Summary
La larve de drosophile est un système modèle puissant pour étudier le contrôle neuronal du comportement. Cette publication décrit l'utilisation de canaux d'agarose linéaires pour obtenir des combats soutenus de rampants et méthodes linéaires pour quantifier la dynamique des structures larvaires pendant un comportement répétitif ramper.
Abstract
Drosophila crawling larvaire est en train de devenir un modèle puissant pour étudier le contrôle neuronal du comportement sensorimotrice. Cependant, le comportement de rampement larvaire sur des surfaces ouvertes à plat est complexe, y compris: une pause, se tournant et serpentant. Cette complexité dans le répertoire de mouvement empêche une analyse détaillée des événements qui se produisent pendant un cycle crawl enjambée unique. Pour surmonter cet obstacle, les canaux d'agarose linéaires ont été faites qui limitent le comportement des larves à droite, soutenue, crawling rythmique. En principe, parce que les canaux d' agarose et le corps des larves de drosophile sont tous deux optiquement clair, le mouvement des structures larvaires marquées par des sondes fluorescentes génétiquement encodés peut être contrôlée intacte, les larves librement en mouvement. Dans le passé, les larves ont été placées dans des canaux linéaires et rampants au niveau de l' organisme entier, un segment, et les muscles ont été analysés 1. Dans le futur, les larves rampant dans les canaux peut être utilisé pour l'imagerie du calcium pour surveiller la neurol'activité finale. De plus, ces méthodes peuvent être utilisées avec des larves d'un génotype et avec un canal de chercheur conçu. Ainsi , le protocole présenté ci - dessous est largement applicable pour les études utilisant la larve de drosophile comme modèle pour comprendre le contrôle moteur.
Introduction
L'objectif global de cette méthode est d'étudier la drosophile crawling larvaire en détail. Des expériences sur la locomotion ont joué un rôle important dans le développement et tester des théories sur le contrôle moteur 2. Traditionnellement locomotion a été étudiée chez les animaux aquatiques (par exemple, sangsue, lamproie, têtard) 3. La nature répétitive de la locomotion chez ces animaux a permis l'étude de rythmogenèse, pour l'analyse des événements biophysiques locomotion de conduite, et pour la surveillance des modes de tir de neurones qui accompagnent la locomotion.
L'utilisation de larves de drosophile pour les études de locomotion présente une combinaison unique d'avantages par rapport à d' autres systèmes modèles: génétique faciles, le développement bien caractérisé, un corps qui est optiquement clair au premier et deuxième stades, et un électron de transmission en cours de reconstruction microscopique de l'ensemble système nerveux 4-6. Cependant, la drosophile larvaire locomouvement sur des surfaces ouvertes à plat est un peu complexe , y compris les pauses, tourne, et sinueuse rampe 7. Cette publication présente une méthode pour utiliser des canaux d'agarose linéaires pour guider Drosophila comportement locomoteur des larves de telle sorte que les larves effectuer soutenue, le comportement de rampement droite, rythmique.
Étudier le comportement des larves de Drosophila dans les canaux d' agarose, au lieu de comportement sur des surfaces plates ouvertes, présente plusieurs avantages. Premièrement, elle permet aux chercheurs de choisir spécifiquement ramper le comportement des nombreux mouvements qui font partie du répertoire comportemental larvaire. D'autre part, en réglant la largeur du canal par rapport à la taille du corps de la larve, la vitesse peut être ajustée en rampant. En troisième lieu, les canaux permettent la larve d'être vu à partir dorsale, ventrale ou latéral en fonction de la chenille est chargé et orienté à l'intérieur du canal. Cette polyvalence d'orientation larvaire permet pour chaque structure d'intérêt pour être continuellement visible pendant l'exploration. Quatrième,les canaux sont aptes à être utilisé avec une grande variété de microscopes et d'objectifs. Par exemple, les chaînes linéaires peuvent être utilisés pour l' imagerie à basse résolution sur stéréoscopes champ clair et / ou pour imagerie à haute résolution sur le filage-disque microscopes confocaux 1. Cinquièmement, cette méthode peut être utilisée en combinaison avec des manipulations neuronales optogénétiques / thermogénique dans tout contexte génétique. Enfin, parce que le corps de la larve (au premier et deuxième stades) et les canaux d'agarose sont optiquement clair, les canaux peuvent être utilisés lors de l'étude des mouvements dynamiques, ou des changements dans l'intensité de fluorescence des structures larvaires marquées par des sondes fluorescentes génétiquement encodés.
