Summary
Den pedunculopontine kerne (PPN) er placeret i hjernestammen og dens neuroner maksimalt aktiveret under vågne og hurtige øjenbevægelser (REM) søvn hjernen stater. Dette arbejde beskriver den eksperimenterende tilgang til at optage in vitro gamma band subthreshold membran svingning i PPN neuroner.
Abstract
Synaptiske efferents fra PPN vides at modulere neuronal aktivitet af adskillige intralaminære thalamiske regioner (f.eks, den centrolateral / parafascicular, Cl / Pf kerne). Aktiveringen af enten PPN eller Cl / Pf kerner in vivo er blevet beskrevet at inducere ophidselse af dyret og en stigning i gamma band aktivitet i det kortikale elektroencefalogram (EEG). De cellulære mekanismer for dannelsen af gamma band svingninger i retikulære aktiveringssystem (RAS) neuroner er de samme som dem, der findes til at generere gamma band svingninger i andre hjerne kerner. Under nuværende-clamp optagelser af PPN neuroner (blandt parasagittal udsnit fra den 9. - 25 dage gamle rotter), anvendelse af depolariserende kvadratiske trin hurtigt aktiveret spændingsafhængige kaliumkanaler, der forhindrede PPN neuroner i at blive depolariseret end -25 mV.
Injektion 1 - 2 ud sek lange depolariserende nuværende ramper gradvist depolariseret PPN membran potentielle resTing værdier mod 0 mV. Men intravenøse depolariserende firkantede impulser genereret gamma-band svingninger af membranpotentiale, der viste sig at være mindre i amplitude i forhold til de svingninger frembragt af ramper. Alle eksperimenter blev udført i nærvær af spændingsstyrede natriumkanaler og hurtige synaptiske receptorer blokkere. Det er blevet vist, at aktiveringen af høj tærskel spændingsafhængige calciumkanaler grund for gamma-band oscillerende aktivitet i PPN neuroner. Specifikke metodiske og farmakologiske interventioner beskrives her, giver de nødvendige værktøjer til at fremkalde og opretholde PPN subthreshold gamma band svingning in vitro.
Introduction
PPN kerne er anatomisk inkluderet i den kaudale mesencephale tegmentum. Den PPN er et centralt element i RAS 1. Den PPN deltager i vedligeholdelse af adfærdsmæssige aktiverede tilstande (dvs. vågen, REM søvn) 2. Elektrisk stimulering af PPN in vivo induceret hurtig svingning (20 - 40 Hz) i det kortikale EEG 3, mens bilaterale PPN læsioner i rotter reduceres eller elimineres REM søvn 4. Mens et flertal af PPN neuroner brand aktionspotentialer på beta / gamma-band frekvens (20 - 80 Hz), nogle neuroner præsenteret lave spontan fyring (<10 Hz) 5. Desuden PPN synes at være involveret i andre aspekter af adfærd, såsom motivation og opmærksomhed 6. Direkte høj frekvens (i 40 - 60 Hz) 7 elektrisk stimulering af PPN kerne i decerebrate dyr kan fremme bevægelse. I de senere år har deep brain stimulation (DBS) af PPN blevet anvendt til at behandle patienter, der lider from lidelser, der involverer gangart underskud såsom Parkinsons sygdom (PD) 8.
Tidligere rapporter viste, at næsten alle PPN neuroner kan brand aktionspotentialer på gamma band frekvens, når depolariseret hjælp firkantede strømpulser 9. På grund af den drastiske aktivering af spændingsstyrede kaliumkanaler under firkantspulser depolariseringer op til eller under -25 mV. Som følge heraf blev der ikke robuste gamma svingninger observeret efter blokering aktionspotentialer generation ved hjælp tetrodotoxin 10. I et forsøg på at omgå et sådant problem, 1 - blev to sek lange depolariserende nuværende ramper anvendes. Ramper gradvist depolariseret membranpotentialet fra hvilende værdier op til 0 mV, mens delvis inaktivering spændingsstyrede kaliumkanaler. Klare gamma band membran svingninger var tydelige i spænding afhængighed vinduet med høj tærskel calciumkanaler (dvs. mellem -25 mV og -0 mV) 10. Afslutningsvis gamma band aktivity blev observeret i PPN neuroner 9, og begge P / Q og N-type spændingsafhængige calcium-kanaler skal aktiveres for at generere gamma band svingninger i PPN 10.
