Summary
Este manuscrito descreve um sensor multi-espectral óptica que eficazmente detectada dano ao algodão estação cedo artificialmente infestados com diferentes densidades das populações de ácaros de aranha com duas manchas.
Introduction
Ácaro de aranha de duas manchas, Tetranychus urticae (Koch) é uma praga polífaga e cosmopolita de muitos campos e plantas hortícolas 1, 2. Vive correias dentro em colónias sobre a superfície inferior da planta 3, 4. Ela tem evoluído de ser uma temporada de tarde para uma praga no início da temporada, em meados do sul dos Estados Unidos na última década 5. TSSM foi o 5 th pragas mais prejudicial de algodão e causou uma perda estimada de 57,441 fardos de algodão e redução de 0,167% no rendimento nos Estados Unidos em 2011, 6, 7. Seu ciclo de vida curta, de alta fecundidade e determinação do sexo haplóide-diplóide combinado com a capacidade de digerir e desintoxicar xenobióticos exacerbaram o desenvolvimento de resistência aos pesticidas 8. Atualmente, acaricidas permanecer como omecanismo de controlo omente confiável para a supressão de T. urticae. Portanto, entomologistas campo avaliar constantemente acaricidas disponíveis atualmente e recentemente desenvolvidos para a eficácia.
A estimativa dos danos pelos ácaros é geralmente conduzida ao marcar o dano em uma escala subjetiva por causa da dificuldade encontrada em contar manualmente os ácaros. Alguns conduzida amostragem binomial, onde apenas a proporção de folhas infestadas foi marcado, em vez do número de ácaros por folha 9. Uma escala de índice de folha avermelhamento, que variaram de avermelhamento ponteado e a extensa vermelhidão da vegetação, foi utilizado como um critério para estimar danos. O padrão de distribuição espacial de T. urticae em algodão conformados com um padrão de distribuição agregada 9. Ácaros são distribuídos na folha de algodão de esparso fortemente agrupados e permanecem assim em condições de campo. Tal padrão de distribuição courogou a seu pequeno tamanho, mobilidade e prolífica reprodução faz a enumeração de TSSM difícil. técnicas alternativas fiáveis são necessários para a avaliação de densidade de ácaro, a fim de avaliar quantitativamente a eficácia de acaricidas contra TSSM.
O objectivo deste estudo foi para separar as plantas de algodão danificadas por diferentes densidades de TSSM usando um sensor multi-espectral óptica. A nossa intenção era a de determinar se o sensor óptico baseado em terra pode classificar e separar as plantas de algodão saudáveis daqueles danificado pelos ácaros.
Protocol
1. Estabelecer TSSM Colonies em feijões Pinto
- Planta de pinto feijão, Phaseolus vulgaris L., em tabuleiros de plástico (56 x 28 x 5 cm 3) contendo solo de envasamento em estufa, como mostrado na Figura 1.
- Rotular os tabuleiros com marcação de varas de acordo com o tratamento e replicação.
- Definir e manter a temperatura da estufa para 90 ° F e 70% de Humidade Relativa.
- Cresça feijão para 1-2 trifoliolada estádio de folha 10, como mostrado na Figura 2.
- Recolhe ácaros de plantas de algodão infestadas com ácaros naturalmente por remoção de folhas infestadas.
- deixa lugar aranha ácaro algodão infestadas de feijão quantas vezes for necessário até que todas as plantas nas bandejas estão infestados com inúmeras TSSMs.
Figura 1: feijões Plantação de pinto em plásticobandejas. Pinto feijões sementes foram plantadas em tabuleiros de plástico (56 x 28 x 5 cm 3) em estufa e foram regados diariamente. Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2: Feijão com folhas trifolioladas. A primeira folha verdadeira que é formada após os cotilédones emergem do solo é a folha simples ou unifoliolada. folhas subseqüentes são deixa o trifoliate com dicas denticulados. Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
2. Transferência TSSM para plantas de algodão
- Cresça Não- Bt (não modificadas geneticamente) a plantas de algodão 5/4 fase folha verdadeira em tabuleiros de plástico (56 x 28 x 5 cm) em estufa, tal como especificado no passo 1.3 e mostrado na Figura 3.
- Transferir as colónias de ácaro da aranha de feijão pinto sobre as plantas de algodão jovens em fase de 4-5 folhas verdadeiras.
