Summary
Ядро pedunculopontine (ППН) находится в стволе головного мозга и его нейроны максимально активируется во время бодрствования и быстрого движения глаз (REM) сна мозг состояний. Эта работа описывает экспериментальный подход к записи в пробирке гамма полосы подпороговую мембраны колебаний в ППН нейронов.
Abstract
Synaptic эфференты от ППН , как известно, модулировать активность нейронов ряда интраламинарных таламуса областей (например, centrolateral / parafascicular, Cl / Pf ядро). Активация либо ППН или ядер Cl / ФФ в естественных условиях было описано , чтобы вызвать возбуждение животного и приращение гамма - диапазона активности в корковой электроэнцефалограммы (ЭЭГ). Клеточные механизмы генерации гамма-диапазона колебаний в ретикулярной активирующий систему (RAS) нейроны такие же, как те, что для генерации гамма-колебаний полосы в других ядрах мозга. Во время ток-зажим записи ППН нейронов (от парасагиттальных срезов из 9 - 25-дневных крыс), использование деполяризующими квадратных шагов быстро активируются зависящие от напряжения калиевые каналы, которые препятствуют ППН нейроны от того деполяризованы за -25 мВ.
Инъекционное 1 - 2 сек долго деполяризующего тока пандусы постепенно деполяризованы ППН мембранного потенциала рестин значения в сторону 0 мВ. Тем не менее, потребители инъекционных деполяризующие прямоугольные импульсы генерируются гамма-диапазона колебаний мембранного потенциала, которые показали, что меньше по сравнению с амплитудой колебаний, генерируемых пандусов. Все эксперименты проводились в присутствии напряжения натриевых каналов и быстрых синаптических рецепторов блокаторов. Было показано, что активация высокого порога входного напряжения кальциевых каналов лежать в основе гамма-диапазона колебательную активность в ППН нейронов. Конкретные методологические и фармакологические вмешательства описаны здесь, предоставляя необходимые инструменты для индукции и поддержания ППН подпороговая гамма - диапазона колебаний в пробирке.
Introduction
ППН ядро анатомически включены в хвостовом мезенцефалической тегментума. ППН является ключевым компонентом РАН 1. ППН участвует в поддержании поведенческих состояний активированных (т.е. бодрствования, фаза быстрого сна) 2. Электрическая стимуляция ППН в естественных условиях индуцированных быстрое колебание (20 - 40 Гц) в корковой ЭЭГ 3, в то время как двусторонние поражения ППН у крыс уменьшить или устранить парадоксальный сон 4. В то время как большинство ППН нейронов потенциалы действия огня на частоте бета / гамма-диапазоне (20 - 80 Гц), некоторые нейроны представлены низкие показатели спонтанной стрельбы (<10 Гц) 5. Кроме того, ППН - видимому, участвует в других аспектах поведения , таких как мотивация и внимание 6. Прямой высокой частоты (40 - 60 Гц) 7 электрическая стимуляция ППН ядра в децеребрированных животных может способствовать передвижению. В последние годы, глубокая стимуляция мозга (DBS) из ППН был использован для лечения пациентов, страдающих сюдам расстройства , связанные с дефицитом походки , таких как болезнь Паркинсона (PD) 8.
Предыдущие отчеты показали , что почти все нейроны ППН могут стрелять потенциалы действия на частоте гамма - диапазона при использовании деполяризованы квадратных импульсов тока 9. Из-за резкого активации напряжения закрытого калиевых каналов во время прямоугольных импульсов деполяризаций до или при -25 мВ. Как следствие, не наблюдались устойчивые гамма - колебаний после блокирования генерации потенциалов действия с помощью тетродотоксин 10. В попытке обойти такую проблему, 1 - было использовано 2 сек долго деполяризующими тока пандусы. Рампы постепенно деполяризованы мембранный потенциал от покоя до значения 0 мВ, в то время как частично инактивирующего потенциалзависимыми калиевые каналы. Четкие гамма - диапазона колебания мембраны были очевидны в окне зависимость напряжения высокого порога кальциевых каналов (то есть, в пределах от -25 мВ до -0 мВ) 10. В заключение, гамма-группа деятельноти наблюдалась в ППН нейронов 9, и оба P / Q- и N-типа напряжения закрытого кальциевых каналов должны быть активизированы для того , чтобы генерировать колебания гамма - диапазона в ППН 10.
