Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
Click here for the English version

Chemistry

Innsikt i de Samhandling av aminosyrer og peptider med uorganiske materialer Bruke Single-Molecule Force spektroskopi

doi: 10.3791/54975 Published: March 6, 2017

Summary

Her presenterer vi en protokoll for å måle kraften av interaksjoner mellom en veldefinert uorganisk overflate og enten peptider eller aminosyrer ved én-molekyl kraft spektroskopi-målinger ved hjelp av en atommikroskop (AFM). Oppnådd fra målingen informasjonen er viktig for bedre å forstå den peptid-uorganisk materiale interfase.

Abstract

Interaksjonene mellom proteiner eller peptider og uorganiske materialer fører til flere interessante prosesser. For eksempel, ved å kombinere proteiner med mineraler fører til dannelse av komposittmaterialer med spesielle egenskaper. I tillegg er det uønskede fremgangs biobegroing initiert ved adsorpsjon av biomolekyler, hovedsakelig proteiner, på overflater. Det organiske laget er et klebesjikt for bakterier og gjør det mulig for dem å kommunisere med overflaten. Forstå de grunnleggende kreftene som styrer samhandlingen på organisk-uorganisk grensesnitt er derfor viktig for mange forskningsområder og kan føre til utformingen av nye materialer for optiske, mekaniske og biomedisinske applikasjoner. Dette papir viser en enkelt-molekyl kraft spektroskopi teknikk som benytter en AFM for å måle adhesjonskraften mellom enten peptider eller aminosyrer og veldefinerte uorganiske overflater. Denne teknikk innebærer en protokoll for å feste biomolekyl til AFMtips gjennom en kovalent fleksibel linker og single-molekyl kraft spektroskopi målinger av atommikroskop. I tillegg er en analyse av disse målingene er inkludert.

Introduction

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Samspillet mellom proteiner og uorganiske mineraler fører til bygging av komposittmaterialer med karakteristiske egenskaper. Dette inkluderer materialer med høy mekanisk styrke eller spesielle optiske egenskaper. 1, 2 kan for eksempel kombinasjonen av proteinet collagen med mineral hydroksyapatitt genererer enten bløte eller harde bein for forskjellige funksjoner. 3 korte peptider kan også binde uorganiske materialer med høy spesifisitet. 4, og 5, 6 Spesifisiteten av disse peptidene er brukt for å designe nye magnetiske og elektroniske materialer, 7, 8, 9 tilvirkning av nanostrukturerte materialer, vokser krystaller, 10 og syntetisere nanopartikler. 11 Forstå mekanismen bak interaksjoner mellom peptider eller proteiner og uorganiske materialer vil derfor tillate oss å designe nye komposittmaterialer med forbedrede adsorberende egenskaper. I tillegg, siden den interfase av implantater med en immunrespons blir mediert av proteiner, bedre forståelse interaksjonene mellom proteiner med uorganiske materialer som vil forbedre evnen til å utforme implantater. Et annet viktig område som innebærer proteiner i samspill med uorganiske overflater er fabrikasjon av bunnstoff materialer. 12, 13, 14, er 15 Begroing en uønsket prosess hvor organismene fester seg til en overflate. Det har mange uheldige konsekvenser for våre liv. For eksempel, begroing av bakterier på medisinsk utstyr fører til sykehusinfeksjoner. Begroing av marine organismer på båter og store skip øker forbruk av drivstoff. 12, 16, 17, 18