- Transferir 3 massas de ácaros de aranha para as plantas infestadas levemente. Nota: A níveis muito elevados de infestação, ácaros formar massas ou bolls 11 e encontram-se penduradas em pontas de folhas, como visto na Figura 4.
- Coloque uma panela sob a ponta de folha de feijão pinto contendo massas TSSM.
- Cortar pinto pontas de folhas de feijão com uma tesoura, permitindo massas TSSM cair na bandeja como mostrado nas Figuras 5 e 6.
- Transformar panela de cabeça para baixo sobre as plantas de algodão e massas torneira TSSM sobre as plantas de algodão cultivadas em tabuleiros de plástico, como mostrado na Figura 7. Nota: Cada bandeja continha aproximadamente 100 plantas de algodão.
- Aleatoriamente espalhados 3 massas de TSSM em plantas de algodão.
- Transferir 20 massas para mimplantas Dially infestado.
- Coloque uma panela sob a ponta de folha de feijão pinto contendo massas TSSM.
- Corte dicas pinto folha de feijão com uma tesoura, permitindo-lhes cair na panela.
- Colete 20 massas na panela.
- Vire pan cabeça para baixo sobre plantas de algodão e bater para fora TSSM massas Onto ~ 100 plantas de algodão levantadas na estufa.
- Transferir 40 massas para plantas fortemente infestadas.
- Coloque uma panela sob a ponta de folha de feijão pinto contendo massas TSSM.
- Corte dicas pinto folha de feijão com uma tesoura, permitindo-lhes cair na panela.
- Colete 40 massas na panela.
- Vire pan cabeça para baixo sobre plantas de algodão, bata para fora massas TSSM Onto ~ 100 plantas de algodão e espalhá-los aleatoriamente.
- Transferir 3 massas de ácaros de aranha para as plantas infestadas levemente. Nota: A níveis muito elevados de infestação, ácaros formar massas ou bolls 11 e encontram-se penduradas em pontas de folhas, como visto na Figura 4.
Figura 3. As plantas de algodão com 4-5 fase folha verdadeira. ºe cotilédones emergem do solo como estruturas semelhantes a folhas, orientada em frente um ao outro sobre a haste de plântulas. O meristema apical emerge através dos cotilédones e formar as primeiras folhas verdadeiras. Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 4. massas TSSM pendurados em uma folha de feijão trifoliate. TSSM vive em colónias e quando atingir populações de alta densidade, que formam massas ou estruturas boll-like e reunir as pontas das folhas para a dispersão. Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 5. corte pontas de folhas de feijão pinto contendo uma massa TSSM com uma tesoura. dicas trifolioladas folha de feijão contendo massas TSSM foram removidos com uma tesoura para infestar plantas de algodão. Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 6. massas TSSM em pontas de folhas de feijão colocado dentro da panela. Quando o número suficiente de trifolioladas pontas de folhas de feijão com TSSM foram encontradas nas plantas de teste, eles foram removidos e colocado dentro da panela. Estas amostras foram utilizadas para infestar categorias de tratamento: leve, médio e pesado, que recebeu 3, 20 e 40 massas de TSSM, respectivamente. Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 7. Voltando panela de cabeça para baixo. As panelas contendo pontas das folhas de feijão trifoliate com TSSM foram viradas de cabeça para baixo em copa de algodão para infestar as plantas de teste. Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
3. Plantas de digitalização TSSM infestado de algodão com a Multispectral Sensor Ótico
- Horizontalmente montar o sensor óptico sobre a armação da estufa cerca de 7 pés acima do chão, como mostrado na Figura 8. Defina a distância entre o scanner e parte aérea da planta em 36" . Use um nível de carpinteiro para garantir que o sensor é horizontalmente nível.
- Coloque bandejas sadias de plantas de algodão em um carro do impulso rodas.
- Activar o interruptor de sensor e empurrar lentamente a cAta sob o sensor até o tabuleiro passa completamente a cabeça do sensor como se mostra na Figura 8. Desligue o interruptor. Retrair o carrinho.
- Repita Passo 3.3 três vezes, para um total de 3 repetições.
- Repita este procedimento para todas as bandejas de algodão.