La méthode décrite est appropriée pour des études cinématiques détaillées de première et de deuxième stade Drosophila comportement des larves. Cette publication analyse les changements dynamiques dans l'intensité de fluorescence du système nerveux central au cours des larves rampant vers l'avant pour démontrer l'utilisation de canaux et comme un précurseur de neuimagerie calcique ronal.
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Protocol
1. Préparation de Larves
- Une semaine avant le comportement d'enregistrement, mettre en place une croix (minimum de 25 vierges et 5 mâles). Maintenir tous les croisements et la descendance à 25 ° C.
NOTE: La température des conditions de culture peut être modifiée, mais la ligne de temps décrite ci-dessous devrait être ajusté pour tenir compte des variations de la vitesse de développement. - 5 jours avant l'enregistrement, la première chose le matin, placez la croix dans une collection cage avec un bouchon de gélose / jus et un dab (0,5-1 ml) de pâte de levure dans le centre de la calotte agar / jus.
- Pour faire une collection cage, percer des trous dans un 6 oz polyéthylène carré Drosophila de la bouteille.
- Pour bouchons agar / jus, mélanger 18 g d'agar-agar avec 600 de l'eau dans un flacon conique. Dans un ballon mélange 20 g de saccharose séparée avec 200 ml de jus de pomme. Micro-ondes jusqu'à ce que les solides soient dissous. Mélanger et remuer, permettant le mélange refroidir à 60 ° C. Ajouter 20 ml 10% de méthyl-p-hydroxybenzoate dans 95% d'éthanol, et remuer. Ajouter ~ 7ml à la moitié inférieure d'une boîte de Pétri ronde 35 x 10 mm. Laisser agar / jus de se solidifier pendant 1 heure à température ambiante. Conserver à 4 ° C.
- Pour faire de la pâte de levure, ajouter des parties égales en volume de levure sèche et de l'eau. Conserver à 4 ° C.
- Vérifiez la santé des collections larvaires.
- Dans la matinée, 4 et 3 jours avant l'enregistrement, retirez le bouchon et placer un nouveau cap sur la cage. Changez les bouchons à la même heure chaque jour pour obtenir une collection de 24 heures d'oeufs et de larves nouvellement écloses.
- Après chaque bouchon est enlevé, l'examiner pour voir combien d'oeufs la croix est la pose. Attendez-vous entre 500-2000 oeufs. Réglez le nombre d'adultes, si nécessaire.
NOTE: Quelques oeufs devraient éclore en larves ont, et les larves nouvellement écloses seront trouvés loin de la pâte de levure. - Âge chaque chapeau pendant 24 heures. Réexaminer le bouchon afin de déterminer si les larves sont en bonne santé.
REMARQUE: La plupart des œufs devraient éclore en larves ont, et les larves auraient rampé dans le yepâte de ast. Les signes de mauvaise santé comprennent un grand nombre d'oeufs non éclos, morts organismes larvaires loin de la pâte de levure, et les larves avec des taches sombres significatives dans l'abdomen, ce qui indique une réaction immunitaire. Si les larves sont insalubres, changer la cage, assurez capsules fraîches / pâte de levure, et vérifier le génotype. - Jeter les vieux chapeaux.
- Recueillir les larves pour les enregistrements de comportement.
- À la fois 2 et 1 jour avant l'enregistrement, retirez le bouchon et le remplacer par un bouchon frais.
- Etiqueter chaque capuchon retiré et maintenir à 25 ° C. Ceci va produire une série progressive de larves pour les enregistrements de comportement. Larves de nouvellement éclos (0-4 h après l'éclosion) par deuxième stade larvaire (24-48 h après l'éclosion) peut être utilisé dans les canaux. Enregistrer bouchons pour les enregistrements sur deux jours consécutifs.
- Jeter tous les bouchons après 48 heures.
- Si nécessaire, répétez les étapes 1.4.1-1.4.3 jusqu'à 5 d supplémentaire. Après que moins d'œufs fécondés sont produits.
- Préparer PDMS linéaires de canal (Polydiméthylsiloxane, un élastomère de silicone) de moule de coulée (figure 1A). PDMS casting moules sont disponibles auprès du laboratoire Heckscher sur demande.