Enkelt-molekyl kraft spektroskopi (SMFS), ved hjelp av en AFM, kan direkte måle interaksjonen mellom en aminosyre eller et peptid med et substrat. 19, 20, 21, 22, 23, 24, 25, 26 Andre metoder så som fag-display, 27, 28 kvartskrystall mikrovekt (QCM) 29 eller overflate-plasmonresonans (SPR) 29, 30, 31, 32,ref "> 33 mål interaksjoner av peptider og proteiner til uorganiske overflater i bulk. 34, 35, 36 Dette betyr at de resultater som oppnås ved disse metodene er knyttet til ensembler av molekyler eller aggregater. I SMFS, er en eller svært få molekyler festet til AFM spissen og deres samspill med ønsket underlaget er målt. Denne fremgangsmåten kan utvides til å studere proteinfolding ved å trekke protein fra overflaten. I tillegg, kan den brukes til å måle interaksjoner mellom celler og proteiner og bindingen av antistoffer til deres ligander. 37, 38, 39, 40 Dette notatet beskriver i detalj hvordan du fester enten peptider eller aminosyrer til AFM spissen hjelp silanol kjemi. I tillegg forklarer papir hvordan du utfører styrkemålinger og hvordan å analysereresultater.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

1. Tips Modification

  1. Kjøps silisiumnitrid (Si 3 N 4) AFM bommene med silisium tips (nominell cantilever radius på ~ 2 nm).
  2. Rengjør hver AFM cantilever ved å dyppe i vannfri etanol i 20 min. Tørk ved romtemperatur. Deretter behandle bommene ved å utsette dem for O to plasma i 5 min.
  3. Suspendere de rene tips ovennevnte (3 cm) en oppløsning inneholdende metyltrietoksysilan og 3- (aminopropyl) triethoxysilane i et forhold på 15: 1 (v / v) i en desikkator under en inert atmosfære (enten nitrogen eller argon) og koble til eksikator en vakuumpumpe. Vakuum i 2 timer for å danne et monolag av disse to typer av blandede silanforbindelser.
  4. Bruke en metallisk spissholderen (fremstilt for denne prosessen) for å plassere spissene på en varm plate. Tørk spissene i 10 minutter ved 70 ° C under atmosfæriske betingelser. Før bruk, rengjør kokeplate, metallic holder og pinsett ved hjelp av etanol.
  5. Avkjøl tips på plass temperature, og deretter dyppe spissene inn i en oppløsning av fluorenylmethyloxycarbonyl-PEG-N-hydroksysuccinimid (Fmoc-PEG-NHS, MW 5000 Da) i en konsentrasjon på 5 mM i kloroform inneholdende 0,5% (vol / vol) trietylamin i 1 time ved romtemperatur.
  6. Dypp tipsene i kloroform i 5 min og deretter dyppe den i dimetylformamid (DMF) for ytterligere 5 min. For å avbeskytte Fmoc-gruppen av de vedlagte PEG-molekyler, dypp spissene i 20% piperidin (v / v) i DMF i 30 minutter. Dypp spissene i DMF i 4 minutter og deretter i N-metyl-2-pyrrolidon (NMP) i ytterligere 4 minutter. Gjenta den sekvensielle dypping tre ganger.
  7. For kobling av aminosyrer, dyppe spissene ned i en løsning inneholdende N-terminale beskyttede aminosyre (AA) / diisopropyletylamin (DIPEA) / 2- (1H-benzotriazol-1-yl) -1,1,3,3-tetrametyluronium hexafluophosphate (HBTU), i et molart forhold på 1: 1: 1 ved en total konsentrasjon på 30 mM i 5 ml NMP i 1,5 timer.
  8. For peptid kobling, dyppe tuppen inn i en 5 ml løsning fortseller innelukker 40 mg av det beskyttede peptid (N terminale og sidekjeder, for eksempel Fmoc-Gln (Trt) -Pro-Ala-Ser (tBu) -Ser (tBu) -Arg (PBF) -Tyr (tBu) -COOH). , 15 mg 2- (1H-benzotriazol-1-yl) -1,1,3,3-tetrametyluronium-heksafluorfosfat (HBTU), og 5 ml DIPEA i NMP i 2 timer.
  9. Dypp tipsene i NMP i 4 min. Deretter, for å beskytte den frie rømme / ureagert NH 2 av acetylgruppen, dypp spissene i 30 minutter i en blanding av eddiksyreanhydrid / DIPEA i et molart forhold 4: 1 og en total konsentrasjon på 0,65 M i NMP.
  10. For peptid kobling, utføre ytterligere to trinn.
    1. For å avbeskytte sidekjedene til peptidet, dyppe spissene ned i en oppløsning inneholdende 95% TFA, 2,5% triisopropylsilan, og 2,5% vann i 1 time, og deretter vaskes med kloroform og DMF.
    2. For å fjerne Fmoc-gruppen av peptidet, dyppe spissene ned i 20% piperidin (v / v) i DMF i 30 minutter.
  11. Sekvensielt dyppe peptid / aminosyre-funksjonalisered tips for fire minutter hver i DMF (for peptider) eller NMP (for aminosyrer), kloroform, 50% etanol og vann. Til slutt tørkes spissen i luften.