- Repita a digitalização no Dia 1, Dia 5, Dia 6, Dia 7, Dia 9, Dia 10, Dia 12, Dia 13 e Dia 14 após o tratamento (DAT). A digitalização fornecido o NDVI (Diferença Normalizada Vegetation Index) os valores de 12. Transmitir os valores de NDVI para e armazenar em um PC de bolso que podem então ser transferidas para um computador em formato de texto.
NOTA: NDVI foi calculada a partir da seguinte equação: NDVI = (NIR - VERMELHO) / (NIR + RED), onde VERMELHO e NIR são os valores de reflectância espectral (0-255) na vermelho e do infravermelho próximo espectros a 660 e 770 nm, respectivamente.
Figura 8. Uma multispectral sensor óptico utilizado para medir quantitativamente a saúde das plantas de algodão infestadas com diferentes níveis de densidade de TSSM. O carrinho com rodas de pressão com as plantas de teste foram lentamente atravessada debaixo da cabeça do sensor para obter valores de reflectância espectral. uma é a cabeça do sensor; b é o Pocket PC; c é o compartimento da bateria e terminais de entrada / saída; d é cabo RS-232 de dados em série e e é o papel craft para fornecer fundo uniforme. Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
4. Análise de Dados
- Obter os valores máximos NDVI usando o procedimento Proc Meios 13. Calcular a percentagem de redução nos valores NDVI para cada dia de observação usando Dia 0 como um valor de referência. Analisar os dados usando o procedimento repetido medidas PROC GLM <sup class = "xref"> 13.
NOTA: As médias foram separadas usando o Teste de Gama Múltipla de Duncan a P = 0,05. Significa com as mesmas letras minúsculas não foram significativamente diferentes. - Realizar ilustrações gráficas dos dados 14 como mostrado na Figura 9.
Figura 9. Percentagem de redução ou mudança em relação ao NDVI dias após o tratamento. o software JMP foi usado para ilustrar graficamente a relação funcional entre a alteração percentual em relação ao NDVI dia de amostragem (DAT). Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Representative Results
O sensor emite luz vermelha e infravermelha e esta luz, por sua vez se reflete de volta da parte aérea da planta. A luz reflectida serve como uma medição quantitativa do visível e as bandas de infravermelho próximo do espectro electromagnético e está numericamente registados como NDVI (Normalizada Índice de Diferença de vegetação) leitura. Os valores NDVI variar de 0 a 0,99. Quanto maior o NDVI ler o saudável parte aérea da planta. A vegetação saudável absorve a luz visível e reflete a luz infravermelha e vegetação insalubre reflete a luz mais visível e menos luz infravermelha. NDVI serve como um substituto para a actividade fotossintética e esta propriedade espectral é altamente correlacionada com a radiação fotossinteticamente activa 15, 16, 17, 18. Valores muito baixos de NDVI (0,1 e abaixo) corresponde às áreas áridas ou de rochaareia, enquanto que os valores moderados (0,2 a 0,3) representam arbusto e pastagem e valores elevados (0,6 a 0,8) indicam vegetação temperado e tropical. As medidas de reflectância foram obtidos em condições de iluminação diurna nas regiões vermelho e do infravermelho próximo do espectro.
NDVI foi calculada a partir da seguinte equação: NDVI = (NIR - VERMELHO) / (NIR + RED), onde VERMELHO e NIR são os valores espectrais de reflectância (0-255) nos espectros vermelho e do infravermelho próximo a 660 e 770 nm, respectivamente. A reflectância registros do sensor valoriza cada 100 ms. As leituras máximas NDVI abatidos a partir de uma matriz de valores de NDVI tomadas de cada vez pelo sensor foram utilizados nas análises para minimizar a reflectância de fundo e para fornecer valores numéricos consistentemente reproduzíveis.
A análise de variância dos dados revelou que foram observadas diferenças significativas na redução percentual na NDVI entre levemente, medially e fortemente infestado plantas de algodão em comparação com o controlo não tratado (M = 436,4; P <0,0001; df = 3, 32). Os valores descritos de NDVI que o vigor da planta durante o período de teste variou significativamente entre os dias de observação (F = 1398,2; p <0,0001; df = 8, 256). Além disso, a percentagem de redução nos valores NDVI estavam inversamente correlacionados com os tratamentos durante o período de observação (DAT), mas raramente tendem a desviar-se este padrão e interagir significativamente com o DAT (M = 201,5; P <0,0001; df = 24, 256) . Os critérios de teste MANOVA para nenhum efeito DAT foi significativa, bem como (λ de Wilk = 0,00913; M = 339,0; P <0,0001; df = 8, 25). Do mesmo modo, a interacção entre DAT e tratamento foi significativa (λ de Wilk = 0,00101; F = 29,8; P <0,0001; df = 24, 73).
