Summary
Hier presenteren we een methode om organismal vetgehalte in het derde instar (L3) larvale stadium van Drosophila melanogaster gemeten. Deze methode maakt gebruik van de relatief lage dichtheid van vetweefsel om onderscheid te maken tussen de larven met gewijzigde vetreserves. Drijfvermogen gebaseerde analyse is een waardevol hulpmiddel voor snelle, reproduceerbare en economisch screening.
Introduction
Drosophila melanogaster is gebruikt voor meer dan een eeuw in de studie van de genetica en andere fundamentele biologische vragen. In de afgelopen decennia is duidelijk geworden dat Drosophila is een krachtig instrument in de studie van vele ziekten bij de mens. 70 - 80% van de genen geassocieerd met ziekten bij de mens een geïdentificeerde fly ortholoog 1-4, Drosophila biedt een vereenvoudigde, doch vertaalbare systeem om complexe ziekten te bestuderen. Metabolisme in het bijzonder heeft geprofiteerd van een dergelijke studie. Niet alleen zijn de genetica van metabolisme goed geconserveerd tussen vliegen en mensen, maar de betrokken organen en celtypen zijn ook vergelijkbaar 2,5. Bijvoorbeeld, het vet lichaam van de vlieg winkels zowel triacylglyceriden (TAG) en glycogeen, functioneert analoog met die welke in zoogdierlijke lever en wit vetweefsel 6. Met behulp van Drosophila als model voor humane obesitas is enorm verbeterd ons begrip van lipidemetabolisme en de genetica van obesitas 7. Het larvale stadium van ontwikkeling is bijzonder nuttig voor het bestuderen van de scheiding van voedingsmiddelen bij opslag en gebruik zoals het is gewijd aan voeding en energieopslag in verpopping te gebruiken.
Momenteel zijn er veel verschillende kwantitatieve werkwijzen voor het bepalen vetopslag niveaus in Drosophila. De meest gebruikte methode is de gekoppelde colorimetrische assay (CCA) 8,9. CCA is ontwikkeld voor het bepalen TAG niveaus in serum en werkt op de vooronderstelling dat glycerol bevrijd van de ruggengraat van triglyceriden De volgende reacties ondergaan uiteindelijk resulteert in een redox-gekoppelde reactie opwekken van een gekleurd product. De absorptie van specifieke golflengten van licht wordt dan gemeten op de aanvankelijke hoeveelheid glycerol aanwezig bepalen. Echter, kan glycerol worden bevrijd van mono- en diacylglycerides naast TAG en derhalve kan geen nauwkeurige maat s bedragentroleerd lichaamsvet 9. Bovendien kan oog pigment gemalen volwassen vliegen storen met absorptie lezingen en compliceren resultaten 9,10. Daarom moet CCA vergezeld en gevalideerd door dunnelaagchromatografie (TLC), waardoor de scheiding van de meeste families lipide dat kan worden gekwantificeerd met densitometrie 10,11. Echter, sommige lipide klassen zoals sterolen niet worden geanalyseerd en moeten op een andere manier 12 worden gekwantificeerd. Massaspectrometrie (MS) is een nauwkeurige manier om alle klassen van de grote mobiele lipiden 12,13 kwantificeren. Echter, de lipide-extractie procedures die nodig zijn om te analyseren door MS zijn zowel tijdrovend (de meeste nemen bijna een hele dag) en kostbaar. Hier geven we een alternatieve methode om snel en goedkoop organismale vetgehalte bepalen de L3 larven van Drosophila melanogaster.