Ряд исследований определили местоположение высокого порога кальциевых каналов в ППН нейронов. Впрыскивание сочетание красителей, ратиометрический флуоресцентных изображений показал , переходные процессы кальция через напряжение-кальциевых каналов, которые активируются в разных дендритов при деполяризованы с использованием текущих пандусов 11.
Собственные свойства ППН нейронов было предложено, чтобы позволить одновременную активацию этих клеток во время бодрствования и сна, вызывая таким образом высокочастотный колебательный нейронную активность между РАН и таламокортикального петель. Такое длительное идущее взаимодействие считается поддерживать состояние мозга , способного надежно оценить мир вокруг нас на постоянной основе 12. Здесь мы опишем экспериментAl условия , необходимые для создания и поддержания гамма - диапазона колебаний в клетках ППН в пробирке. Этот протокол не был описан ранее, и будет способствовать ряд групп по изучению внутренние свойства мембраны, опосредующие полосы активности гамма в других областях мозга. Кроме того, нынешние шаги могут привести к ошибочному выводу, что гамма-активность полоса не может быть сформирована в этих клетках.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Все экспериментальные протоколы были одобрены Institutional Animal Care и использование комитета Университета Арканзаса для медицинских наук (Номер протокола # 3593) путем и были в согласии с национальными институтами здоровья руководящих принципов по уходу и использованию лабораторных животных.
1. Подготовка Стандарт-искусственного спинномозговой жидкости (ACSF)
- Приготовление маточного раствора
- Добавить 700 мл дистиллированной воды в чистую 1 л стакан перед добавлением химических веществ.
- В то время как при непрерывном перемешивании объем 500 мл, добавляют 136.75 г NaCl, 6,99 г KCl, 2,89 г MgSO 4 и 2,83 г NaH 2 PO 4.
- Добавить еще дистиллированную воду до достижения конечного объема 1 л После разбавления, чтобы конечная концентрация каждого соединения составляет 117 мМ NaCl, 4,69 мМ KCl, 1,2 мМ MgSO 4, и 1,18 мМ NaH 2 PO 4.
- Хранить в холодильнике при температуре 4 ° С в течение до 2-х недель.
- Получение исходного раствора B
- Добавить 700 мл дистиллированной воды в химическом стакане чистой 1L перед добавлением химических веществ.
- В то время как при непрерывном перемешивании объем 500 мл, добавляют 41,45 г D-глюкозы и 41,84 г NaHCO 3.
- Добавить еще дистиллированную воду до достижения конечного объема 1 л После разбавления, чтобы конечная концентрация каждого соединения составляет 11,5 мМ D-глюкозы и 24,9 мМ NaHCO 3.
- Хранить в холодильнике при температуре 4 ° С в течение до 2-х недель.
- Перед каждым экспериментом смеси 50 мл исходного А с 50 мл акций B и довести до 1 л дистиллированной водой для получения конечного раствора концентрации ACSF и оставляют при комнатной температуре при непрерывном оксигенировать его с карбогена (95% O 2 - 5% CO 2 смеси) в течение по крайней мере 30 мин. Подготовка конечной концентрации ACSF только в начале каждого эксперимента и выбросить в конце дня.
2. Получение сахароза-искусственной спинномозговой жидкости(Сахароза-ACSF)
- Получение исходного раствора C
- Добавить 700 мл дистиллированной воды в чистую 1 л стакан перед добавлением химических веществ.
- В то время как при непрерывном перемешивании в 500 мл дистиллированной воды, добавляют 240 г сахарозы, 6,55 г NaHCO 3, 0,671 г KCl, 4,88 г MgCl 2, 0,22 г CaCl 2 и 0,21 г аскорбиновой кислоты.
- Добавить еще дистиллированную воду до достижения конечного объема 1 л После разбавления, чтобы конечная концентрация каждого соединения составляет 701,1 мМ сахарозы, 78 мМ NaHCO 3, 9 мМ КСl, 24 мМ MgCl 2, 1,5 мМ CaCl 2 и 1,2 мМ аскорбиновой кислоты ,
- Хранить запас раствора C при 4 ° С в течение одной недели.