- Nettoyer le moule de coulée avec de l'alcool isopropylique. Sécher à l'air, séchez avec des lingettes de laboratoire, ou utiliser de l'air en conserve.
- Placez le moule de coulée dans une boîte de Pétri couvercle 10 cm ou un autre récipient.
- Préparer et verser la solution d' agarose.
- Faire une solution à 3% d'agarose dans de l'eau (3 g dans 100 ml) par micro-ondes jusqu'à dissolution complète.
- Laisser refroidir à 55 ° C, ce qui permet aux bulles de monter à la surface.
- Verser le mélange d'agarose dans la boîte de Pétri contenant le moule de coulée de sorte que le moule soit juste recouverte. Laissez ensemble agarose jusqu'à solidifié.
- Retirez les canaux d'agarose du moule de coulée. Rogner les bords du disque d'agarose avec une lame de rasoir.
- Mettez le canals dans un plat de 10 cm Petri immergé dans l'eau. Ils peuvent être conservés à 4 ° C pendant 7 jours.
3. Charger un Larve dans un canal à enregistrer Comportement
NOTE: Si le stockage des canaux à 4 ° C, permettent de venir à canaux RT avant d'utiliser pour l'enregistrement du comportement.
- Utilisez une lame de rasoir propre pour couper un seul canal de ceux préparés à l' étape 2 (figure 2A).
- Utiliser une paire de pinces pour placer le canal latéral rainuré sur une lamelle de verre (figure 2B). La taille et l'épaisseur de la lamelle dépend de la portée spécifique utilisée pour l'imagerie.
- Utilisez une pince fine pour sélectionner une larve du bouchon agar / jus préparé à l' étape 1 et le placer dans le canal de coupe (figure 2C).
- Ne pas presser la larve. Prenez-le délicatement avec la pointe de la pince tine. Il est également possible de manipuler la larve avec un pinceau à pointe fine.
NOTE: Ceci est important car les larves sont très senSitive au toucher. Si elles ne sont pas manipulés avec soin, les réponses nociceptives pourraient dominer leur comportement pendant les premières secondes de l'expérience. - Laver les larves par brièvement immergeant dans l'eau.
- Après avoir placé la larve sur le canal de coupe, utilisez la pointe de la pince tine pour taquiner doucement la larve dans le bosquet de canal.
REMARQUE: Pour la plupart des applications de la largeur de la larve et la largeur du canal doivent correspondre. La largeur moyenne des larves à différents stades de développement suit: 0 h après l' éclosion - 140 um, 24 h après l' éclosion - 180 um, 48 h après l' éclosion - 320 um, 72 heures après l' éclosion - 500 um, 96 h après l' éclosion - 750 um 8. Canaux viennent dans les largeurs suivantes: 100, 150, 200, 250, et 300 um, et tous les canaux sont de 150 um de profondeur. - Utilisez la pointe d'une dent ou d'un pinceau pince pour ajuster la position de la larve dans le canal. Il peut être orienté dans toutes les directions: ventralejusqu'à ventral vers le bas, d'un côté ventral, en fonction de la structure doit être imagée.
- Ne pas presser la larve. Prenez-le délicatement avec la pointe de la pince tine. Il est également possible de manipuler la larve avec un pinceau à pointe fine.
- En utilisant des pinces, retournez doucement le canal sur de telle sorte que la larve est maintenant sur le verre de protection. Placez une ou deux gouttes d'eau aux extrémités du canal de sorte qu'il se remplit d'eau (figure 2D).
- Soulevez doucement les côtés du canal pour éliminer les bulles d'air.
- Ajuster l'orientation de la larve. Pour ce faire, pousser doucement le canal, mais pas le verre de couverture pour rouler la larve. Si cela ne change pas l'orientation, retirez le couvercle en verre et d'ajuster la position larvaire. La larve est prête à être imagé.
- Image du canal / lamelle sur un microscope inversé. Si l'imagerie sur un microscope droit, inverser simplement le canal / lamelle.
4. Mesurer entité d'intérêt dans l'enregistrement du comportement
- Pour une structure d'intérêt (par exemple, la queue, CNS), mesurer une caractéristique d'intérêt (par exemple ,, L'intensité de fluorescence, l'emplacement) au fil du temps.