De methode hieronder maakt gebruik van het verschil in dichtheid tussen vetweefsel en mager weefsel. Mammalian fat weefsel heeft een dichtheid van ongeveer 0,9 g / ml 14 terwijl skeletspier een dichtheid van 1,06 g / ml 15. Dit verschil betekent dat dieren met hogere slaat vet lagere dichtheid dan dieren met een lagere winkels vet, waardoor ze beter zweven in een oplossing van vaste dichtheid hebben. Deze eigenschap maakt extreem snelle screening van een groot aantal dieren terwijl zowel goedkoop en niet-invasief. Drijfvermogen gebaseerde analyse is gebruikt om zowel de fenotypen van wijziging bekende regulatoren van vetgehalten en om nieuwe genetische en neurologische regulatoren identificeren van obesitas 16,17 bevestigen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. Verzamel eieren van Vliegen met genotypen van Interest
OPMERKING: Ideale kruisen bestaan uit 150 virgin vliegen en ten minste 75 mannen. De verzamelingen moet bestaan uit ten minste 200 vliegen.
- Bereid druif platen.
- Voeg 37,5 g agar tot 1,5 liter gedestilleerd water in een 4 L kolf.
- Autoclaaf water / agar mix voor 50 min bij 121 ° C (250 ° F).
- Terwijl water / agar mix is een autoclaaf, voeg 50 g sucrose tot 500 ml druivensap en roer met een roerstaaf op een verwarmde roer plaat totdat sucrose is opgelost.
- Zet het vuur en blijf roeren tot het druivensap / sucrose mengsel afkoelen tot onder de 70 ºC. Test de binnentemperatuur met een alcohol thermometer.
- Voeg 3 g Drosophila schimmelwerend middel (bijvoorbeeld Tegosept) tot druivensap / sucrose mengsel opwarmen en roer om op te lossen.
- Wanneer het water / agar mengsel uit de autoclaaf, laat de kolf afkoelen tot de aanraking door zwenken af en toe.
- Gebruik een serologische pipet tot 8 toe - 10 ml van de druif mengsel aan de deksel van een kleine petrischaal (35 x 10 mm stijl). Laat het mengsel hogere kroon dan de hoogte van het deksel muren om een convexe vorm te vormen.
- Sta druif platen afkoelen gedurende 2 uur bij kamertemperatuur geroerd en vervolgens in een luchtdichte houder bij 4 ° C.
- Bereid gist plakken.
- Voeg 6 ml fosfaatbufferoplossing (PBS) tot 4 gram levend actieve gedroogde gist in een 50 ml conische buis en meng met een spatel tot een gladde massa.
- Store gist plakken bij 4 ºC.
- Voeg een kleine klodder (ongeveer 1/8 theelepel) van gist deeg naar het midden van een druif plaat. Gladstrijken eventuele ruwe randen met een spatel.
- Plaats druif platen in een incubator totdat omgevingstemperatuur bereikt.
- Transfer vliegen van belang in een eicel opvangruimte en plaats druif plaat wet gist pasta naar binnen gericht op de top. Tape druif plaat om het ei collectie kamer om te voorkomen dat de plaat vallen. Zorg ervoor dat u belangrijke genotype en actuele informatie over de bodem van de druif plaat te schrijven.
- Upend het ei collectie kamer om de vliegen om eieren te leggen op de druif plaat.
- Plaats een doos of bedekken het ei verzameling kamers en plaats ze in een incubator bij 25 ºC.
- Laat vliegen om eieren te leggen voor 4-6 uur.
- Einde collectie door het nemen van de druif plaat uit het ei opvangruimte en de overdracht van de vliegen terug in hun fles voedsel. Gebruik een spatel om af te vegen overtollige gist plakken van de druif plaat. Store druif plaat in een grotere petrischaal in een bevochtigde incubator bij 25 ºC voor ~ 24 uur.
2. Breng Larven naar Experimental Eten
- Bereid experimentele voedsel.
LET OP: Dit voedsel recept is gebaseerd op de Bloomington voorraad centrum recept 18. belangrijke wijzigingenomvatten verhoogde hoeveelheid gist om de voedingswaarde van het levensmiddel optimaliseren zoals beoordeeld door timing van zwerven fase (tussen 112-120 uur na eierverzameling bij 25 ° C). Hoewel we dit recept ideaal voor de gezondheid en ontwikkeling van onze experimentele larven gevonden, geen voedsel recept is aanvaardbaar gezien kalibratie met positieve en negatieve controles, waarvan voorbeelden in stap 3.10 worden vermeld.- Meet 1600 ml gedestilleerd water.