- Перед каждым экспериментом смеси 300 мл 50 мл исходного С с 600 мл дистиллированной воды , чтобы получить раствор сахарозы-ACSF в конечной концентрации и оставляют при комнатной температуре при непрерывном оксигенировать его с карбогена (95% O 2 - 5% CO 2 смеси) в течение по крайней мере 30 мин.
3. Кусочек Подготовка
- Поместите чистый химический стакан с 100 мл раствора сахарозы-ACSF во льду в то время как оксигенировать его с карбогена и зафиксировать рН 7,4 с помощью рН-метра при добавлении нескольких капель 0,1 М раствора NaOH (при рН <7,4) или 0,1 М раствор HCl (при рН> 7,4).
- Заполните режущую камеру в vibratome с сахарозой-ACSF и оксигенации его. Включите глицерина на основе системы охлаждения в сочетании с режущим камеру и подождите 15 минут, чтобы позволить ему остыть до 0 - 4 ° C.
- Обезболить крысят ( в возрасте от 9 до 12 лет из взрослых приуроченная-беременных крыс Sprague-Dawley) с кетамином (70 мг / кг, внутрибрюшинно, используя <50 мкл конечного объема). Когда щенок спокоен, дважды проверьте, что хвост щепотку рефлекс отсутствует.
- Обезглавьте щенкам.
- Разрежьте кожу головы в продольном направлении от передней к спине, используя лезвие скальпеля из углеродистой стали, и потяните кожу по бокам с помощью щипцов. Вырезать кости, покрывающую мозг сдвигая подкожноissors в боковом направлении и полностью удалить его, чтобы обнажить мозг.
- Затем, быстро удалить мозга с помощью шпателя (первоначально помещенные под обонятельной луковице, чтобы мягко выталкивают мозг от наиболее ростральной направлении наиболее каудальных областях). Аккуратно вставьте мозг в охлажденный льдом насыщенный кислородом сахарозу искусственной цереброспинальной жидкости (сахароза-ACSF).
- Делают Парасагиттальное разрез на правом полушарии (удаляющий примерно одну треть полусферы), и клей обрезанную сторону мозга на металлический диск, который будет магнитно прикрепленным к режущей камере vibroslicer вырезать сагиттальных срезов 400 мкм содержащие их pedunculopontine ядро (ППН). Держите ломтики ППН при комнатной температуре в течение 45 мин до целых клеток записи патч-зажим.
4. Колебания Записи гамма-диапазона в ППН Ломтики
- Получение калия-глюконат внутриклеточных решение (High-K + Solution)
- Установить влед чистый химический стакан с 10 мл дистиллированной воды. В то время как при непрерывном перемешивании добавляют: K + -gluconate, 90,68 мг фосфокреатина ди Трис соль, 47,66 мг HEPES, 1,5 мг EGTA, 40,58 мг Mg 2+ -АТФ и 4 мг Na + 2 -GTP.
- Доведения рН до 7,3 с помощью КОН (100 мМ в дистиллированной воде). Добавить дистиллированную воду до достижения конечного объема 20 мл. При необходимости, регулировать осмолярность с сахарозой (100 мМ в дистиллированной воде), чтобы быть 280 - 290 мОсм. После разбавления, чтобы конечная концентрация каждого соединения составляет 124 мМ К + -gluconate, 10 мМ креатинфосфат ди Трис соль, 10 мМ HEPES, 0,2 мМ EGTA, 4 мМ Mg2 + -АТФ, и 0,3 мМ Na + , 2 -GTP.
- Алиготе внутриклеточные растворы в 1 мл пробирки и замораживают при температуре -20 ° C. Используйте одну аликвоту в день и держать при температуре 4 ° С в течение экспериментов.