NOTE: Des structures telles que la tête et la queue peuvent être annotées manuellement. Par exemple, la tête peut être identifié comme contenant buccaux sombres crochets en forme de H, la queue peut être identifié comme contenant spiricles trachéales postérieures. Ce document met l'accent sur le cordon nerveux. Utilisez la ligne de GAL4 elav-GAL4 neuronal pour conduire un transgène UAS-myr-GFP (elav> GFP) 9,10 pour marquer par fluorescence du système nerveux central (SNC). Le CNS contient deux lobes du cerveau antérieur attachés à la moelle épinière, qui se prolonge à la partie postérieure (Figure 3). - Mesurer l'intensité de pixel du nerf cordon (f (NC)) à chaque point de temps (t). Ci-dessous décrit une approche manuelle d'annotation, mais cette étape peut être automatisée.
- Aux Fidji (ou un logiciel similaire) dans le menu 'Analyser' utiliser les "Mesures Set ..." boîte de dialogue pour indiquer la valeur de gris moyen et slice position.
- Dessiner manuellement une boîte dans le centre de la moelle épinière dans la première image du film (Figure 3). Cette étape pourrait également être automatisé avec des algorithmes de segmentation d'image et d'enregistrement.
- Utilisez la commande "Mesure" dans le menu "Analyser" pour signaler l'intensité moyenne de pixels dans la région encadrée d'intérêt. Cela génère une fenêtre "Résultats".
- Dans l'image suivante, repositionner manuellement la boîte sans redimensionnement à l'aide des touches fléchées. Utilisez à nouveau la commande "Mesure". Les résultats mis à jour seront affichés dans la fenêtre "Résultats". Répétez cette étape pour chaque trame d'intérêt.
- Enregistrer la commande "Résultats" en utilisant "Enregistrer sous ..." dans le menu Fichier. Les résultats seront exportés sous forme de fichier .xls.
5. Analyser les mesures
- Normaliser chaque f (NF) de la valeur à une valeur comprise entre 0 et 1 (z (t) </ Em>).
- Dans une feuille de calcul (ou un autre programme), ouvrez le fichier Results.xls. Ce fichier aura deux colonnes représentant le numéro d'image et de l'intensité de fluorescence moyenne.
- Faire une nouvelle colonne et utiliser la formule z (t) = f (NC [t]) -min (f [NC]) / max (f [NC]) -min (f [NC]) pour générer une valeur de fluorescence normalisée correspondant à chaque point temporel.
- Déterminer la période foulée pour chaque foulée dans l'enregistrement.
NOTE: Un cycle de foulée est l'unité de mouvement du corps entier répétitif pour l'avant (et arrière) ramper. Par convention un terme commence foulée (et extrémités) avec le mouvement vers l' avant de la queue, la tête, et d' autres organes internes tels que l'intestin ou CNS 1.- Inspecter manuellement l'enregistrement du comportement et enregistrer les temps d'initiation (i) de chaque foulée (i (Stride Cycle [n])).
NOTE: Dans l'exemple ci-dessous, le mouvement vers l'avantdu système nerveux central comme l'ouverture d'un cycle de foulée a été utilisé (Figure 3). - Pour chaque foulée calculer la période: Δ t (cycle Stride) = i (Stride Cycle [n + 1]) -i (Stride Cycle [n]).
- Inspecter manuellement l'enregistrement du comportement et enregistrer les temps d'initiation (i) de chaque foulée (i (Stride Cycle [n])).
- Calculer le pourcentage du cycle de foulée écoulé pour chaque point de l'enregistrement du temps.
- Faire une colonne supplémentaire dans le fichier de feuille de calcul représentant le temps écoulé depuis le début d'un cycle de foulée (c). Régler l' heure depuis le début de foulée à zéro au début de chaque foulée (c (Stride Cycle [n]) = 0). Régler les temps après l'initiation en conséquence.
- Faire une colonne supplémentaire dans le fichier de feuille de calcul représentant le cycle pour cent de foulée écoulé (cycle de foulée%) Divisez fois ajustés par période foulée et multiplier par 100 pour convertir en pourcentage du cycle de foulée écoulée:.% Cycle de foulée = (c (Stride Cycle [n] )) / (Δ t (Cycle Stride) * 100).
6. Générer coordonnées polaires Parcelles pour représenter la dynamique des structures d'intérêt au cours du cycle de Crawl
- Dans MATLAB, utilisez dialogue 'importation de données »dans l'onglet Accueil pour importer le Results.xls mis à jour.