2. Forbehandling

  1. Forbered glimmer. Spalte substrater (9,9 mm diameter) før hver bruk ved hjelp av teip. Deretter vaske overflater med trippel destillert vann (TDW).
  2. Forbered TiO 2-belagt silisium.
    1. Skjær silikonplaten (100) i 2 cm kvadrater med en diamant penn.
    2. Plasser substratet i et 15 ml testrør fylles med aceton og sonikere den i fem minutter i et ultralydbad. Deretter plasserer denne flaten i et 15 ml testrør fylles med isopropanol og sonikere den i 5 min. Tørk underlaget ved hjelp av nitrogen.
    3. Oppløs det overflateaktive middel (for eksempel, Byk-348) i etanol for å fremstille en 5% (vekt / volum) oppløsning. Deretter legger 0,02 ml av den overflateaktive oppløsning til en 2 ml 30% TiO 2 dispersjon.
    4. Fra den resulterende løsning, drop støpt 0.2 ml på et rent Si-substrat.
    5. Gløder disse slipp-støpt flater ved 250 ° C i 2 timer i luften. 41

3. Single-molekyl Force spektroskopi Målinger

  1. Feste den ønskede overflaten til et metallisk innehaver av AFM med kommersielt tilgjengelig tokomponent lim. Plasser det metalliske holderen i glassholderen av AFM, som er formet som en liten petriskål. Fylle holderen med Tris-buffer (50 mM pH = 7,4) eller en hvilken som helst ønsket medium. Deretter plasserer holderen på AFM scenen under spissholderen.
  2. Kalibrere AFM bommene med fjærkonstanter som strekker seg fra 10 til 30 pN / nm ved bruk av termisk svingning metode 26 (inkludert i AFM programvare) med en absolutt usikkerhet på omtrent 10%.
  3. Måle kraften av interaksjonen ved nærmer aminosyre- eller peptid-funksjonalisert spiss på substratet inntil den er i kontakt med underlaget med en kompresjonskraft på ~ 200 pN og deretter straks trekke spissen ved forskjellige hastigheter, fra 0,1 til 0,8 mikrometer / s, for en avstand på ~ 200 nm.

