fine Science Tools | 11254-20 | #5, FST by Dumont Biologie Tip |
| Angled Forceps | Fine Science Tools | 11251-35 | #5/45 FST by Dumont |
| Small Absorbent Spears | Fine Science Tools | 18105-03 | |
| Parafilm | Sigma Aldrich | BR701605 ALDRICH | |
| Kwik-Sil 2 component Silicone Polymer | World Precision Instruments (WPI) | KWIK-SIL | Purchase extra specialized tips from WPI |
| 5-0 Polysorb Suture | Tyco Healthcare | n/a | |
| 6-0 Silk Suture | Braintree Scientific | SUT-S 104 | Deknatel brand, spool |
| Radiotelemetry Probe | Data Sciences International (DSI) | TA11-PAC10 | |
| Radiotelemetry Receiver | Data Sciences International (DSI) | PhysioTel RPC-1 | |
| Ambient Pressure Reference | Data Sciences International (DSI) | Apr-01 | |
| Pressure Output Adapter | Data Sciences International (DSI) | R11CPA | |
| Rena Pulse Tubing | Braintree Scientific | RPT-040 | |
| Infusion Swivel | Instech Solomon | 375/D/22 | |
| Swivel Support Arm & Mount | Instech Solomon | SMCLA | |
| Polysulfone button | Instech Solomon | LW62S/6 | |
| Stainless steel spring | Instech Solomon | PS62 | |
| Vetbond surgical adhesive | 3M | n/a | |
| Triple Antibiotic Ointment | Fougera | n/a | |
| PowerLab 8 Channel Data Acquisition System & Software | ADInstruments | PowerLab 8/35 | |
| PVC Insulated Cable | Belden | PVC Audio Connection Cable 32 AWG | |
| Preamplification Headstage | Dagan Corporation | Model 4002 | |
| Differential Amplifier | Dagan Corporation | EX4-400 | |
| Sodium Nitroprusside | Sigma Aldrich | 71778-25G | |
| Phenylephrine | Sigma Aldrich | P6126-5G | |
| Sterile Physiological Saline 0.9% NaCl | Beckton Dickinson | Contact local hospital supplier | |
| hexamethonium | Sigma Aldrich | H0879-5G | |
| Stainless Steel top anti vibration table | n/a | n/a | Custom designed in-house; Solid steel plate on a benchtop is also suitable |
| Faraday cage | n/a | n/a | Custom designed and constructed in-house |
| Small animal hair trimmer | n/a | n/a | Drugstore, men's beard trimmer suitable |
| Dipilatory Cream | n/a | n/a | Veet brand, sensitive skin formula |
| 10% Povidone Iodine | Purdue Products | Betadiene | |
| 70% Ethanol | n/a | n/a | |
| Steel microretractors | n/a | n/a | Made in-house. Bend a steel paper clip & loop 4-0 silk to form a retractor |
| Hemostats | Fine Science Tools | 13011-12 | |
| Heat Gun | Fisher Scientific | 09-201-27 |
References
- Young, C. N., Davisson, R. L. In vivo assessment of neurocardiovascular regulation in the mouse: principles, progress, and prospects. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 301 (3), H654-H662 (2011).
- Kass, D. A., Hare, J. M., Georgakopoulos, D. Murine cardiac function: a cautionary tail. Circ Res. 82 (4), 519-522 (1998).
- Charkoudian, N., Wallin, B. G. Sympathetic neural activity to the cardiovascular system: integrator of systemic physiology and interindividual characteristics. Compr Physiol. 4 (2), 825-850 (2014).
- Guyenet, P. G. The sympathetic control of blood pressure. Nat Rev Neurosci. 7 (5), 335-346 (2006).
- Hamza, S. M., Hall, J. E. Direct recording of renal sympathetic nerve activity in unrestrained, conscious mice. Hypertension. 60 (3), 856-864 (2012).
- DeBeck, L. D., Petersen, S. R., Jones, K. E., Stickland, M. K. Heart rate variability and muscle sympathetic nerve activity response to acute stress: the effect of breathing. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 299 (1), R80-R91 (2010).
- Krowicki, Z. K., Kapusta, D. R. Microinjection of glycine into the hypothalamic paraventricular nucleus produces diuresis, natriuresis, and inhibition of central sympathetic outflow. J Pharmacol Exp Ther. 337 (1), 247-255 (2011).
- do Carmo, J. M., et al. Control of blood pressure, appetite, and glucose by leptin in mice lacking leptin receptors in proopiomelanocortin neurons. Hypertension. 57 (5), 918-926 (2011).
- Brockway, B. P., Mills, P. A., Azar, S. H. A new method for continuous chronic measurement and recording of blood pressure, heart rate and activity in the rat via radio-telemetry. Clin Exp Hypertens A. 13 (5), 885-895 (1991).
- Tallam, L. S., Silva, da, A, A., Hall, J. E. Melanocortin-4 receptor mediates chronic cardiovascular and metabolic actions of leptin. Hypertension. 48 (1), 58-64 (2006).
- Van Vliet, B. N., Chafe, L. L., Antic, V., Schnyder-Candrian, S., Montani, J. P. Direct and indirect methods used to study arterial blood pressure. J Pharmacol Toxicol Methods. 44 (2), 361-373 (2000).
- Zvara, P., et al. A non-anesthetized mouse model for recording sensory urinary bladder activity. Front Neurol. 1, 127 (2010).