- Цельноклеточной патч Зажимные Записи
- Поместите ломтики в иммерсионной камере и обрызгивать их (1,5 мл / мин) с насыщенной кислородом(95% O 2 - 5% СО 2) ACSF , содержащий следующие антагонисты рецептора NMDA: селективный антагонист рецептора 2-амино-5-phosphonovaleric кислоту (APV, 40 мкМ), конкурентоспособны АМРА / каинатом антагонист рецептора глутамата 6-циано-7- нитрохиноксалин-2,3-дион (CNQX, 10 мкМ), антагонист рецептора глицина стрихнином (СТР, 10 мкМ), специфический ГАМК антагонист рецепторов габазин (GBZ, 10 мкМ), и канал блокатор тетродотоксин натрия (ТТХ, 3мкм)
Примечание: В результатах и цифры, эти антагонисты совместно именуются синаптических блокаторы или МП. - Заполните патч записи пипеток (сопротивление 2-7 МОм, изготовлены из обычных, коммерчески доступных толщиной стенки капилляров боросиликатного стекла 1,0 мм и наружным диаметром 0,6 мм внутренний диаметр) с внутриклеточным высокой K + в растворе с использованием коммерчески доступных патч-пипеток наполнители с А раствор фильтра. Вставьте пипетку в держатель своего усилителя. Нанесите небольшое поздавление с помощью тельных шприца на 1 мл, соединенный с держателем пипетки с использованием силиконовой трубки, соединенный с трехходовым клапаном. Соедините заднюю часть держателя пипетки к усилителю патч зажим.
- Перемещение пипетки записи с помощью механического микроманипулятор вблизи ядра ППН с использованием объектива 4X в сочетании с ближней инфракрасной дифференциальной интерференционного контраста оптики.
Примечание: ППН ядро можно наблюдать в срезах спинного к верхней мозжечковой цветоносе (SCP, наблюдаемый в виде густого пучка аксонов). Пипетки записи были расположены в ППН Парс компактов, которая расположена непосредственно спинные к заднему концу цветоноса. - Доведите пипетку записи в контакте с нейроном ППН в то время как визуализировали с использованием иммерсионного объектива с 40X воды, и быстро применить отрицательную отсос, чтобы сформировать уплотнение с ячейкой.
- Используйте уплотнительную программное обеспечение напряжения зажим для контроля сопротивления пипеткой во время отрицательного всасывания с использованием протокола производителя.
- При отрицательном значении sед ен ие медленно повышают и значения сопротивления для чтения с помощью пэтч-кламп монитор на кончике пипетки достигает 80 - 100 МОм, быстро изменить удерживающий потенциал -50 мВ и отпустить отрицательное давление. Начните непрерывно применяя отрицательный результат всасывания до разрывания мембраны и электрический доступ к нейрона достигается в конфигурации целых клеток.
- Если значения сопротивления доступа измеренные уплотнения программного обеспечения напряжения зажима являются 10 МОм или выше, а затем продолжать применять отрицательный результат всасывания в меньших количествах.
- Компенсировать емкость (то есть, медленные и быстрые переходные процессы наблюдаются после разрыва мембраны клетки) и последовательное сопротивление в режиме напряжения зажим. Переключение режима записи на текущий зажим, и быстро компенсируют значения моста (например, переместить ручку усилителя или нажмите на меню автоматической коррекции с помощью computer's мыши).
- Непрерывно контролировать покоя мембранный потенциал ППН нейрон записывается Uпеть протокол производителя. Если мембранного потенциала покоя сдвиг в сторону деполяризующих или гиперполяризационных значений, а затем использовать небольшое количество постоянного тока (до 100 мкА), чтобы сохранить оптимальную -50 конечное значение мВ.
Примечание: Держите только нейроны ППН со стабильным покоя мембранный потенциал (РМП) -48 мВ или более гиперполяризованного (т.е. RMP <-48 мВ).
- Непрерывно контролировать покоя мембранный потенциал ППН нейрон записывается Uпеть протокол производителя. Если мембранного потенциала покоя сдвиг в сторону деполяризующих или гиперполяризационных значений, а затем использовать небольшое количество постоянного тока (до 100 мкА), чтобы сохранить оптимальную -50 конечное значение мВ.