4. Data Analysis

  1. Konverter nedbøyning-verdier (V) for å tvinge ved å multiplisere fotodioden følsomhet (V / m) og ved hjelp av eksperimentelt bestemt fjærkonstant. 42 Dette gjøres automatisk av AFM programvare.
    1. For å få FD kurver med ett enkelt molekyl hendelser, rekord flere hundre kurver (800-1,500). Oppnå to topper i et enkelt molekyl-kurve: den første topp indikerer uspesifikke interaksjoner mellom spissen og overflaten og den andre topp tilsvarer den spesifikke interaksjon av molekylet med overflaten. Når, FD kurve inneholde flere enn disse to topper, forkaste dem fra beregningen av den mest sannsynlige kraft.
      MERK: Bare én vedheft hendelser er tatt inn på en konto (fra 10 til 30% av kurvene). 43
  2. 44 like før bruddet å få et sett av laste priser, som deretter brukes til å forberede histogrammer av den tilsynelatende lasting priser. Utlede uforpliktende krefter mellom peptider / aminosyrer og overflate fra hopp i kraft etter skille cantilever fra underlaget.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Figur 1 viser tuppen modifikasjon prosedyre. I det første trinnet, vil en plasmabehandling på overflaten av silisiumnitrid tips. Spissen presenterer OH-grupper. Disse gruppene vil da reagere med silaner. Ved slutten av dette trinn, vil overflaten på spissen dekket av frie NH2-grupper. Disse frie aminer vil da reagere med Fmoc -PEG-NHS, en kovalent linker. Fmoc-gruppen av PEG-linkeren fjernes ved pipyridine, et avbeskyttende reagens. Til slutt blir undersøkt aminosyre eller et peptid-molekyl koblet gjennom den frie amingruppe av PEG ved hjelp av koblingsreagens HBTU.

Med den modifiserte AFM spissen er det mulig å undersøke interaksjonen av aminosyren eller peptidet til overflaten (figur 2). PEG-molekylet skiller peptid eller aminosyre fra tuppen og gir dem mulighet til fritt å orientere. En typisk kraft måleREMENT resulterer i en Force-distanse kurve (figur 3). Denne kurve har et karakteristisk punkt for separasjon av tuppen fra overflaten, og et enkelt molekyl adhesjon hendelse. Den første topp indikerer uspesifikke interaksjoner mellom spissen og overflaten og den andre topp er det spesifikke adhesjon hendelsen. Fra flere hundre FD kurver er det mulig å konstruere et histogram ved å plotte antall klebe hendelser versus kraft. Bruk av en Gaussian passform på disse histogrammer vil avgjøre den mest sannsynlige kraft (MPF).

Figur 1
Figur 1: Tips modifikasjon prosedyre. Skjematisk fremstilling av kjemisk modifikasjon av AFM spissen. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.


Figur 2: SMFS eksperimentelt oppsett. Skjematisk illustrasjon av enkelt-molekyl kraft spektroskopi oppsett for måling av vekselvirkningene mellom aminosyrer eller peptider og en ønsket overflate. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Figur 3
Figur 3: Force-avstand Curve. Typiske enkelt-molekyl FD kurver for ruptur av (A) peptid-Gln-Pro-Ala-Ser-Ser-Arg-Tyr fra et glimmer overflate, og (B) aminosyren fenylalanin fra et TiO 2 overflate. Vennligst CLIck her for å se en større versjon av dette tallet.

Figur 4
Figur 4: Histogrammene plotte den mest sannsynlige Force (MPF) og grafene plotte kraft Vs. lasting hastighet. Typiske histogrammer av bruddstyrkeverdiene for (A) peptid-Gln-Pro-Ala-Ser-Ser-Arg-Tyr fra glimmer (i en lasting på 3,1 ± 0,6 Nn / s (n = 7 til 8)), (B ) aminosyren fenylalanin fra TiO 2 (ved lasting hastighet på 4,2 ± 0,7 Nn / s (N = 79)). Den mest sannsynlige kraft (MPF) verdi ble beregnet basert på Gaussian passform (svarte linjer). Lasting-rate avhengighet for bruddstyrkene for (C) peptidet Gln-Pro-Ala-Ser-Ser-Arg-Tyr og (D) aminosyren fenylalanin. De kinetiske parametere ble ekstrapolert fra den lineære plott av kraften vs. logaritmen av den tilsynelatende laste rspiste. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

or Start trial to access full content. Learn more about your institution’s access to JoVE content here