A Figura 9 mostra a percentagem de alteração em vigor da planta, como demonstrado pelos valores de NDVI durante o período de observação. A por positivamudança cento em valor NDVI indica o crescimento das plantas saudáveis, enquanto que um valor negativo indica que o vigor da planta diminuiu desde a primeira medição (isto é, o Dia 0) foi feito. As plantas de controlo não-infestadas mostraram um maior crescimento vegetativo em todo o curso do estudo, enquanto que as plantas TSSM-infestadas mostraram degradação na saúde ao longo do tempo. Significa separação dos tratamentos indicados no Quadro 1 revela que não foi observada nenhuma diferença definível em percentagem de redução em NDVI entre categorias de tratamento (luz, médio e pesado) e o controlo até ao dia 5, quando as classes de infestação significativamente desviada a partir do controlo e manteve-se esmagadoramente depois . Estes dados demonstram que o sensor óptico pode ser eficazmente utilizado em vez de amostragem manual de mão de obra intensiva para avaliar a eficácia do tratamento contra acaricidas sobre algodão.
| Categoria infestação | 1 | 5 | 6 | 7 | 9 | 10 | 12 | 13 | 14 |
| Ao controle | 1,18 ± 0.33a | 2,70 ± 0.40a | 4.0 ± 0.36a | 3,94 ± 0.37a | 3,68 ± 0.53a | 2,57 ± 0.42a | 2,96 ± 0.47a | 3,48 ± 0.38a | 3,08 ± 0.22a |
| Luz | -0,13 ± 0.13b | -0,71 ± 0.29b | -0,65 ± 0.28b | -2,02 ± 0.47b | -5,68 ± 0.72b | -11,17 ± 0.94b | -15,73 ± 1.76b | -19,54 ± 1.68b | -24,9 ± 1.90b |
| Médio | -1,83 ± 0.42c | -7,06 ± 0.63c | -9,61 ± 0.53c | -10,39 ± 0.57c | -17,06 ± 0,80c | -26,92 ± 0.72c | -33,84 ± 0.96c | -37,05 ± 1.14c | -41,74 ± 0.73c |
| Pesado | -0,97 ± 0.58bc | -11,76 ± 0,29D | -13,83 ± 0.86d | -15,20 ± 0.63d | -25,0 ± 1.0d | -34,63 ± 0.54d | -39,07 ± 0.94d | -42,68 ± 0.62d | -46,71 ± 0,63 |
Tabela 1: Percentagem de redução em Max NDVI depois de as plantas de algodão foram infestadas com número variável de agrupamentos ou massas de TSSM. As plantas de algodão cultivadas em tabuleiros de plástico na estufa foram infestadas com três categorias de densidade ácaro. Categoria luz recebida 3 massas ou aglomerados de TSSM por tabuleiro, Categoria Médio recebeu 20 massas por bandeja e categoria pesado recebeu 40 massas por tabuleiro. As médias foram separados a partir de controlo de acordo com Mult de DuncanO Teste de Gama iple (P = 0,05). Médias seguidas pela mesma letra minúscula não foram significativamente diferentes ao nível de 5% de probabilidade.
Discussion
, testes de eficácia insecticida convencionalmente conduzidos no campo incluem vários tratamentos do produto químico aplicado a diferentes taxas e em comparação com um controlo não tratado. Acaricidas com diferentes perfis de toxicidade contra instar e adultos fases de TSSM são avaliados para determinar se os danos causados por eles poderia ser reduzida pelo tratamento químico. TSSM amostras são recolhidas e levadas para o laboratório onde são examinadas ao microscópio e as fases variando de TSSM são contados e registados. É criticamente importante ter amostras adequadas da planta hospedeira para determinar o dano em cada tratamento e diferenciá-las com precisão estatisticamente aceitável. O número de amostras que são necessários para diferenciar os tratamentos do outro depende do perfil de distribuição do organismo. distribuição altamente irregular do TSSM leva a uma quantidade considerável de variação entre áreas de amostra, e muitas plantas devem ser amostradas ema fim de garantir a reprodutibilidade das estimativas de população. No entanto, orçamento, recursos humanos, tempo e precisão estatística são importantes fatores que incidem sobre técnicas de amostragem. Cabe ao pesquisador para alocar os recursos disponíveis de forma ideal para a realização de amostragem com o menor custo, mas com mais precisão.