- Faire un nouveau tableau "Theta" Valeurs de cycle de foulée contenant pour cent (cycle de foulée%). ( "Theta = Var1" où Var1 représente le cycle de foulée%).
- Faire un nouveau tableau "Rho" contiennent des valeurs de fluorescence normalisés (z (t)). ( "Rho = Var2" où Var2 représente z (t)).
- Utilisez la commande 'polarplot' pour faire de coordonnées polaires parcelles avec le cycle pour cent de la foulée que l'angle, et la fluorescence que le rayon ( "polarplot (Theta, Rho)").
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Representative Results
Cet article décrit une méthode pour guider le comportement des larves de drosophile en utilisant des canaux d' agarose et pour mesurer la dynamique des structures larvaires sur un cycle d'analyse. Larves dans les canaux linéaires effectuer des épisodes soutenus de crawling rythmique (Figure 3). Parce que les larves et les canaux sont optiquement clair, les canaux peuvent être utilisés avec des larves exprimant des sondes fluorescentes exprimées dans toute structure d'intérêt. Nous avons enregistré des larves exprimant la GFP dans tous les neurones (elav-Gal4 / +; UAS-myr-GFP / +) et surveillé les changements dynamiques dans l' intensité de fluorescence dans la moelle épinière au cours du cycle d'exploration. Nous montrons que le CNS se déplace vers l' avant à peu près en même temps que la tête et la queue des larves (figure 4A-B). Comme une onde de contraction du muscle passe le long de l'axe du corps, le système nerveux central se déplace dans et hors du plan de focalisation provoquant la fluorescence de la moelle épinière à changer (figure 4). Pour quantifier chan gements dans le nerf cordon intensité de fluorescence pour plusieurs progrès dans plusieurs animaux que nous représentent les données sur une parcelle de coordonnées polaires (figure 4C). Traçage des données sur des parcelles de coordonnées polaires montre que la dynamique de la fluorescence nerveuse de la moelle au cours du cycle de foulée suit un modèle reproductible.
Figure 1: Conception de canaux linéaires de guide Drosophila larvaire Ramper Comportement (A) La conception du dispositif microfluidique utilisé pour fabriquer des canaux d'agarose linéaires est représenté.. Les largeurs des canaux dans ce dispositif varient 100 à 300 um par tranches de 50 um. La profondeur est de 150 um. (B) Une larve de drosophile est chargé dans un canal d'agarose. Une vue dorsale est représentée avec antérieure (tête) vers la droite. Barre d'échelle = 200 um.4892 / 54892fig1large.jpg "target =" _ blank "> S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 2:. Diagramme Illustrant Comment charger un Larve dans un canal Voir la section de protocole 3 pour plus de détails S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 3:. A Drosophila Larve marqué par fluorescence Effectue soutenue, Rythmique, Linéaire Ramper lorsqu'il est placé dans un canal Agarose A gauche, un schéma d'une larve exprimant la GFP dans tous les neurones (elav> GFP) est représenté. Une boîte de montre la région où l'intensité de fluorescence de la moelle épinière (distingue par sonmorphologie allongée) peut être mesurée. A droite est un exemple d'une larve ramper à travers un canal à intervalles d'une seconde. Une vue dorsale est représentée avec antérieure vers le haut. Les flèches indiquent le début d'une foulée. Barre d' échelle = 200 um. S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 4: Dynamique de l' évolution de la fluorescence dans Nerve Cord Plus le cycle sanitaire sont présentés sur coordonnées polaires Parcelles (A) Un schéma d'un seul bond.. Les pourcentages se réfèrent à pour cent du cycle de foulée achevé. Par convention mouvement vers l'avant de la queue, la tête et les organes internes tels que le SNC marque l'ouverture d'un pas (ou 0% du cycle de foulée). Notez que le CNS (blanc) se déplace vers l'avant et vers l'arrière, ainsi que de haut en bas. A côté view est représenté avec antérieure vers la droite. (B) A kymographe montre le mouvement de la tête, la queue et du système nerveux central. A noter que l'intensité de fluorescence de la moelle épinière pendant le cycle de foulée est dynamique. (C) Une parcelle de coordonnées polaires montre les changements dynamiques dans l' intensité de fluorescence normalisée du cordon nerveux au cours du cycle de foulée. Chaque point représente une intensité de fluorescence normalisée d'une seule larve à un point de temps unique (n = 3 larves, 3 enjambées chacun). S'il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
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Discussion
Un dispositif microfluidique a été construit pour faire des canaux d'agarose linéaires qui peuvent accueillir des larves de drosophile (Figure 1). Lorsque les larves de drosophile sont placés dans ces canaux d' agarose linéaires leur répertoire comportemental est limité à l' exploration, ce qui permet une observation détaillée de la dynamique des structures larvaires au cours du cycle d'exploration.