Trinn 1.3, 1.4 og 1.7 i protokollen bør utføres med omfattende omsorg og i en meget skånsom måte. I trinn 1.3, bør spissen ikke være i kontakt med silan blandingen og den silanisering prosess bør utføres i en inert atmosfære (fuktighetsfri). 45 Dette er gjort for å forhindre flerlags formasjon og fordi silan-molekyler lett undergå hydrolyse i nærvær av fuktighet. 45

I trinn 1.4, bør temperaturen og tiden holdes på riktig måte. Før trinn 1.5, må tuppen kjøles ned til romtemperatur; ellers vil det bli skadet. I koblingstrinnet (1,7), skal HBTU og undersøkt aminosyren eller peptidet bli fullstendig oppløst i blandingen. Etter kopling, vaske tuppen med de ulike løsningsmidler bør gjøres på en svært skånsom måte for å unngå skade på spissen.

Den rapporterte teknikken kan være ApplIED et hvilket som helst peptid eller aminosyre. Hvis du vil endre silisium spissen, bruker vi silaner. Dette er generell kjemi som kan endres. For eksempel kan man bruke enten to eller én type av PEGylert silan for å modifisere spissen. 23, 25, 26. Dersom spissen er laget av gull, og deretter tiolgrupper kan anvendes for modifisering av spissen. Alternative protokoller utnytte nitrilotriacetat (NTA) -terminated linkere, i stand til å målrette histidin, sammen med rekombinante histidin-merket proteiner. Nylig, Lyubchenko et al. beskrev syntesen og undersøker av en ny polymer linker og viste sin anvendelse i en rekke SMFS eksperimenter. Syntesen av linkeren er basert på det velutviklede fosforamidat (PA) kjemi. Dette kjemi gjør en rutinemessig syntese av linkerne med forhåndsbestemte lengder og PA komposisjon. Disse linkere er homogene i lengde, og kan være avsluttet med forskjellige funksjonelle grupper.Videre kan biomolekyler være forankret på gull underlag eller tips via innfødte eller konstruerte tiol grupper som gull danner kovalente bindinger med svovelatomer.

Denne metoden gjør det mulig for kvantitativ og detaljert måling av den kraft som er nødvendig for å frigi et molekyl fra en overflate på enkelt-molekylet nivå og ikke i bulk. Fremtidige anvendelser av teknikken inkluderer feste av proteiner til spissen og utformingen av nye hybridmaterialer. Design og utvikling av nye komposittmaterialer og funksjonelle overflater vil ha nytte av å få en grunnleggende forståelse av samspillet mellom proteiner eller peptider med uorganiske materialer. Protokollen gjengis her SMFS med AFM kan tjene som et kraftig verktøy for å studere samspillet mellom proteiner, peptider og aminosyrer med ulike overflater.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne hevder at de ikke har noen konkurrerende økonomiske interesser.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Silicon nitride (Si3N4) AFM cantilevers with silicon tips Bruker (Camarilo, CA, USA) MSNL10, nominal cantilevers radius ~2 nm 
Methyltriethoxysilane  Acros Organics (New Jersey, USA) For Silaylation of the AFM tip 
3-(Aminopropyl) triethoxysilane Sigma-Aldrich (Jerusalem, Israel) For Silaylation of the AFM tip
Triisopropylsilane Sigma-Aldrich (Jerusalem, Israel) Used for peptide deprotection
N-Ethyldiisopropylamine Alfa-Aesar (Lancashire, UK) Used for tip modification
Triethylamine Alfa-Aesar (Lancashire, UK) Used for tip modification
Piperidine Alfa-Aesar (Lancashire, UK) Used for tip Fmoc deprotection
Fluorenylmethyloxycarbonyl-PEG-N-hydroxysuccinimide  (Fmoc-PEG-NHS) Iris Biotech GmbH (Deutschland, Germany) Used as the covalent flexible linker  (MW = 5,000 Da)
2-(1H-benzotriazol-1-yl)-1,1,3,3,-tetramethyluronium hexafluorophosphate (HBTU) Alfa Aser (Heysham, England) Used as a coupling reagent. 
N-methyl-2-pyrrolidone (NMP) Acros Organics (New Jersey, USA) Used as Solvent in Tip modification procedure
DMF (dimethylformamide) Merck (Darmstadt, Germany) Used as Solvent in Tip modification procedure
Chloroform Bio-Lab (Jerusalem, Israel) Used as Solvent in Tip modification procedure
Ethanol (Anhydrous) Gadot (Netanya, Israel) Used as Solvent in Tip modification procedure
Trifluoro acetic acid (TFA) Merck (Darmstadt, Germany)
Acetic anhydride Merck (Darmstadt, Germany)
Peptides GL Biochem (Shanghai, China).
Phenylalanine and Tyrosine  Biochem (Darmstadt, Germany) 
30% TiO2 dispersion in the mixture of solvent 2-(2-Methoxyethoxy) ethanol (DEGME) and Ethyl 3-Ethoxypropionate (EEP) Applied Vision Laboratories (Jerusalem, Israel) (30%) in the mixture of solvent 2-(2 Methoxyethoxy) ethanol (DEGME) and Ethyl 3-Ethoxypropionate (EEP). Used for TiO2 substrate preparation
Mica substrates TED PELLA, INC. (Redding, California, USA) 9.9 mm diameter