En række undersøgelser bestemmes placeringen af høj tærskel calciumkanaler i PPN neuroner. Injektion kombinationen af farvestoffer, viste ratiometrisk fluorescensafbildning calcium transienter gennem spændingsafhængige calcium-kanaler, der aktiveres i forskellige dendritter når depolariseret hjælp aktuelle ramperne 11.
Iboende egenskaber PPN neuroner er blevet foreslået at tillade samtidig aktivering af disse celler under vågne og REM-søvn, og dermed fremkalde højfrekvente oscillerende neuronal aktivitet mellem RAS og thalamus sløjfer. Sådanne lange nå interaktion anses for at understøtte en hjerne tilstand i stand til pålideligt at vurdere verden omkring os løbende 12. Her beskriver vi eksperimentetal nødvendige betingelser for at generere og vedligeholde gamma band svingning i PPN celler in vitro. Denne protokol er ikke blevet beskrevet tidligere, og ville hjælpe en række grupper til at studere iboende membran egenskaber medierende gamma band aktivitet på andre områder i hjernen. Desuden kan de nuværende trin fører til den fejlagtige konklusion, at gamma band aktivitet ikke kan genereres i disse celler.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle eksperimentelle protokoller blev godkendt af Institutional Animal Care og brug Udvalg fra University of Arkansas for Medical Sciences (Protokol nummer # 3593) og var i overensstemmelse med National Institutes of Health retningslinjer for pasning og anvendelse af forsøgsdyr.
1. Fremstilling af Standard-kunstig cerebrospinalvæske (aCSF)
- Udarbejdelse af Stock Solution A
- Tilføj 700 ml destilleret vand til en ren 1 L bægerglas, før du tilføjer kemikalier.
- Under kontinuerlig omrøring et rumfang på 500 ml, tilsættes 136,75 g NaCl, 6,99 g KCI, 2,89 g MgSO4, og 2,83 g NaH 2 PO4.
- Tilsæt mere destilleret vand for at nå et endeligt volumen på 1 L. Efter fortynding slutkoncentrationen af hver forbindelse er 117 mM NaCl, 4,69 mM KCI, 1,2 mM MgSO4, og 1,18 mM NaH 2 PO4.
- Opbevar nedkølet ved 4 ° C i op til 2 uger.
- Udarbejdelse af Stock Solution B
- Tilføj 700 ml destilleret vand til en ren 1L bægerglas, før du tilføjer kemikalier.
- Under kontinuerlig omrøring et rumfang på 500 ml, tilsættes 41,45 g D-glucose og 41,84 g NaHCO3.
- Tilsæt mere destilleret vand for at nå et endeligt volumen på 1 L. Efter fortynding slutkoncentrationen af hver forbindelse er 11,5 mM D-glucose og 24,9 mM NaHCO3.
- Opbevar nedkølet ved 4 ° C i op til 2 uger.
- Før hvert forsøg mix 50 ml lager A med 50 ml stamopløsning B og bringe til 1 l med destilleret vand for at opnå endelig koncentration aCSF løsning og lade ved RT, mens løbende iltning det med carbogen (95% O 2 - 5,% CO2 mix) i mindst 30 min. Forbered slutkoncentration aCSF kun ved begyndelsen af hvert eksperiment og kassér ved udgangen af dagen.
2. Udarbejdelse af saccharose-kunstig cerebrospinalvæske(Saccharose-aCSF)
- Udarbejdelse af Stock Solution C
- Tilføj 700 ml destilleret vand til en ren 1 L bægerglas, før du tilføjer kemikalier.
- Under kontinuerlig omrøring 500 ml destilleret vand og tilsættes 240 g saccharose, 6,55 g NaHCO3, 0,671 g KCI, 4,88 g MgCl2, 0,22 g CaCl2 og 0,21 g ascorbinsyre.
- Tilsæt mere destilleret vand for at nå et endeligt volumen på 1 L. Efter fortynding slutkoncentrationen af hver forbindelse er 701.1 mM sucrose, 78 mM NaHCO3, 9 mM KCI, 24 mM MgCl2, 1,5 mM CaCl2 og 1,2 mM ascorbinsyre .