- Поместите ломтики в иммерсионной камере и обрызгивать их (1,5 мл / мин) с насыщенной кислородом(95% O 2 - 5% СО 2) ACSF , содержащий следующие антагонисты рецептора NMDA: селективный антагонист рецептора 2-амино-5-phosphonovaleric кислоту (APV, 40 мкМ), конкурентоспособны АМРА / каинатом антагонист рецептора глутамата 6-циано-7- нитрохиноксалин-2,3-дион (CNQX, 10 мкМ), антагонист рецептора глицина стрихнином (СТР, 10 мкМ), специфический ГАМК антагонист рецепторов габазин (GBZ, 10 мкМ), и канал блокатор тетродотоксин натрия (ТТХ, 3мкм)
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Первоначально гамма-колебания вызывали используя квадратные импульсы тока. Токовые клещи запись ППН нейронов в присутствии синаптических блокаторов и ТТХ непрерывно контролировали , чтобы гарантировать , что покоя мембранный потенциал поддерживалась стабильным на уровне ~ -50 мВ (фиг.1А). Два вторых длинные прямоугольные импульсы тока были введены внутриклеточно патч зажим усилителя через пипетку записи, увеличивая их амплитуду от 200 мкА до 600 мкА (рис 1А). Мембранный потенциал деполяризовался к уровням напряжения ближе к -20 мВ при 600 пА, что приводит к малой амплитуды гамма-колебаний. Пауэрс спектры гамма - колебаний представлены очень малые значения амплитуды (т.е. <0,01; Фигура 1В). С другой стороны, два тока пандусы второй деполяризующие вводили внутриклеточно зажим усилителя пластырь через пипетку записи, создавая мощные гамма-колебаний(Рисунок 2A) , которые представлены гораздо более высокие амплитуды мощности (рис 2В).
Предыдущая работа 10 связал различия между квадратом и рамп текущие протоколы к активации струнной напряжения закрытого калиевых каналов во время внезапной деполяризации прежнего. Медленные деполяризующие пандусы может вместо того, чтобы быть инактивирующего калиевые каналы.
Рисунок 1. Мембранные Колебания в цельноклеточной записи ППН Нейроны с использованием текущих прямоугольных импульсов Увеличение амплитуды. (А) представитель мембранного потенциала реакции на деполяризуя 2 с тех пор квадратные шаги увеличения амплитуды впрыскиваемого внутриклеточно усилителем зажима через патч пипетку записи, в присутствии синаптических блокаторов и ТТХ. (B) Перекрытиеспектры мощности амплитуды колебаний, полученных с использованием прямоугольных импульсов, показанных в А. спектрах мощности, были получены с использованием функции Хэмминга окна после того, как 20 - 60 Гц полосовой фильтрации колебаний, генерируемых шагов деполяризующих. ППН нейрон был записан в текущей конфигурации зажима сочетая высокое-K + внутриклеточного раствора и синаптические блокаторы + ТТХ , описанные в Протоколе. Пожалуйста , нажмите здесь , чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.
Рисунок 2. Гамма - Полоса Мембрана колебания в цельноклеточная записи ППН Нейроны с использованием текущих Рампы приумножения Amplitude. (А) представитель мембранного потенциала реакции на деполяризующими 2 сек длинные пандусы , инъецированные усилителем патч зажим внутриклеточно через записи пипетки, шоу. Инг увеличением амплитуды в присутствии синаптических блокаторов и ТТХ (В) наложенные спектры мощности амплитуды для колебаний , полученных с помощью пандусов , показанных в А. спектров мощности , были получены с использованием функции Хэмминга после 20 - 60 Гц полоса пропускания фильтра колебаний , генерируемых деполяризующего рампе , ППН нейрон был записан в текущей конфигурации зажима сочетая высокое-K + внутриклеточного раствора и синаптические блокаторы + ТТХ , описанные в Протоколе. Пожалуйста , нажмите здесь , чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
ППН нейроны имеют собственные свойства , которые позволяют им стрелять потенциалы действия на частотах бета / гамма - диапазона при записи от животных, которые просыпаются или во время сна, но не во время медленного сна волны 2,3,5,13-17 в естественных условиях. Другие авторы показали, что на ствола мозга transections более уровней передних, чем ППН снижается гамма-частот во время записи ЭЭГ. Однако, когда поражение ствола мозга позади , где это ядро находится, прямая стимуляция ППН позволило проявление корковой гамма - активности на ЭЭГ 2,3,5,18-21. Гамма - группа нейронной активности сообщалось в мыши ППН в пробирке 22, в крысиной REM сна индукции области (к которому ППН проектах 23), у кошки в естественных условиях 3, в районе ППН в приматах , когда locomoting 24, и в области ППН в организме человека во время степпинг 25. То есть, имеется достаточно доказательств для гамма-диапазона АКТИВНОСТЬп ППН у разных видов.