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Addadi, L., Weiner, S. Control and design principles in biological mineralization. Angew. Chem., Int. Ed. 31, (2), 153-169 (1992).
  2. Meyers, M. A., Chen, P. Y., Lin, A. Y. M., Seki, Y. Biological materials: Structure and mechanical properties. Prog. Mater. Sci. 53, (1), 1-206 (2008).
  3. Villee, C. A. J. Book Review. Engl. J. Med. 309, (4), 247-248 (1983).
  4. Vallee, A., Humblot, V., Pradier, C. -M. Peptide interactions with metal and oxide surfaces. Acc. Chem. Res. 43, (10), 1297-1306 (2010).
  5. Peelle, B. R., Krauland, E. M., Wittrup, K. D., Belcher, A. M. Design criteria for engineering inorganic material-specific peptides. Langmuir. 21, (15), 6929-6933 (2005).
  6. Gabryelczyk, B., Szilvay, G. R., Linder, M. B. The structural basis for function in diamond-like carbon binding peptides. Langmuir. 30, (29), 8798-8802 (2014).
  7. Sarikaya, M., Tamerler, C., Jen, A. K. Y., Schulten, K., Baneyx, F. Molecular biomimetics: Nanotechnology through biology. Nat. Mater. 2, (9), 577-585 (2003).
  8. Tamerler, C., Sarikaya, M. Molecular biomimetics: Utilizing nature's molecular ways in practical engineering. Acta Biomater. 3, (3), 289-299 (2007).
  9. Seker, U. O. S., Demir, H. V. Material binding peptides for nanotechnology. Molecules. 16, (2), 1426-1451 (2011).
  10. Green, J. J., et al. Electrostatic ligand coatings of nanoparticles enable ligand-specific gene delivery to human primary cells. Nano Lett. 7, (4), 874-879 (2007).
  11. Grohe, B., et al. Control of calcium oxalate crystal growth by face-specific adsorption of an osteopontin phosphopeptide. J. Am. Chem. Soc. 129, (48), 14946-14951 (2007).
  12. Maity, S., Nir, S., Zada, T., Reches, M. Self-assembly of a tripeptide into a functional coating that resists fouling. Chem. Commun. 50, (76), 11154-11157 (2014).
  13. Das, P., Yuran, S., Yan, J., Lee, P. S., Reches, M. Sticky tubes and magnetic hydrogels co-assembled by a short peptide and melanin-like nanoparticles. Chem. Commun. 51, (25), 5432-5435 (2015).
  14. Burg, K. J. L., Porter, S., Kellam, J. F. Biomaterial developments for bone tissue engineering. Biomaterials. 21, (23), 2347-2359 (2000).
  15. Weiger, M. C., et al. Quantification of the binding affinity of a specific hydroxyapatite binding peptide. Biomaterials. 31, (11), 2955-2963 (2010).
  16. Pettitt, M. E., Henry, S. L., Callow, M. E., Callow, J. A., Clare, A. S. Activity of commercial enzymes on settlement and adhesion of cypris larvae of the barnacle Balanus amphitrite, spores of the green alga Ulva linza, and the diatom Navicula perminuta. Biofouling. 20, (6), 299-311 (2004).
  17. Schultz, M. P., Finlay, J. A., Callow, M. E., Callow, J. A. Three models to relate detachment of low form fouling at laboratory and ship scale. Biofouling. 19, 17-26 (2003).