- Hold stamopløsning C ved 4 ° C i op til en uge.
- Før hvert eksperiment mix 300 ml 50 ml af stock C med 600 ml destilleret vand til opnåelse af saccharose-aCSF opløsning ved slutkoncentrationen og henstår ved stuetemperatur under kontinuerlig iltning det med carbogen (95% O2 - 5% CO2 mix) i mindst 30 min.
3. Slice Forberedelse
- Placer en ren bæger med 100 ml saccharose-aCSF løsning i isen, mens iltning det med carbogen og fastsætte pH-værdien på 7,4 ved hjælp af et pH-meter og samtidig tilføjer par dråber 0,1 M NaOH-opløsning (når pH <7,4) eller 0,1 M HCl-opløsning (når pH> 7,4).
- Fyld en skæring kammer i et vibratome med saccharose-aCSF og ilte den. Tænd for glycerol-baseret kølesystem koblet til skærekammeret og vent 15 minutter for at lade det køle ned til 0 - 4 ° C.
- Bedøver rotteunger (alderen 9 til 12 fra voksen timed-drægtige Sprague-Dawley-rotter) med ketamin (70 mg / kg, ip, med <50 pi slutvolumen). Når hvalpen er rolig, dobbelt kontrollere, at hale knivspids refleks er fraværende.
- Halshugge unger.
- Skær hovedet huden langs fra front til bag anvendelse af en kulstofstål skalpelblad, og trække huden til siderne ved hjælp af pincet. Skær knoglen dækker hjernen bevæger scissors lateralt og fuldstændig fjerne det at eksponere hjernen.
- Derefter hurtigt fjerne hjernen under anvendelse af en spatel (først anbragt under lugtekolben for at forsigtigt skubbe hjernen fra den mest rostralt retning af de mest caudale områder). Skub forsigtigt hjernen i isafkølet iltet saccharose-kunstig cerebrospinalvæske (saccharose-aCSF).
- Foretag en parasagittal snit på den højre hemisfære (fjernelse ca. en tredjedel af halvkuglen), og lim den trimmede side af hjernen på en metallisk disk, der vil blive magnetisk fastgjort til skærekammeret af en vibroslicer at skære sagittale 400 um sektioner og indeholder pedunculopontine nucleus (PPN). Hold PPN skiver ved stuetemperatur i 45 minutter før hel-celle patch-clamp optagelser.
4. Optagelser Gamma-band Svingninger i PPN Skiver
- Udarbejdelse af kalium-gluconat Intracellulær Solution (High-K + Solution)
- Sted iis et rent bægerglas med 10 ml destilleret vand. Mens kontinuerlig omrøring tilføje: K + -gluconate, 90,68 mg phosphocreatin di Tris salt, 47,66 mg HEPES, 1,5 mg EGTA, 40,58 mg Mg 2+ -ATP, og 4 mg Na + 2 GTP.
- Indstil pH til 7,3 med KOH (100 mM i destilleret vand). Tilføj destilleret vand for at nå et endeligt volumen på 20 ml. Hvis det er nødvendigt, justeres osmolaritet med saccharose (100 mM i destilleret vand) til at være 280-290 mOsm. Efter fortynding, slutkoncentrationen af hver forbindelse er 124 mM K + -gluconate, 10 mM phosphocreatin di Tris-salt, 10 mM HEPES, 0,2 mM EGTA, 4 mM Mg2 + -ATP, og 0,3 mM Na + 2 GTP.
- Alikvot intracellulære løsninger i 1 ml rør og fryse ved -20 ° C. Brug én portion per dag og holde ved 4 ° C i løbet af eksperimenter.