- Meng 134 g maïsmeel, 10,6 g Drosophila Agar Type II, en wat water (~ 500 ml) in een 1 L beker. Meng gedurende 2 minuten met een gemotoriseerde handmixer.
- Meng 70 gram levend actieve gedroogde gist, 18,4 g sojameel, 84,8 g moutextract, en wat water (~ 500 ml) in een 1 L beker. Meng gedurende 2 minuten met een gemotoriseerde handmixer.
- Swirl elke beker en giet het in een 4 L kolf. Gebruik de rest van het water te spoelen de bekers en toe te voegen in de kolf.
- Meet 140 ml lichte glucosestroop en toe te voegen aan de kolf, meng door zwenken. </ Li>
- Autoclaaf gedurende 50 minuten bij 121 ° C (250 ° F) in de vloeibare omgeving.
- Na behandeling in een autoclaaf, giet het voedsel in een 4 L beker en laat afkoelen. Help het koelproces door het mengen met een gemotoriseerde handmixer.
- Zodra de kolf genoeg aan de orde is afgekoeld, voeg 8,8 ml propionzuur en 16,8 ml Drosophila antischimmelmiddel / ethanoloplossing. Goed mengen. (Voeg Drosophila anti-schimmel middel oplossing door het toevoegen van 380 g Drosophila anti-schimmel middel tot 1 L 200 proof ethanol en roeren op een warm bord totdat het is opgelost, zorg ervoor dat de oplossing niet hoger is dan 70 ºC.)
- Giet voedsel in flesjes tot het eten ongeveer 1 inch diep en laat het afkoelen bij kamertemperatuur 2-3 uur. Plug flesjes en op te slaan in een incubator bij 25 ºC. Gebruik binnen een week.
- Duik een spatel een paar keer in de bovenste laag van de flacon van het voedsel te scoren. Dit zal helpen de larven te graven en te voeden.
- 22-24 uur na ei collectie heeftended, gebruik dan een kleine penseel tot 50 eerste larvestadium (L1) larven van ongeveer dezelfde grootte te verzamelen. Plaats larven in de experimentele voeding. Reinig het penseel op een laboratorium doekje en zorgen dat er geen resterend larven op de verfkwast over te gaan naar een ander genotype.
- Plaats flacon van larven in een incubator bij 25 ° C en laten ontwikkelen.
3. Bepaal vetgehalte in Larven
- Bereid oplossingen.
- Bereid 1 L 10x PBS voorraad.
- Voeg 80 g NaCl, 2 g KCl, 14,4 g Na 2 HPO 4 en 2,4 g KH 2 PO 4-800 ml water in een 2 L bekerglas met een roerstaaf. Roer met geen warmte totdat alle zouten worden opgenomen. Breng de pH tot 7,4. Verhoog het volume op 1 liter met water.
- Bereid 2 L 1x PBS. Voeg 200 ml 10x PBS stockoplossing aan 1800 ml water.
- Gebruik deze voorraad 1x PBS om 20% w / v sucrose.
- Bereid 1 L 10x PBS voorraad.
- Verwijder de flacon van larven van deincubator zodra er 20-40 larven dwalen de zijkanten van de flacon (meestal op de vijfde dag na de ei-collecties). De datum en tijd van de test en het aantal larven zwerven.
- Bereid experimentele door toevoeging van 11,5 ml PBS en 9 ml 20% sucrose een 50 ml conische buis.
- Voeg 20% sucrose aan het flesje tot het 0,5-1 inch vanaf de bovenkant van de flacon.
- Met een spatel roer de toplaag van voedsel aan vrije larven die nog gravende in het voedsel. Alle larven naar de oppervlakte van het sucrose-oplossing.