Этот экспериментальный протокол подробно здесь допускается описание гамма - колебаний , присутствующих на всех типах клеток крысы ППН 10. В самом деле, внутренние механизмы, лежащие в основе гамма-осцилляции были описаны присутствовать в каждом ППН нейрон (в то время как клетки вокруг ОПЗ не разделяют этого имущества), независимо от предыдущих используемых классификаций или синаптической типа датчика: тип I, II или III, или передатчик тип, холинергические, глутаматергическая или ГАМК одни и те же гамма-диапазоне , генерирующий свойство 10. Использование текущих пандусов имеет ограничение требует постоянного контроля мембранного потенциала покоя и постоянной компенсации моста в течение всего эксперимента. В некоторых случаях, пандусы короче 1 секунды наблюдались не полностью активировать потенциалзависимыми кальциевые каналы, в то время как рампа длительностей 5 сек или более, привело к изменению мембранного сопротивления, которые будут оставаться некомпенсированный в ходе эксперимента. В случае пO наблюдались гамма-колебания, небольшие изменения в продолжительности рампы может повысить гамма-диапазона амплитуд колебаний.
Сочетание деполяризующими вольт-пандусы с конкретными токсинов, которые мы описали, что в важном соотношении клеток ППН (~ 50%), блокирующих N- и P / Q-типа (с использованием как со-CgTx и со-Aga) каналы кальциевые каналы снижение гамма-колебаний амплитуда, которые позволяют классифицировать их как P / Q- и клеток N-типа. В других клетках (20%), гамма-колебания влияют только со-Aga, предполагая, что эти клетки экспрессируют каналы только P / Q-типа. В остальной части клеток (30%) только со-CgTx блокировали их, предлагая эти нейроны ППН имели только каналы N-типа. Эти результаты подтвердили наличие клеток в ППН , которые проявляются колебания гамма - диапазона через выражение различных напряжения закрытого кальциевых каналов 26,27. Этот новый протокол также можно считать одним из ключевых инструментов, который позволил введение новой ячейки станд ППНе классификации к полю. На самом деле, было высказано предположение, что N-типа только ППН нейроны огонь только во время REM-сна ( "REM-на"), P / Q-типа, только во время бодрствования ( "Wake-On"), или N-типа + P / Q-типа как во время бодрствования и сна ( "Wake / REM-на") 26,27. Кроме того, этот протокол может быть использован в будущих экспериментах, чтобы описать колебательный активность в других областях мозга и продемонстрировать собственные свойства их срабатывания.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Sucrose | Sigma-Aldrich | S8501 | C12H22O11, molecular weight = 342.30 |
| Sodium Bicarbonate | Sigma-Aldrich | S6014 | NaHCO3, molecular weight = 84.01 |
| Potassium Chloride | Sigma-Aldrich | P3911 | KCl, molecular weight = 74.55 |
| Magnesium Chloride Hexahydrate | Sigma-Aldrich | M9272 | MgCl2 · 6H2O, molecular weight = 203.30 |
| Calcium Chloride Dihydrate | Sigma-Aldrich | C3881 | CaCl2 · 2H2O, molecular weight =147.02 |
| D-(+)-Glucose | Sigma-Aldrich | G5767 | C6H12O6, molecular weight = 180.16 |
| L-Ascorbic Acid | Sigma-Aldrich | A5960 | C6H8O6, molecular weight =176.12 |
| Sodium Chloride | Acros Organics | 327300025 | NaCl, molecular weight = 58.44 |
| Potassium Gluconate | Sigma-Aldrich | G4500 | C6H11KO7, molecular weight = 234.25 |
| Phosphocreatine di(tris) salt | Sigma-Aldrich | P1937 | C4H10N3O5P · 2C4H11NO3, molecular weight = 453.38 |
| HEPES | Sigma-Aldrich | H3375 | C8H18N2O4S, molecular weight = 238.30 |
| EGTA | Sigma-Aldrich | E0396 | [-CH2OCH2CH2N(CH2CO2H)2]2, molecular weight = 380.40 |