Entomologists em vez de contar fases TSSM marcar visualmente a danos com base em uma escala de nenhum dano para diferentes níveis de danos. Por exemplo, alguns investigadores propuseram amostragem binomial, onde apenas a proporção de folhas infestadas foi marcado, em vez do número de ácaros por folha 9, 19. Outros estimado danos por TSSM em algodão com base em uma escala de índice de folha vermelhidão, que variou de ponteado e vermelhidão à extensa vermelhidão da cobertura vegetal, 19. Estes métodos são arbitrárias, anedótica e polarizado por percepções individuais do grau de dano.Uma avaliação mais robusta e quantitativa do dano causado por TSSM é necessário para avaliar e separar os tratamentos com precisão estatística.
O sensor óptico multi-espectral com base em terra parece ser uma ferramenta de amostragem melhorado para determinar quantitativamente o dano infligido por TSSM e para separar os tratamentos mais precisamente do que o sistema de danos avaliação visual adoptada por muitos investigadores. No entanto, os investigadores relataram que a detecção remota de dados hiperespectral intensiva fornecida numerosas assinaturas espectrais para identificar e detectar as tensões de culturas e as características do dossel em comparação com a detecção remota multi-espectral que é menos intensiva de dados com dois comprimentos de onda 20, 21. Usando um espectrómetro hiperespectral, Reisig e Godfrey descobriram que o comprimento de onda NIR reflectância ≈850 nm como um espectro informativo em distinguir artrópode-infestada de algodão sem infestação 22. Neste estudo, demonstrámos que os valores de reflectância multi-espectrais (NIR valor ser ≈770 nm) com apenas duas bandas espectrais foram capazes de identificar e caracterizar as plantas de algodão infestadas com diferentes densidades de TSSM. Além disso, temos relatado anteriormente que o sensor óptico multiespectral não só efetivamente separados plantas de algodão infestadas com muito diferentes categorias de densidade de TSSM, mas também mostrou que espiromesifena foi mais eficaz do que a abamectina no controle TSSM em algodão no início da temporada na estufa à metade taxa da menor taxa de rótulo 23.
O sensor óptico multi-espectral pode ser montado sobre uma plataforma de investigação móvel e os valores de reflectância podem ser obtidos a partir das áreas tratadas das copas vegetação sem subjectividade humana. dados eficácia acaricida pode, assim, ser obtida sem muito trabalho humano. Os dados NDVI pode ser facilmente carregado para o computador e analisados utilizando estatística comercialProgramas. Um receptor de GPS também pode ser montado sobre a plataforma móvel para coletar as coordenadas GPS, a fim de gerar um mapa de danos do campo. Utilizando assinaturas de reflectância multi-espectrais do dossel da planta, o sensor multi-espectral óptica proporciona um meio rápido e de custo eficaz de identificação e quantificação de stress das plantas. Além disso, uma área muito maior do campo pode ser coberto em menos tempo com maior resolução espacial da copa das plantas em comparação com aferição campo convencional. É importante lembrar que o nível de dano limiar para TSSM em algodão é variável de região para região, nos Estados Unidos. Por exemplo, danos TSSM seria mais elevado num ambiente árido, tal como na Califórnia em comparação com a região de Midsouth onde a precipitação e humidade elevada frequentemente prevalecem 24. Portanto, a perda de rendimento devido a danos TSSM vai ser variável e assim é o limiar de danos. No entanto, relatos de Mississippi, Arkansas e Tennessee mostram que o nível de limiarpara TSSM em algodão parece ser quando 30 a 50% das plantas são infestadas e populações estão a aumentar activamente 5. Além disso, as plantas cultivadas de campo são expostos a várias tensões, incluindo as tensões de água e alimentação de artrópodes herbívoros e as interacções entre estas actividades podem reduzir substancialmente a produtividade da planta e são susceptíveis de influenciar limiar de danos. O TSSM pode reduzir a condutância estomática, a fotossíntese e taxa de transpiração em algodão 25. As plantas cultivadas na estufa são influenciadas pela radiação de luz UV e que não influenciam significativamente a função estomática, fotossíntese e morfologia copa 26, 27 e poderia provavelmente ter um efeito aditivo sobre o stress das plantas. No entanto, TSSM é capaz de evitar a radiação UV por ter acesso ao habitat protegido da radiação solar sobre a superfície inferior da parte aérea da planta 28, 29 </ sup>, 30, onde ele reside.