- Tang om de larven voorzichtig brengen in de oorspronkelijke sucrose concentratie van stap 3,3.
- Met een spatel roer de larven in deze oplossing.
- Cap de conische buis en upend meerdere malen om de oplossing goed te mengen.
- Haal het beschermkapje van de conische buis en schud om een zachte vortex te creëren.
- Laat de larven bezinken, hetzij drijven naar de top van de oplossing of siNKing onderaan. Wacht 2-5 minuten voor de larven om zich te vestigen.
LET OP: Als er nog steeds larven die niet zijn zeker ofwel drijvende of zinken, kies een lijn te gebruiken als een afkappunt om de larven te bestempelen als ofwel een floater of een verzwaringslichaam. Breng dit hetzelfde criterium om alle genotypen. We gebruiken de hoek bij de bodem van de conische buis als onze grens. ADP of Sir2 17 mutant larven kan worden gebruikt als een positieve controle en lsd2 19 mutanten kan worden gebruikt als negatieve controle voor het kalibreren van de test. - Noteer het aantal drijvende larven en de specifieke geteste concentratie.
- Voeg 1 ml 20% sucrose om de experimentele oplossing om de dichtheid te verhogen.
- Herhaal stap 3,7-3,10. Noteer het aantal drijvende larven en deze nieuwe concentratie.
- Verder stappen 3,12 en 3,13 tot ten minste 95% van de larven drijven.
- Gebruik een tang om alle larven verzamelen in een dissectie schotel gevuld met PBS.
- ObsErve larven onder een microscoop en de opmerking als er sprake is van kleine larven, pre-poppen, poppen, of enige andere verschillen tussen genotypen.
Opmerking: In het ideale geval zouden alle larven homogeen en tegelijk ontwikkelingsstadium weergegeven. We hebben alleen waargenomen in overeenstemming vet metingen onder deze omstandigheden. - Noteer het totale aantal larven.
- Behulp van een tang, transfer 10 larven naar een laboratorium vegen drogen. Label een microcentrifugebuis en plaats 10 larven in de buis.
- Flash bevriezen van de larven in vloeibare stikstof. Bewaar de buis bij -20 ºC.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Figuur 1 geeft een voorbeeld van hoe het drijfvermogen gebaseerde test zowel hogere als lagere vetopslag in genetisch gemanipuleerde larven kunnen detecteren. Figuur 1A toont dat excitatie of silencing van een bepaalde subset van neuronen (E347) in het larvale hersenen induceert lagere en hogere vetgehalte winkels respectievelijk. Dezelfde genetische achtergrond controle werd gebruikt in beide gevallen. Figuur 1B is een voorbeeld van hoe dit fenotype verkregen door de dichtheid assay wordt bevestigd door neutrale lipide-extractie en kwantitatieve bepaling door GCMS.