| Adenosine 5'-triphosphate magnesium salt | Sigma-Aldrich | A9187 | C10H16N5O13P3 · xMg2+, molecular weight = 507.18 |
| Guanosine 5'-triphosphate sodium salt hydrate | Sigma-Aldrich | G8877 | C10H16N5O14P3 · xNa+, molecular weight = 523.18 |
| Tetrodotoxin citrate | Alomone Labs | T-550 | C11H17N3O8, molecular weight = 319.27 |
| DL-2-Amino-5-Phosphonovaleric Acid | Sigma-Aldrich | A5282 | C5H12NO5P, molecular weight = 197.13 |
| CNQX disodium salt hydrate | Sigma-Aldrich | C239 | C9H2N4Na2O4 · xH2O, molecular weight = 276.12 |
| Strychnine | Sigma-Aldrich | S0532 | C21H22N2O2, molecular weight = 334.41 |
| Mecamylamine hydrochloride | Sigma-Aldrich | M9020 | C11H21N · HCl, molecular weight = 203.75 |
| Gabazine (SR-95531) | Sigma-Aldrich | S106 | C15H18BrN3O3, molecular weight = 368.23 |
| Ketamine hydrochloride | Mylan | 67457-001-00 | |
| Microscope | Nikon | Eclipse E600FN | |
| Micromanipulator | Sutter Instruments | ROE-200 | |
| Micromanipulator | Sutter Instruments | MPC-200 | |
| Amplifier | Molecular Devices | Multiclamp 700B | |
| A/D converter | Molecular Devices | Digidata 1440A | |
| Heater | Warner Instruments | TC-324B | |
| Pump | Cole-Parmer | Masterflex L/S 7519-20 | |
| Pump cartridge | Cole-Parmer | Masterflex 7519-85 | |
| Pipette puller | Sutter Instruments | P-97 | |
| Camera | Q-Imaging | RET-200R-F-M-12-C | |
| Vibratome | Leica Biosystems | Leica VT1200 S | |
| Refrigeration system | Vibratome Instruments | 900R | |
| Equipment | |||
| microscope | Nikon | Eclipse E600FN | |
| micromanipulator | Sutter Instruments | ROE-200 | |
| micromanipulator | Sutter Instruments | MPC-200 | |
| amplifier | Molecular Devices | Multiclamp 700B | |
| A/D converter | Molecular Devices | Digidata 1440A | |
| heater | Warner Instruments | TC-324B | |
| pump | Cole-Parmer | Masterflex L/S 7519-20 | |
| pump cartridge | Cole-Parmer | Masterflex 7519-85 | |
| pipette puller | Sutter Instruments | P-97 | |
| camera | Q-Imaging | RET-200R-F-M-12-C |
References
- Profice, P., et al. Neurophysiological evaluation of the pedunculopontine nucleus in humans. J. Neural. Transm (Vienna). 118 (10), 1423-1429 (2011).
- Steriade, M., Datta, S., Pare, D., Oakson, G., Curro Dossi, R. C. Neuronal activities in brain-stem cholinergic nuclei related to tonic activation processes in thalamocortical systems. J. Neurosci. 10 (8), 2541-2559 (1990).
- Steriade, M., Dossi, R. C., Pare, D., Oakson, G. Fast oscillations (20-40 Hz) in thalamocortical systems and their potentiation by mesopontine cholinergic nuclei in the cat. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 88 (10), 4396-4400 (1991).
- Deurveilher, S., Hennevin, E. Lesions of the pedunculopontine tegmental nucleus reduce paradoxical sleep (PS) propensity: evidence from a short-term PS deprivation study in rats. Eur. J. Neurosci. 13 (10), 1963-1976 (2001).
- Steriade, M., Pare, D., Datta, S., Oakson, G., Curro Dossi, R. Different cellular types in mesopontine cholinergic nuclei related to ponto-geniculo-occipital waves. J. Neurosci. 10 (8), 2560-2579 (1990).
- Steckler, T., Inglis, W., Winn, P., Sahgal, A. The pedunculopontine tegmental nucleus: a role in cognitive processes? Brain Res. Brain Res. Rev. 19 (3), 298-318 (1994).
- Garcia-Rill, E., Simon, C., Smith, K., Kezunovic, N., Hyde, J. The pedunculopontine tegmental nucleus: from basic neuroscience to neurosurgical applications: arousal from slices to humans: implications for DBS. J. Neural. Transm. 118 (10), 1397-1407 (2011).
- Mazzone, P., et al. Implantation of human pedunculopontine nucleus: a safe and clinically relevant target in Parkinson's disease. Neuroreport. 16 (17), 1877-1881 (2005).