  18. Cao, S., Wang, J., Chen, H., Chen, D. Progress of marine biofouling and antifouling technologies. Chinese Science Bulletin. 56, (7), 598-612 (2010).
  19. Wei, Y., Latour, R. A. Correlation between desorption force measured by Atomic Force Microscopy and adsorption free energy measured by surface plasmon resonance spectroscopy for peptide-surface interactions. Langmuir. 26, (24), 18852-18861 (2010).
  20. Li, Q., et al. AFM-based force spectroscopy for bioimaging and biosensing. RSC Advances. 6, 12893-12912 (2016).
  21. Meibner, R. H., Wei, G., Ciacchi, L. C. Estimation of the free energy of adsorption of a polypeptide on amorphous SiO2 from molecular dynamics simulations and force spectroscopy experiments. Soft Matter. 11, (31), 6254-6265 (2015).
  22. Xue, Y., Li, X., Li, H., Zhang, W. Quantifying thiol-gold interactions towards the efficient strength control. Nat. Commun. 5, 4348 (2014).
  23. Razvag, Y., Gutkin, V., Reches, M. Probing the interaction of individual amino acids with inorganic surfaces using atomic force spectroscopy. Langmuir. 29, 10102-10109 (2013).
  24. Das, P., Reches, M. Revealing the role of catechol moieties in the interactions between peptides and inorganic surfaces. Nanoscale. 8, 15309-15316 (2016).
  25. Das, P., Reches, M. Review insights into the interactions of amino acids and peptides with inorganic materials using single molecule force spectroscopy. Bioploymers-Pept. Sci. 104, 480-494 (2015).
  26. Maity, S., et al. Elucidating the mechanism of interaction between peptides and inorganic surfaces. Phys. Chem. Chem. Phys. 17, (23), 15305-15315 (2015).
  27. Whaley, S. R., English, D. S., Hu, E. L., Barbara, P. F., Belcher, A. M. Selection of peptides with semiconductor binding specificity for directed nanocrystal assembly. Nature. 405, (6787), 665-668 (2000).
  28. Tamerler, C., Oren, E. E., Duman, M., Venkatasubramanian, E., Sarikaya, M. Adsorption Kinetics of an engineered gold binding peptide by surface plasmon resonance spectroscopy and a quartz crystal microbalance. Langmuir. 22, (18), 7712-7718 (2006).
  29. Santos, O., Kosoric, J., Hector, M. P., Anderson, P., Lindh, L. Adsorption behavior of statherin and a statherin peptide onto hydroxyapatite and silica surfaces by in situ ellipsometry. J. Colloid Interface Sci. 318, (2), 175-182 (2008).
  30. Evans, E., Ritchie, K. Dynamic strength of molecular adhesion bonds. Biophys. J. 72, (4), 1541-1555 (1997).
  31. Micksch, T., Liebelt, N., Scharnweber, D., Schwenzer, B. Investigation of the peptide adsorption on ZrO2, TiZr, and TiO2 surfaces as a method for surface modification. ACS Appl. Mater. Interfaces. 6, (10), 7408-7416 (2014).
  32. Patwardhan, S. V., et al. Chemistry of aqueous silica nanoparticle surfaces and the mechanism of selective peptide adsorption. J. Am. Chem. Soc. 134, (14), 6244-6256 (2012).
  33. Thyparambil, A. A., Wei, Y., Latour, R. A. Determination of peptide-surface adsorption free energy for material surfaces not conducive to SPR or QCM using AFM. Langmuir. 28, (13), 5687-5694 (2012).