Figuur 1. neuronale functie in specifieke regio's van het larvale Brain is noodzakelijk en voldoende voor Lichaamsvet verordening. Neuronale activiteit in de aangegeven E347-GAL4 lijn werd het zwijgen opgelegd door overexpressie van Shi DNOf geactiveerd door overexpressie van NB, zoals aangegeven in de thickness on lichaamsvet werden beoordeeld. (A) Percentage zwevende larven aan evenwicht in verschillende dichtheid oplossingen. Vijftig larven per biologische duplo onderzocht, n = 7-9 biologische replicaten per genotype (B) Procent lichaamsvet (totaal neutrale lipiden zoals fosfolipiden en triacylglyceriden gedeeld door lichaamsgewicht) zoals gemeten met GCMS 17,20 (n = 8).. GAL4-only blauwe lijnen of balken geven (geen UAS) dieren gekruist met w 1118 te controleren voor de effecten van de genetische achtergrond. P-waarden vertegenwoordigen de resultaten van tweezijdige t-tests. **** P <0,0001, *** P = 0,0001-0,001, ** p = 0,001-0,01, * P = 0,01-0,05. Fout balken geven SEM. Dit cijfer is aangepast 16. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Er zijn een groot aantal technieken die zijn ontwikkeld om lipiden te meten 8-10. Echter, elk van deze methoden geleverd met een aantal belangrijke nadelen zijn die onder het drijfvermogen gebaseerde test hierboven beschreven. Ten eerste, deze test is erg snel. Het testen van een volledige concentratie gradiënt duurt niet langer dan 30 - 60 min. Dit is een enorme verbetering ten opzichte van de meeste van de technieken die momenteel worden gebruikt. Bijvoorbeeld lipide kwantificering door MS duurt 7-9 uur om de lipiden en nog eens enkele uren te isoleren om ze te analyseren. Dit is een sterke afschrikmiddel bij het uitvoeren van een scherm een groot aantal dieren. Door het meten van een snelle drijfvermogen fenotype, kan men snel richten op de genotypes die het fenotype van belang hebben. Ten tweede, de dichtheid assay vereist enige gemeenschappelijke reagentia zoals zouten (voor PBS) en sucrose. Dit maakt het veel gemakkelijker en goedkoper om een groot aantal larven screenen of snel testen interessante genotype. Ten slotte is dit protocol is non-invasieve en larven nog in leven eind. Dit staat verdere experimenten uit te voeren op dieren zoals specifieke lipide kwantificering of transcript of eiwitanalyse. Bovendien kan teruggewonnen larven worden toegestaan verder te groeien naar volwassenheid.
Een bijkomend voordeel van deze techniek meer is toegenomen gevoeligheid voor kleine veranderingen in vet in een populatie. Door het uitvoeren geheel concentratiegradiënt op een populatie van 50 larven, kunnen geringe verschuivingen in de populatie vetgehalten worden gekenmerkt door een verandering in de tussenliggende concentraties, hoewel de concentratie waarbij de larven gaan drijven en zijn totaal dreven mag niet anders dan controles zijn . Deze kleine verschuiving in de populatie steeds niet geïdentificeerd door andere vetstoffen kwantificering methoden ze een grote groep larven eisen te analyseren. De dichtheid assay anderzijds ondervraagt individuen in de populatie en kan dus identificeren these kleine veranderingen of verschuivingen in de totale verdeling van de bevolking.
Aangezien deze techniek is gebaseerd op de dichtheid van de oplossing voor betrouwbare resultaten, is het uiterst belangrijk dat de PBS- en sucrose oplossingen constant gemaakt. Wij hebben gevonden dat verschillende PBS recepten produceren verschillen in dichtheid van de oplossing, wat leidt tot wisselende resultaten. We gebruiken het recept hierboven beschreven voor consistente resultaten. Bovendien maakt de 20% sucrose uit dezelfde partij 1x PBS is belangrijk omdat het resulteert in hetzelfde milieu oplossing dichtheid. Wanneer de twee oplossingen werden afzonderlijk gemaakt, kunnen kleine variaties in de dichtheid PBS brengen extra variabele dichtheid dan de toevoeging van sucrose aan de experimentele conische flacon. Ten slotte kan verdampen een probleem zijn, omdat de tijd de oplossing meer geconcentreerd door verdamping van het water zal worden. Het is daarom belangrijk om de flessen stevig dop en de oplossing wekelijks herscheppen zodat de experimenteleoplossingen consistent blijven.