- Whole-celle Patch Clamp Recordings
- Placer skiver i en nedsænkning kammer og perfundere dem (1,5 ml / min) med oxygeneret(95% O2 - 5% CO2) aCSF indeholdende følgende receptorantagonister: selektive NMDA-receptorantagonist 2-amino-5-phosphonovaleric acid (APV, 40 uM), konkurrencedygtigt AMPA / kainat glutamat-receptor-antagonist 6-cyano-7- nitroquinoxalin-2,3-dion (CNQX, 10 pM), glycin receptorantagonist stryknin (STR, 10 uM), den specifikke GABAA-receptor antagonist gabazine (GBZ, 10 uM), og natriumkanalblokker tetrodotoxin (TTX, 3 uM)
BEMÆRK: I resultaterne og figurer, er disse antagonister under ét som synaptiske blokkere eller SBS. - Fyld optagelse patch pipetter (Resistance 2-7 MQ, lavet af regelmæssige, kommercielt tilgængelige tykke væg borosilikatglas kapillærer på 1,0 mm ydre diameter og 0,6 mm indvendig diameter) med intracellulær høj K + løsning ved hjælp af kommercielt tilgængelige patch-pipette fyldstoffer med et opløsning filter. Sæt pipetten i forstærkerens indehaver. Påfør en lille positive tryk under anvendelse af en 1 ml sprøjte forbundet med pipetten indehaveren under anvendelse af en silicium rør forbundet til en trevejsventil. Slut på bagsiden af holderen pipetten til en patch clamp-forstærker.
- Flyt optagelsen pipette ved anvendelse af et mekanisk mikromanipulator nær PPN kerne under anvendelse af en 4X objektiv kombineret til nær-infrarøde differentiel interferens kontrast optik.
BEMÆRK: kan observeres PPN kerne i skiver dorsale til den overlegne cerebellare Skaftet (SCP; observerbare som en tyk bundt af axoner). Optagelse pipetter blev placeret i PPN pars compacta, som er placeret umiddelbart dorsal til den bageste ende af stilken. - Bring optagelsen pipette i kontakt med en PPN neuron mens visualiseret ved anvendelse af en 40X vand nedsænkning linse, og hurtigt anvende negativ sugning til dannelse af en forsegling med cellen.
- Brug spænding-clamp tætning software til at overvåge pipette modstand under negativ sugning under anvendelse producentens protokol.
- Når negative suction langsomt øget, og modstandsværdier læsning af patch-clamp-skærm på spidsen af pipetten nå 80-100 MOhm, hurtigt ændre bedrift potentiale til -50 mV og slip undertrykket. Start kontinuerligt anvender negativ sugning indtil brud opnås neuron membran og elektrisk adgang i helcelle-konfiguration.
- Hvis adgangen modstandsværdier målt ved den spænding-clamp sæl software er 10 MOhm eller højere, så fortsætte med at anvende negativ sug i mindre mængder.
- Kompensere kapacitans (dvs. langsomme og hurtige transienter observeret efter brud på membranen af cellen) og seriemodstand i spænding-clamp modus. Skift optageindstilling til strømtang, og hurtigt kompensere bro værdier (fx flytte forstærker knop eller klik på automatisk kompensation menu ved hjælp computers mus).
- Løbende overvåge hvile membran potentiale PPN neuron der optages using producentens protokol. Hvis hvilende membranpotentiale skift i retning af depolariserende eller hyperpolarisering værdier, derefter bruge små mængder af jævnstrøm (op til 100 pA) for at holde den optimale -50 mV endelige værdi.
BEMÆRK: Hold kun PPN neuroner med en stabil hvilende membranpotentiale (RMP) i -48 mV eller flere hyperpolariseret (dvs. RMP <-48 mV).
- Løbende overvåge hvile membran potentiale PPN neuron der optages using producentens protokol. Hvis hvilende membranpotentiale skift i retning af depolariserende eller hyperpolarisering værdier, derefter bruge små mængder af jævnstrøm (op til 100 pA) for at holde den optimale -50 mV endelige værdi.