Un enregistrement réussi se produit quand une larve d' effectuer une série de progrès rythmiques (Figure 3). Si cela ne se produit pas, vérifier les obstacles comme une bulle d'air dans le canal, et vérifier la santé de la larve. Un autre élément important d'un enregistrement réussi est que la larve est orientée de manière optimale pour visualiser les structures d'intérêt. Si la larve est pas orientée correctement, ou si la larve rampe hors du canal, il suffit de retirer la lamelle et remontez la larve. Dans notre expérience, environ 20% des larves rendement excellents enregistrements de comportement initialement monté without réglage.
Dans le passé, des mesures ont été prises de la position des structures larvaires tels que le crochet de la bouche, de l'intestin, et les segments abdominaux lors de l'exploration de comportement. Pour visualiser le mouvement de ces structures au cours du cycle de foulée ramper, coordonnées polaires parcelles ont été générées. Dans cet article, l'intensité de fluorescence de la moelle épinière a été mesurée et coordonnées polaires parcelles utilisé pour visualiser la dynamique de la fluorescence au cours du cycle de foulée rampants (figure 4). Il y a plusieurs avantages à représenter les données sur les coordonnées polaires parcelles: il élimine la vitesse d'exploration comme une variable, il peut résumer les données de nombreux animaux et de nombreux progrès, et il permet la visualisation des deux tendances générales et variation des données 11. Notamment, il est possible de mesurer la dynamique de toute structure marquée par fluorescence d'intérêt. En principe, cette analyse est applicable à tout type de suivi des changements dynamiques qui se produisent au cours d'un cycle d'analyse. Il y a un large éventail d'applications pour les méthodes décrites dans le présent document. Dans le passé, les canaux d' agarose linéaires ont été utilisées pour enregistrer le comportement des larves à l'organisme entier, segments et musculaires individuels niveaux 1. Ces données ont montré que les larves utilisent une «viscérale-pistonnage" mécanisme pour les deux avant et arrière en rampant, et ils ont permis le mécanisme neuromusculaire entraînant à la fois avant et arrière en rampant à déterminer 1. À l'avenir, les chercheurs peuvent utiliser des canaux pour étudier l'exploration dans les origines génétiques différentes. En outre, il devrait être possible d'utiliser des canaux pour analyser l'activité des neurones de larves en utilisant l'imagerie du calcium au cours de l'exploration. Cela devrait conduire à la compréhension de laquelle les neurones feu en phase avec les mouvements particuliers du cycle d'analyse. Enfin, il n'y a aucune raison pour que les canaux doivent suivre la conception linéaire présentée dans cet article; en utilisant des canaux de dimensions différentes sera sans aucun doute aider à répondre à un variety de question sur la drosophile locomotion larvaire et le contrôle du moteur dans son ensemble.
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Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 6 oz square Drosophila bottle | Scimart | DR-103 | |
| agar | sigma | A1296 | |
| sucrose | sigma | S9378 | |
| apple juice | not from concentrate | ||
| Tegosept | Fisher | T2300 | methyl-p-hydroxybenzoate |
| 35 x 10 mm round petri dish | Fisher | 351008 | |
| baker's yeast | |||
| PDMS casting mold | FlowJem | can be requested from authors | |
| Isopropyl alcohol | Fisher | A417-1 | |
| laboratory wipes | Fisher | 06-666-11 | |
| canned air | Fisher | 18-431 | |
| 10 cm petri dish | BioPioneer | GS82-1473-001 | |
| agarose | Fisher | 50-444-176 | |
| razor blade | Fisher | 12-640 | |
| forceps | FST | 11241-40 | |
| 22 x 40 cover glass, #1.5 | Fisher | 50-365-605 | |
| Fiji (version 1.51d) | NIH | fiji.sc | |
| Excel 2016 | Microsoft | www.microsoftstore.com | |
| MATLAB R2016 | Mathworks | www.mathworks.com |
References
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