Onder bovenstaande stappen zijn er verschillende kritische stappen dat als gewijzigd, kan leiden tot onnauwkeurige resultaten door het drijfvermogen assay. Ten eerste is het belangrijk dat de larven overgebracht naar de experimentele voeding flacon dezelfde leeftijd. Overbrengen larven die variëren in grootte resulteert in larven in verschillende ontwikkelingsstadia toen de drijfvermogen test wordt uitgevoerd. Dit protocol is ontwikkeld om veranderingen in vetgehalte bepalen zwervende L3 larven en niet optimaal werkt voor vervroegde L3 of pre-poppen of hoger. Vroeg derde instar larven neiging onafhankelijk drijven vet niveaus, terwijl pre-poppen en poppen sink zelfs bij de hoogste gebruikte concentraties. Daarom, de leeftijd van de L1 larven overgedragen kritisch. Ook het punt waar de ampul genomen om het drijfvermogen assay uit te voeren belangrijk. Om dezelfde faseveranderingen bovengenoemde redenen dient de flacons worden bij 20 -40 larven dwalen om ervoor te zorgen accurate densiteitmetingen. Bovendien, het aantal L1 overgedragen kunnen results eveneens beïnvloeden. De brede flesjes die in dit protocol toe 50 larven te eten zonder dat de concurrentie tijdens de ontwikkeling. Een veel groter aantal larven overgedragen dan zal dit resulteren in strijd om voedsel en kunnen hebben op de hoeveelheid vet onafhankelijk van genotype opgeslagen.
Er kunnen genotypes zulke extreem hoge vetgehalten die de meeste of alle larven drijven op het eerste concentratie. In dit geval kan het protocol worden gemodificeerd door verlaging van de concentratie van de uitgangsoplossing om een volledig spectrum van de verdeling bevolkingsdichtheid verkrijgen. Anderzijds kan een specifiek genotype zodat lean er geen larven drijft in de oorspronkelijke sucrose. In dit geval kan de eerste stappen worden weggelaten en een hogere beginconcentratie gebruikt. Deze test is zeer flexibel en kan worden aangepast om beter te passen uiteenlopende vetpercentage.Wij adviseren het gebruik van controles, zoals passende wild type dieren (gecontroleerd voor genetische achtergrond), positieve controles (opgericht vet mutanten, zoals ADP of Sir2 17), en negatieve controles (gepubliceerd lean mutanten zoals lsd2 19). Juiste gebruik van dit protocol zal toelaten toekomstige screening van collecties van nieuwe regulatoren van het metabolisme en obesitas aanleg bepalen. Bovendien is dit protocol biedt een eenvoudige manier voor onderzoekers op elk gebied te testen of de genetische manipulatie plaats veroorzaakt een verandering van vetgehalte, zonder de noodzaak voor complexe protocollen of dure apparatuur. Dit protocol zal helpen om de complexe relatie tussen genetica en obesitas te helderen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Bacto Agar | VWR | 214030 | |
| Welch's Original 100% Grape Juice | |||
| Sucrose | Fisher | S512 | |
| Tegosept | Genesee Scientific | 20-259 | |
| Ethanol | 200 proof | ||
| Baker's yeast | Fleichmann's | ||
| Yellow Corn Meal | Quaker | Enriched degerminated | |
| Drosophila Agar Type II | Apex | 66-104 | |
| Soy Flour | ADM Specialty Ingredients | 062-100 | |
| Malt Extract | Breiss | 5748 | |
| Light Corn Syrup | Karo | ||
| Propionic Acid | VWR | U330-09 | |
| Sodium chloride | Fisher | 50147491 | |
| Potassium phosphate monobasic | Sigma | P5655-100G | |
| Sodium phosphate anhydrous | Fisher | S3933 | |
| Potassium chloride | Fisher | P330-500 | |
| 35 x 10 mm petri plate | Fisher | 08-757-100A | |
| 50 ml Conical | Fisher | 50-869-569 |
References
- Bier, E. Drosophila, the golden bug, emerges as a tool for human genetics. Nat Rev Genet. 6, 9-23 (2005).
- Liu, Z., Huang, X. Lipid metabolism in Drosophila development and disease Using Drosophila System to Study Lipid Metabolism Lipids Function in Drosophila Early Development. Acta Biochim Biophys Sin. 45 (1), 44-50 (2013).
- Ruden, D. M., Lu, X. Evolutionary conservation of metabolism explains howDrosophila nutrigenomics can help us understand human nutrigenomics. Genes Nutr. 1 (2), 75-84 (2006).