- Placer skiver i en nedsænkning kammer og perfundere dem (1,5 ml / min) med oxygeneret(95% O2 - 5% CO2) aCSF indeholdende følgende receptorantagonister: selektive NMDA-receptorantagonist 2-amino-5-phosphonovaleric acid (APV, 40 uM), konkurrencedygtigt AMPA / kainat glutamat-receptor-antagonist 6-cyano-7- nitroquinoxalin-2,3-dion (CNQX, 10 pM), glycin receptorantagonist stryknin (STR, 10 uM), den specifikke GABAA-receptor antagonist gabazine (GBZ, 10 uM), og natriumkanalblokker tetrodotoxin (TTX, 3 uM)
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
I første omgang blev gamma svingninger fremkaldte hjælp firkantede strømpulser. Strømtang registrering af PPN neuroner i nærvær af synaptiske blokkere og TTX blev kontinuerligt overvåget for at sikre, at hvilende membranpotentiale blev holdt stabilt på ~ -50 mV (figur 1A). To anden lange firkantede strømimpulser blev injiceret intracellulært af patch-clamp-forstærker gennem optagelse pipette, øge deres amplitude fra 200 Pa til 600 Pa (figur 1A). Membrane potentiale blev depolariseret til spænding niveauer tættere på -20 mV når 600 pA, hvilket resulterer i lille amplitude gamma svingninger. Powers spektre af gamma svingninger fremlagt meget lille amplitude værdier (dvs. <0,01; figur 1 B). På den anden side blev to anden depolariserende nuværende ramper injiceret intracellulært af patch-clamp-forstærker gennem optagelse pipette, genererer robuste gamma svingninger(Figur 2A), der præsenteres meget højere strøm amplituder (figur 2B).
Tidligere arbejde 10 har knyttet forskelle mellem firkantede og rampe nuværende protokoller til strengen aktivering af spændingsafhængige kaliumkanaler under pludselige depolarisering af førstnævnte. Langsomme depolariserende ramper kan i stedet være inaktiverende kaliumkanaler.
Figur 1. Membrane Svingninger i Whole-celle Recorded PPN neuroner hjælp Aktuelle Square Impulser af Stigende Amplitude. (A) repræsentant membranpotentialet reaktioner på depolariserende 2 sek lange firkantede trin med stigende amplitude injiceret intracellulært af patch-clamp-forstærker gennem optagelsen pipette i nærvær af synaptiske blokkere og TTX. (B) Overlappendeeffektspektre amplituder for svingninger opnået under anvendelse kvadratiske impulser vist i A. Power-spektre blev opnået under anvendelse af et Hamming vindue funktion efter den 20. - 60 Hz bandpass filtrering svingninger frembragt af depolariserende trin. PPN neuron blev indspillet i strøm-clamp-konfiguration kombinerer høj-K + intracellulær løsning og synaptiske blokkere + TTX beskrevet i protokollen. Klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 2. Gamma Band Membrane Svingninger i Whole-celle Recorded PPN neuroner bruger Aktuelle Ramper af forstærke Amplitude. (A) Repræsentant membran potentielle reaktioner på depolariserende 2 sek lange ramper injiceret med patch clamp forstærker intracellulært gennem optagelsen pipette, show. ing stigende amplitude i nærvær af synaptiske blokkere og TTX (B) Overlappende effektspektre amplituder for svingninger opnået under anvendelse ramper vist i A. Power-spektre blev opnået under anvendelse af et Hamming vindue funktion efter den 20. - 60 Hz bandpass filtrering svingninger frembragt af depolariserende rampen . PPN neuron blev indspillet i strøm-clamp-konfiguration kombinerer høj-K + intracellulær løsning og synaptiske blokkere + TTX beskrevet i protokollen. Klik her for at se en større version af dette tal.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
PPN neuroner har iboende egenskaber, som tillader dem at fyre aktionspotentialer på beta / gamma band frekvenser under in vivo optagelser fra dyr, der er vågen eller under REM søvn, men ikke under slow wave sleep 2,3,5,13-17. Andre forfattere har vist, at hjernestammen transections også flere forreste niveauer end PPN reducerede gamma frekvenser under EEG optagelser. Men når hjernestamme læsioner posteriort for hvor denne kerne er placeret, direkte stimulering af PPN tillod manifestation af kortikale gamma aktivitet på EEG 2,3,5,18-21. Gamma band neurale aktivitet er blevet rapporteret i muse PPN in vitro 22, i rotten REM søvn-induktion område (som PPN rager 23), i katten in vivo 3, i PPN område i primater når locomoting 24, og i området ved PPN i mennesker under stepping 25. Det vil sige, at der er rigeligt med beviser for gamma band aktivitet in PPN på tværs af arter.