- Hagan, K. P., Bell, L. B., Mittelstadt, S. W., Clifford, P. S. Effect of dynamic exercise on renal sympathetic nerve activity in conscious rabbits. J Appl Physiol. 74 (5), 2099-2104 (1985).
- Matsukawa, K., Ninomiya, I. Changes in renal sympathetic nerve activity, heart rate and arterial blood pressure associated with eating in cats. J Physiol. 390, 229-242 (1987).
- Stocker, S. D., Muntzel, M. S. Recording sympathetic nerve activity chronically in rats: surgery techniques, assessment of nerve activity, and quantification. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 305 (10), 6 (2013).
- Burke, S. L., Lambert, E., Head, G. A. New approaches to quantifying sympathetic nerve activity. Curr Hypertens Rep. 13 (3), 249-257 (2011).
- Smith, F. G. Techniques for recording renal sympathetic nerve activity in awake, freely moving animals. Methods. 30 (2), 122-126 (2003).
- Miki, K., Kosho, A., Hayashida, Y. Method for continuous measurements of renal sympathetic nerve activity and cardiovascular function during exercise in rats. Exp Physiol. 87 (1), 33-39 (2002).
- Yoshimoto, M., Miki, K. Measurement of renal sympathetic nerve activity in freely moving mice. J Physiol. 560, (2004).
- Yoshimoto, M., Miki, K., Fink, G. D., King, A., Osborn, J. W. Chronic angiotensin II infusion causes differential responses in regional sympathetic nerve activity in rats. Hypertension. 55 (3), 644-651 (2010).
- Salman, I. M., Sarma Kandukuri,, Harrison, D., L, J., Hildreth, C. M., Phillips, J. K. Direct conscious telemetry recordings demonstrate increased renal sympathetic nerve activity in rats with chronic kidney disease. Front Physiol. 6, 218 (2015).
- Morgan, D. A., Despas, F., Rahmouni, K. Effects of leptin on sympathetic nerve activity in conscious mice. Physiol Rep. 3 (9), (2015).
- Alfie, M. E., Sigmon, D. H., Pomposiello, S. I., Carretero, O. A. Effect of high salt intake in mutant mice lacking bradykinin-B2 receptors. Hypertension. 29 (1 Pt 2), 483-487 (1997).
- Dietz, J. R., Landon, C. S., Nazian, S. J., Vesely, D. L., Gower, W. R. Effects of cardiac hormones on arterial pressure and sodium excretion in NPRA knockout mice. Exp Biol Med (Maywood). 229 (8), 813-818 (2004).
- Zhang, W., et al. Cyclosporine A-induced hypertension involves synapsin in renal sensory nerve endings. Proc Natl Acad Sci U S A. 97 (17), 9765-9770 (2000).
- Szczesny, G., Veihelmann, A., Massberg, S., Nolte, D., Messmer, K. Long-term anaesthesia using inhalatory isoflurane in different strains of mice-the haemodynamic effects. Lab Anim. 38 (1), 64-69 (2004).
- Tank, J., et al. Sympathetic nerve traffic and circulating norepinephrine levels in RGS2-deficient mice. Auton Neurosci. 136 (1-2), 52-57 (2007).
- Schwarte, L. A., Zuurbier, C. J., Ince, C. Mechanical ventilation of mice. Basic Res Cardiol. 95 (6), 510-520 (2000).
- Zuurbier, C. J., Emons, V. M., Ince, C. Hemodynamics of anesthetized ventilated mouse models: aspects of anesthetics, fluid support, and strain. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 282 (6), H2099-H2105 (2002).
- Farnham, M. M., O'Connor, E. T., Wilson, R. J., Pilowsky, P. M. Surgical preparation of mice for recording cardiorespiratory parameters in vivo. J Neurosci Methods. 248, 41-45 (2015).
- Cuellar, J. M., Antognini, J. F., Carstens, E. An in vivo method for recording single unit activity in lumbar spinal cord in mice anesthetized with a volatile anesthetic. Brain Res Brain Res Protoc. 13 (2), 126-134 (2004).
- Carruba, M. O., Bondiolotti, G., Picotti, G. B., Catteruccia, N., Da Prada, M. Effects of diethyl ether, halothane, ketamine and urethane on sympathetic activity in the rat. Eur J Pharmacol. 134 (1), 15-24 (1987).
- Wang, G. F., Mao, X. J., Chen, Z. J. Urethane suppresses renal sympathetic nerve activity in Wistar rats. Eur Rev Med Pharmacol Sci. 18 (10), 1454-1457 (2014).
- Xu, H., et al. Effects of induced hypothermia on renal sympathetic nerve activity and baroreceptor reflex in urethane-anesthetized rabbits. Crit Care Med. 28 (12), 3854-3860 (2000).
- Shimokawa, A., Kunitake, T., Takasaki, M., Kannan, H. Differential effects of anesthetics on sympathetic nerve activity and arterial baroreceptor reflex in chronically instrumented rats. J Auton Nerv Syst. 72 (1), 46-54 (1998).
- Janssen, B. J., Smits, J. F. Autonomic control of blood pressure in mice: basic physiology and effects of genetic modification. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 282 (6), R1545-R1564 (2002).
- Nunn, N., Feetham, C. H., Martin, J., Barrett-Jolley, R., Plagge, A. Elevated blood pressure, heart rate and body temperature in mice lacking the XLalphas protein of the Gnas locus is due to increased sympathetic tone. Exp Physiol. 98 (10), 1432-1445 (2013).