- Simon, C., et al. Gamma band unit activity and population responses in the pedunculopontine nucleus. J. Neurophysiol. 104 (1), 463-474 (2010).
- Kezunovic, N., Urbano, F. J., Simon, C., Hyde, J., Smith, K., Garcia-Rill, E. Mechanism behind gamma band activity in pedunculopontine nucleus (PPN). Eur. J. Neurosci. 34 (3), 404-415 (2011).
- Hyde, J. R., Kezunovic, N., Urbano, F. J., Garcia-Rill, E. Spatiotemporal properties of high speed calcium oscillations in the pedunculopontine nucleus. J. Appl. Physiol (1985). 115 (9), 1402-1414 (2013).
- Llinas, R. R., Leznik, E., Urbano, F. J. Temporal binding via cortical coincidence detection of specific and nonspecific thalamocortical inputs: a voltage-dependent dye-imaging study in mouse brain slices. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 99 (1), 449-454 (2002).
- Boucetta, S., Cisse, Y., Mainville, L., Morales, M., Jones, B. E. Discharge profiles across the sleep-waking cycle of identified cholinergic, gabaergic, and glutamatergic neurons in the pontomesencephalic tegmentum of the rat. J. Neurosci. 34 (13), 4708-4727 (2014).
- Datta, S., Siwek, D. F. Single cell activity patterns of pedunculopontine tegmentum neurons across the sleep-wake cycle in the freely moving rats. J. Neurosci. Res. 70 (4), 79-82 (2002).
- Datta, S., Siwek, D. F., Stack, E. C. Identification of cholinergic and non-cholinergic neurons in the pons expressing phosphorylated cyclic adenosine monophosphate response element-binding protein as a function of rapid eye movement sleep. Neuroscience. 163 (1), 397-414 (2009).
- Kayama, Y., Ohta, M., Jodo, E. Firing of 'possibly' cholinergic neurons in the rat laterodorsal tegmental nucleus during sleep and wakefulness. Brain Res. 569 (2), 210-220 (1992).
- Sakai, K., El Mansari, M., Jouvet, M. Inhibition by carbachol microinjections of presumptive cholinergic PGO-on neurons in freely moving cats. Brain Res. 527 (2), 213-223 (1990).
- Lindsley, D. B., Bowden, J. W., Magoun, H. W. Effect upon the EEG of acute injury to the brainstem activating system. Electroenceph. Clin. Neurophysiol. 1 (4), 475-486 (1949).
- Moruzzi, G.
- Moruzzi, G., Magoun, H. W. Brain stem reticular formation and activation of the EEG. Electroenceph. Clin. Neurophysiol. 1 (4), 455-473 (1949).
- Steriade, M., Constantinescu, E., Apostol, V. Correlations between alterations of the cortical transaminase activity and EEG patterns of sleep and wakefulness induced by brainstem transections. Brain Res. 13 (1), 177-180 (1969).
- Ishibashi, M., et al. Orexin receptor activation generates gamma band input to cholinergic and serotonergic arousal system neurons and drives an intrinsic Ca2+ -dependent resonance in LDT and PPT cholinergic neurons. Frontiers Neurol. 6, e120 (2015).
- Brown, R. E., Winston, S., Basheer, R., Thakkar, M. M., McCarley, R. W. Electrophysiological characterization of neurons in the dorsolateral pontine REM sleep induction zone of the rat: intrinsic membrane properties and responses to carbachol and orexins. Neuroscience. 143 (3), 739-755 (2006).
- Goetz, L., et al. On the role of the pedunculopontine nucleus and mesencephalic reticular formation in locomotion in non-human primates. J. Neurosci. 36 (18), 4917-4929 (2016).
- Fraix, V., et al. Pedunculopontine nucleus area oscillations during stance, stepping and freezing in Parkinson's disease. PLOS ONE. 8 (12), e83919 (2013).
- Luster, B., Hyde, J., D'Onofrio, S., Urbano, F. J., Garcia-Rill, E. Mechanisms behind gamma band activity in the pedunculopontine nucleus (PPN). Abstr Soc Neurosci. 38, 257.20 (2014).
- Luster, B., D'Onofrio, S., Urbano, F. J., Garcia-Rill, E. High-threshold Ca2+ channels behind gamma band activity in the pedunculopontine nucleus (PPN). Physiol. Rep. 3 (6), e12431 (2015).