- Wolf, M. J., Rockman, H. A. Drosophila, genetic screens, and cardiac function. Circ. Res. 109, 794-806 (2011).
- Trinh, I., Boulianne, G. L. Modeling obesity and its associated disorders in Drosophila. Physiology (Bethesda). 28 (2), 117-124 (2013).
- Azeez, O. I., Meintjes, R., Chamunorwa, J. P. Fat body, fat pad and adipose tissues in invertebrates and vertebrates: the nexus. Lipids Health Dis. 13, 71 (2014).
- Dourlen, P., Sujkowski, A., Wessells, R., Mollereau, B. Fatty acid transport proteins in disease: New insights from invertebrate models. Prog. Lipid Res. 60, 30-40 (2015).
- Hildebrandt, A., Bickmeyer, I., Kühnlein, R. P. Reliable Drosophila body fat quantification by a coupled colorimetric assay. PLoS One. 6 (9), e23796 (2011).
- Tennessen, J. M., Barry, W. E., Cox, J., Thummel, C. S. Methods for studying metabolism in Drosophila. Methods. 68, 105-115 (2014).
- Al-Anzi, B., Zinn, K. Colorimetric measurement of triglycerides cannot provide an accurate measure of stored fat content in Drosophila. PLoS One. 5 (8), e12353 (2010).
- Thanh, N. T. K., Stevenson, G., Obatoml, D., Bach, P. Determination of Lipids in Animal Tissues by High-Performance Thin-Layer Chromatography with Densitometry. J. Planar Chromatogr. 13, 375-381 (2000).
- Borrull, A., Lopez-Martinez, G., Poblet, M., Cordero-Otero, R., Rozes, N. A simple method for the separation and quantification of neutral lipid species using GC-MS. Eur. J. Lipid Sci. Technol. 117, 274-280 (2015).
- Shui, G., et al. Toward one step analysis of cellular lipidomes using liquid chromatography coupled with mass spectrometry: application to Saccharomyces cerevisiae and Schizosaccharomyces pombe lipidomics. Mol. Biosyst. 6, 1008-1017 (2010).
- Farvid, M. S., Ng, T. W. K., Chan, D. C., Barrett, P. H. R., Watts, G. F. Association of adiponectin and resistin with adipose tissue compartments, insulin resistance and dyslipidaemia. Diabetes. Obes. Metab. 7 (4), 406-413 (2005).
- Urbanchek, M. G., Picken, E. B., Kalliainen, L. K., Kuzon, W. M. Specific force deficit in skeletal muscles of old rats is partially explained by the existence of denervated muscle fibers. J. Gerontol. A. Biol. Sci. Med. Sci. 56A (5), B191-B197 (2001).
- Mosher, J., et al. Coordination between Drosophila Arc1 and a specific population of brain neurons regulates organismal fat. Dev. Biol. 405 (2), 280-290 (2015).
- Reis, T., van Gilst, M. R., Hariharan, I. K. A buoyancy-based screen of drosophila larvae for fat- storage mutants reveals a role for Sir2 in coupling fat Storage to Nutrient Availability. PLoS Genet. 6 (11), e1001206 (2010).
- Current Bloomington Recipe for Drosophila Medium. , Bloomington Drosophila Stock Center at Indiana University. Available from: http://flystocks.bio.indiana.edu/Fly_Work/media-recipes/bloomfood.htm (2014).
- Teixeira, L., Rabouille, C., Rørth, P., Ephrussi, A., Vanzo, N. F. Drosophila Perilipin/ADRP homologue Lsd2 regulates lipid metabolism. Mech. Dev. 120 (9), 1071-1081 (2003).
- Perez, C. L., Van Gilst, M. R. A 13C Isotope Labeling Strategy Reveals the Influence of Insulin Signaling on Lipogenesis in C. elegans. Cell Metab. 8, 266-274 (2008).