Denne forsøgsprotokol beskrevet her tilladt beskrivelsen af gamma svingninger stede på alle rotte PPN celletyper 10. Faktisk blev iboende mekanismer underliggende gamma svingninger beskrevet at være til stede i alle PPN neuron (mens celler omkring PPN ikke deler denne egenskab), uanset tidligere brugte klassifikationer eller synaptiske transmitter type: type I, II eller III, eller sender type, cholinerge, glutamaterge eller GABAerge har samme gamma-band generering ejendom 10. Brugen af de nuværende ramper har den begrænsning at kræve løbende overvågning af hvilende membranpotentiale, og permanent kompensation bro hele eksperimentet. I nogle tilfælde blev ramper kortere end 1 sek observeret til ikke fuldt ud at aktivere spændingsafhængige calciumkanaler, medens rampe varigheder af 5 sekunder eller længere resulterede i membranen modstandsændringerne der ville forblive ukompenseret under eksperimentet. I tilfælde no gamma svingninger blev observeret, små justeringer i rampe varighed kan øge gamma band svingning amplituder.
Kombinere depolariserende nuværende-ramper med specifikke giftstoffer, vi har beskrevet, at i en vigtig del af PPN celler (~ 50%) blokerer N-og P / Q-type (ved hjælp af både ω-CgTx og ω-Aga) kanaler calciumkanaler reduceret gamma svingning amplitude, der tillader os at klassificeret dem som P / Q og N-type celler. I andre celler (20%), blev gamma svingninger kun påvirket af ω-Aga, antyder, at disse celler udtrykte kun P / Q-type-kanaler. I resten af cellerne (30%) kun ω-CgTx blokeret dem, tyder disse PPN neuroner havde kun N-type-kanaler. Disse resultater bekræftede tilstedeværelsen af celler i PPN der manifesterer gamma band svingninger gennem ekspression af forskellige spændingsstyrede calciumkanaler 26,27. Denne nye protokol kan også betragtes som et vigtigt redskab, der tillod at indførelsen af en ny PPN celle type klassificering til feltet. Faktisk er det blevet foreslået, at N-type kun PPN neuroner brand kun under REM søvn ( "REM-on"), P / Q-typen kun under vågne ( "Wake-on"), eller N-type + P / Q-type i både vågne og REM-søvn ( "Wake / REM-on") 26,27. Desuden kan denne protokol bruges i fremtidige eksperimenter for at beskrive oscillerende aktivitet på andre områder i hjernen, og at demonstrere iboende egenskaber udløser dem.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Sucrose | Sigma-Aldrich | S8501 | C12H22O11, molecular weight = 342.30 |
| Sodium Bicarbonate | Sigma-Aldrich | S6014 | NaHCO3, molecular weight = 84.01 |
| Potassium Chloride | Sigma-Aldrich | P3911 | KCl, molecular weight = 74.55 |
| Magnesium Chloride Hexahydrate | Sigma-Aldrich | M9272 | MgCl2 · 6H2O, molecular weight = 203.30 |
| Calcium Chloride Dihydrate | Sigma-Aldrich | C3881 | CaCl2 · 2H2O, molecular weight =147.02 |
| D-(+)-Glucose | Sigma-Aldrich | G5767 | C6H12O6, molecular weight = 180.16 |
| L-Ascorbic Acid | Sigma-Aldrich | A5960 | C6H8O6, molecular weight =176.12 |
| Sodium Chloride | Acros Organics | 327300025 | NaCl, molecular weight = 58.44 |
| Potassium Gluconate | Sigma-Aldrich | G4500 | C6H11KO7, molecular weight = 234.25 |
| Phosphocreatine di(tris) salt | Sigma-Aldrich | P1937 | C4H10N3O5P · 2C4H11NO3, molecular weight = 453.38 |
| HEPES | Sigma-Aldrich | H3375 | C8H18N2O4S, molecular weight = 238.30 |
| EGTA | Sigma-Aldrich | E0396 | [-CH2OCH2CH2N(CH2CO2H)2]2, molecular weight = 380.40 |
| Adenosine 5'-triphosphate magnesium salt | Sigma-Aldrich | A9187 | C10H16N5O13P3 · xMg2+, molecular weight = 507.18 |
| Guanosine 5'-triphosphate sodium salt hydrate | Sigma-Aldrich | G8877 | C10H16N5O14P3 · xNa+, molecular weight = 523.18 |