A altura do sensor óptico acima do dossel alvo e a orientação do sensor em relação ao alvo são factores importantes que influenciaram significativamente os valores de reflectância obtidos pelo sensor óptico 31 multi-espectral. Por exemplo, quando a plataforma de investigação móvel atravessa um campo de cultura de linha tal como quando dossel de algodão é aberto, o sensor é susceptível de produzir resultados diferentes, dependendo da orientação do sensor, quer paralelas ou perpendiculares à fila. É também provável que o solo e outras matérias fundo podem influenciar grandemente as leituras dos sensores, especialmente quando o sensor é orientada perpendicularmente à linha. A fim de obter o máximo de resposta do sensor, a cabeça do sensor deve ser orientada em linha com e directamente por cima das linhas. Embora orientar o feixe de luz perpendicular às linhas é mais provável para escolher-se de voltachão reflectância do solo, isto pode ser aceitável, no entanto, quando dossel de algodão é fechada com uma vegetação exuberante. Além disso, os operadores devem seguir as recomendações do fabricante sobre uma gama altura de operação de 81-122 centímetros e orientar a cabeça do sensor em linha com o objectivo de obter uma resposta de sinal máxima. É importante para carregar a bateria do sensor antes da utilização ou ele deve ser mantido ligado para evitar solução de problemas. nível de bateria fraca é susceptível de produzir leituras erradas.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| GreenSeeker | Trimble Ag. Division Westminster, CO |
Model 505 | Red NDVI sensor |
| Pinto beans | Producer's Co-op., Bryan, TX | Not applicable | Free choice item |
| Deltapine cotton seeds | Brazos Bottom Crop Care, Caldwell, TX77836 | Not applicable | 436 RR; NonBt & RoundUp Ready |
| Plastic trays | BWI, Schulenberg, TX | FG1020NL7 | 56 cm x 28 cm |
| Label sticks | Gempler's, Janesville, WI 53547 | Item # 151276 | Durable spike-style pot markers |
| 4-wheel Garden push cart | Farm Tek, Dyersville, IA 52040 | Item # 108676 | 61 cm x 122 cm |
References
- Hoy, M. A. Agricultural acarology: Introduction to integrated mite management. 7, CRC Press. (2011).
- Jeppson, L. R., Keifer, H. H., Baker, E. W. Mites injurious to economic plants. , Univ of California Press. (1975).
- Brandenburg, R., Kennedy, G. Ecological and agricultural considerations in the management of twospotted spider mite (Tetranychus urticae Koch). Agric. Zool. Rev. 2, 185-236 (1987).
- Saito, Y. The concept of "life types" in Tetranychinae. An attempt to classify the spinning behaviour of Tetranychinae. Acarologia. 24 (4), 377-391 (1983).
- Gore, J., et al. Impact of two-spotted spider mite (Acari: Tetranychidae) infestation timing on cotton yields. Journal of Cotton Science. 17, 34-39 (2013).
- Adamczyk, J. J., Lorenz, G. M. Beltwide Cotton Conference. , National Cotton Council. Memphis, TN. 981-1000 (2016).
- Williams, M. R. Beltwide Cotton Conference. , National Cotton Council. Memphis, TN. 1013-1057 (2016).
- Van Leeuwen, T., Vontas, J., Tsagkarakou, A., Dermauw, W., Tirry, L. Acaricide resistance mechanisms in the two-spotted spider mite, Tetranychus urticae and other important Acari: A review. Insect Biochem Mol Biol. 40 (8), 563-572 (2010).