| Tetrodotoxin citrate | Alomone Labs | T-550 | C11H17N3O8, molecular weight = 319.27 |
| DL-2-Amino-5-Phosphonovaleric Acid | Sigma-Aldrich | A5282 | C5H12NO5P, molecular weight = 197.13 |
| CNQX disodium salt hydrate | Sigma-Aldrich | C239 | C9H2N4Na2O4 · xH2O, molecular weight = 276.12 |
| Strychnine | Sigma-Aldrich | S0532 | C21H22N2O2, molecular weight = 334.41 |
| Mecamylamine hydrochloride | Sigma-Aldrich | M9020 | C11H21N · HCl, molecular weight = 203.75 |
| Gabazine (SR-95531) | Sigma-Aldrich | S106 | C15H18BrN3O3, molecular weight = 368.23 |
| Ketamine hydrochloride | Mylan | 67457-001-00 | |
| Microscope | Nikon | Eclipse E600FN | |
| Micromanipulator | Sutter Instruments | ROE-200 | |
| Micromanipulator | Sutter Instruments | MPC-200 | |
| Amplifier | Molecular Devices | Multiclamp 700B | |
| A/D converter | Molecular Devices | Digidata 1440A | |
| Heater | Warner Instruments | TC-324B | |
| Pump | Cole-Parmer | Masterflex L/S 7519-20 | |
| Pump cartridge | Cole-Parmer | Masterflex 7519-85 | |
| Pipette puller | Sutter Instruments | P-97 | |
| Camera | Q-Imaging | RET-200R-F-M-12-C | |
| Vibratome | Leica Biosystems | Leica VT1200 S | |
| Refrigeration system | Vibratome Instruments | 900R | |
| Equipment | |||
| microscope | Nikon | Eclipse E600FN | |
| micromanipulator | Sutter Instruments | ROE-200 | |
| micromanipulator | Sutter Instruments | MPC-200 | |
| amplifier | Molecular Devices | Multiclamp 700B | |
| A/D converter | Molecular Devices | Digidata 1440A | |
| heater | Warner Instruments | TC-324B | |
| pump | Cole-Parmer | Masterflex L/S 7519-20 | |
| pump cartridge | Cole-Parmer | Masterflex 7519-85 | |
| pipette puller | Sutter Instruments | P-97 | |
| camera | Q-Imaging | RET-200R-F-M-12-C |
References
- Profice, P., et al. Neurophysiological evaluation of the pedunculopontine nucleus in humans. J. Neural. Transm (Vienna). 118 (10), 1423-1429 (2011).
- Steriade, M., Datta, S., Pare, D., Oakson, G., Curro Dossi, R. C. Neuronal activities in brain-stem cholinergic nuclei related to tonic activation processes in thalamocortical systems. J. Neurosci. 10 (8), 2541-2559 (1990).
- Steriade, M., Dossi, R. C., Pare, D., Oakson, G. Fast oscillations (20-40 Hz) in thalamocortical systems and their potentiation by mesopontine cholinergic nuclei in the cat. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 88 (10), 4396-4400 (1991).
- Deurveilher, S., Hennevin, E. Lesions of the pedunculopontine tegmental nucleus reduce paradoxical sleep (PS) propensity: evidence from a short-term PS deprivation study in rats. Eur. J. Neurosci. 13 (10), 1963-1976 (2001).
- Steriade, M., Pare, D., Datta, S., Oakson, G., Curro Dossi, R. Different cellular types in mesopontine cholinergic nuclei related to ponto-geniculo-occipital waves. J. Neurosci. 10 (8), 2560-2579 (1990).
- Steckler, T., Inglis, W., Winn, P., Sahgal, A. The pedunculopontine tegmental nucleus: a role in cognitive processes? Brain Res. Brain Res. Rev. 19 (3), 298-318 (1994).
- Garcia-Rill, E., Simon, C., Smith, K., Kezunovic, N., Hyde, J. The pedunculopontine tegmental nucleus: from basic neuroscience to neurosurgical applications: arousal from slices to humans: implications for DBS. J. Neural. Transm. 118 (10), 1397-1407 (2011).
- Mazzone, P., et al. Implantation of human pedunculopontine nucleus: a safe and clinically relevant target in Parkinson's disease. Neuroreport. 16 (17), 1877-1881 (2005).
- Simon, C., et al. Gamma band unit activity and population responses in the pedunculopontine nucleus. J. Neurophysiol. 104 (1), 463-474 (2010).
- Kezunovic, N., Urbano, F. J., Simon, C., Hyde, J., Smith, K., Garcia-Rill, E. Mechanism behind gamma band activity in pedunculopontine nucleus (PPN). Eur. J. Neurosci. 34 (3), 404-415 (2011).
- Hyde, J. R., Kezunovic, N., Urbano, F. J., Garcia-Rill, E. Spatiotemporal properties of high speed calcium oscillations in the pedunculopontine nucleus. J. Appl. Physiol (1985). 115 (9), 1402-1414 (2013).
- Llinas, R. R., Leznik, E., Urbano, F. J. Temporal binding via cortical coincidence detection of specific and nonspecific thalamocortical inputs: a voltage-dependent dye-imaging study in mouse brain slices. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 99 (1), 449-454 (2002).
- Boucetta, S., Cisse, Y., Mainville, L., Morales, M., Jones, B. E. Discharge profiles across the sleep-waking cycle of identified cholinergic, gabaergic, and glutamatergic neurons in the pontomesencephalic tegmentum of the rat. J. Neurosci. 34 (13), 4708-4727 (2014).
- Datta, S., Siwek, D. F. Single cell activity patterns of pedunculopontine tegmentum neurons across the sleep-wake cycle in the freely moving rats. J. Neurosci. Res. 70 (4), 79-82 (2002).
- Datta, S., Siwek, D. F., Stack, E. C. Identification of cholinergic and non-cholinergic neurons in the pons expressing phosphorylated cyclic adenosine monophosphate response element-binding protein as a function of rapid eye movement sleep. Neuroscience. 163 (1), 397-414 (2009).
- Kayama, Y., Ohta, M., Jodo, E. Firing of 'possibly' cholinergic neurons in the rat laterodorsal tegmental nucleus during sleep and wakefulness. Brain Res. 569 (2), 210-220 (1992).
- Sakai, K., El Mansari, M., Jouvet, M. Inhibition by carbachol microinjections of presumptive cholinergic PGO-on neurons in freely moving cats. Brain Res. 527 (2), 213-223 (1990).
- Lindsley, D. B., Bowden, J. W., Magoun, H. W. Effect upon the EEG of acute injury to the brainstem activating system. Electroenceph. Clin. Neurophysiol. 1 (4), 475-486 (1949).
- Moruzzi, G. The sleep-waking cycle. Ergeb. Physiol. 64, 1-165 (1972).
- Moruzzi, G., Magoun, H. W. Brain stem reticular formation and activation of the EEG. Electroenceph. Clin. Neurophysiol. 1 (4), 455-473 (1949).
- Steriade, M., Constantinescu, E., Apostol, V. Correlations between alterations of the cortical transaminase activity and EEG patterns of sleep and wakefulness induced by brainstem transections. Brain Res. 13 (1), 177-180 (1969).
- Ishibashi, M., et al. Orexin receptor activation generates gamma band input to cholinergic and serotonergic arousal system neurons and drives an intrinsic Ca2+ -dependent resonance in LDT and PPT cholinergic neurons. Frontiers Neurol. 6, e120 (2015).
- Brown, R. E., Winston, S., Basheer, R., Thakkar, M. M., McCarley, R. W. Electrophysiological characterization of neurons in the dorsolateral pontine REM sleep induction zone of the rat: intrinsic membrane properties and responses to carbachol and orexins. Neuroscience. 143 (3), 739-755 (2006).
- Goetz, L., et al. On the role of the pedunculopontine nucleus and mesencephalic reticular formation in locomotion in non-human primates. J. Neurosci. 36 (18), 4917-4929 (2016).
- Fraix, V., et al. Pedunculopontine nucleus area oscillations during stance, stepping and freezing in Parkinson's disease. PLOS ONE. 8 (12), e83919 (2013).
- Luster, B., Hyde, J., D'Onofrio, S., Urbano, F. J., Garcia-Rill, E. Mechanisms behind gamma band activity in the pedunculopontine nucleus (PPN). Abstr Soc Neurosci. 38, 257.20 (2014).
- Luster, B., D'Onofrio, S., Urbano, F. J., Garcia-Rill, E. High-threshold Ca2+ channels behind gamma band activity in the pedunculopontine nucleus (PPN). Physiol. Rep. 3 (6), e12431 (2015).