- Wilson, L., Morton, R. Seasonal abundance and distribution of Tetranychus urticae (Acari: Tetranychidae), the two spotted spider mite, on cotton in Australia and implications for management. Bull Entomol Res. 83 (02), 291-303 (1993).
- Fernandez, F., Gepts, P., Lopez, M. Stage of development of the common bean plant. Communication Information Support Unit edn. , CIAT. 32 (1986).
- Clotuche, G., et al. The formation of collective silk balls in the spider mite Tetranychus urticae Koch. PLoS. ONE. 6 (4), 1804-1807 (2011).
- Rouse, J. W., Haas, R., Schell, J., Deering, D. Monitoring vegetation systems in the Great Plains with ERTS. NASA special publication. 1 (SP-351), 309-317 (1974).
- SAS v.9.4. , SAS Institute Inc. Cary, NC. (2012).
- JMP v.11. , SAS Institute Inc. Cary, NC. (2013).
- Asrar, G., Fuchs, M., Kanemasu, E., Hatfield, J. Estimating absorbed photosynthetic radiation and leaf area index from spectral reflectance in wheat. Agron J. 76 (2), 300-306 (1984).
- Myneni, R. B., Hall, F. G. The interpretation of spectral vegetation indexes. Geoscience and Remote Sensing, IEEE Transactions on. 33 (2), 481-486 (1995).
- Sellers, P. J. Canopy reflectance, photosynthesis and transpiration. Int J Remote Sens. 6 (8), 1335-1372 (1985).
- Tucker, C. J., et al. Higher northern latitude normalized difference vegetation index and growing season trends from 1982 to 1999. Int. J. Biometeorol. 45 (4), 184-190 (2001).
- Wilson, L., et al. Within-plant distribution of spider mites (Acari: Tetranychidae) on cotton: a developing implementable monitoring program. Environ Entomol. 12 (1), 128-134 (1983).
- Fitzgerald, G. J., Maas, S. J., Detar, W. R. Spider mite detection and canopy component mapping in cotton using hyperspectral imagery and spectral mixture analysis. Precision Agriculture. 5 (3), 275-289 (2004).
- Herrmann, I., et al. Spectral monitoring of two-spotted spider mite damage to pepper leaves. Remote Sensing Letters. 3 (4), 277-283 (2012).
- Reisig, D., Godfrey, L. Spectral response of cotton aphid-(Homoptera: Aphididae) and spider mite-(Acari: Tetranychidae) infested cotton: Controlled studies. Environ Entomol. 36 (6), 1466-1474 (2007).
- Martin, D. E., Latheef, M. A., López, J. D. Evaluation of selected acaricides against twospotted spider mite (Acari: Tetranychidae) on greenhouse cotton using multispectral data. Exp Appl Acarol. 66 (2), 227-245 (2015).
- Boudreaux, H. B. The effect of relative humidity on egg-laying, hatching, and survival in various spider mites. J Insect Physiol. 2 (1), 65-72 (1958).
- Bondada, B., Oosterhuis, D., Tugwell, N., Kim, K. Physiological and cytological studies of two spotted spider mite, Tetranychus urticae K., injury in cotton. Southwest Entomol. 20 (2), 171-180 (1995).
- Teramura, A. H. Effects of ultraviolet B radiation on the growth and yield of crop plants. Physiol Plant. 58 (3), 415-427 (1983).
- Teramura, A. H., Sullivan, J. H. Effects of UV-B radiation on photosynthesis and growth of terrestrial plants. Photosynthesis Res. 39 (3), 463-473 (1994).
- Ohtsuka, K. Deleterious effects of UV-B radiation on herbivorous spider mites: they can avoid it by remaining on lower leaf surfaces. Environ Entomol. 38 (3), 920-929 (2009).
- Sakai, Y., Osakabe, M. Spectrum-specific damage and solar ultraviolet radiation avoidance in the two-spotted spider mite. Photochem Photobiol. 86 (4), 925-932 (2010).
- Suzuki, T., Watanabe, M., Takeda, M. UV tolerance in the two-spotted spider mite, Tetranychus urticae. J Insect Physiol. 55 (7), 649-654 (2009).
- Martin, D. E., López, J. D., Lan, Y. Laboratory evaluation of the GreenSeeker handheld optical sensor to variations in orientation and height above canopy. International Journal of Agricultural and Biological Engineering. 5 (1), 43-47 (2012).