  34. Hnilova, M., et al. Effect of molecular conformations on the adsorption behavior of gold-binding peptides. Langmuir. 24, (21), 12440-12445 (2008).
  35. Sano, K., Sasaki, H., Shiba, K. Utilization of the pleiotropy of a peptidic aptamer to fabricate heterogeneous nanodot-containing multilayer nanostructures. J. Am. Chem. Soc. 128, (5), 1717-1722 (2006).
  36. Chen, H., Su, X., Neoh, K. -G., Choe, W. -S. Context-dependent adsorption behavior of cyclic and linear peptides on metal oxide surfaces. Langmuir. 25, (3), 1588-1593 (2008).
  37. Zlatanova, J., Lindsay, S. M., Leuba, S. H. Single molecule force spectroscopy in biology using the atomic force microscope. Prog. Biophys. Mol. Biol. 74, (1-2), 37-61 (2000).
  38. Wang, C. Z., Yadavalli, V. K. Investigating biomolecular recognition at the cell surface using atomic force microscopy. Micron. 60, 5-17 (2014).
  39. Galler, K., Brautigam, K., Grobe, C., Popp, J., Neugebauer, U. Making a big thing of a small cell - recent advances in single cell analysis. Analyst. 139, (6), 1237-1273 (2014).
  40. Carvalho, F. A., Martins, I. C., Santos, N. C. Atomic force microscopy and force spectroscopy on the assessment of protein folding and functionality. Arch. Biochem. Biophys. 531, (1-2), 116-127 (2013).
  41. Azoubel, S., Magdassi, S. Controlling adhesion properties of SWCNT-PET films prepared by wet deposition. ACS Appl. Mater. Interfaces. 6, (12), 9265-9271 (2014).
  42. Jaschke, M., Butt, H. J. Height calibration of optical-lever atomic-force microscopes by simple laser interferometry. Rev. Sci. Instrum. 66, (2), 1258-1259 (1995).
  43. Evans, E., Kinoshita, K., Simon, S., Leung, A. Long-lived, high-strength states of ICAM-1 bonds to beta(2) integrin, I: Lifetimes of bonds to recombinant alpha(L) beta(2) under force. Biophys. J. 98, (8), 1458-1466 (2010).
  44. Bouchiat, C., et al. Estimating the persistence length of a Worm-Like Chain molecule from force-extension measurements. Biophys. J. 76, (1), 409-413 (1999).
  45. Pick, C., Argento, C., Drazer, G., Frechette, J. Micropatterned Charge Heterogeneities via Vapor Deposition of Aminosilanes. Langmuir. 31, (39), 10725-10733 (2015).
  46. Berquand, A., et al. Antigen binding forces of single antilysozyme Fv fragments explored by atomic force microscopy. Langmuir. 21, 5517-5523 (2005).
  47. Kienberger, F., et al. Recognition Force Spectroscopy Studies of the NTA-His6 Bond. Single Molecules. 1, 59-65 (2000).
  48. Tong, Z., Mikheikin, A., Krasnoslobodtsev, A., Lv, Z., Lyubchenko, Y. L. Novel polymer linkers for single molecule AFM force spectroscopy. Methods. 60, 161-168 (2013).
  49. Ulman, A. Formation and Structure of Self-Assembled Monolayers. Chem. Rev. 96, 1533-1554 (1996).
  50. Andolfi, L., Bizzarri, A. R., Cannistraro, S. Electron tunneling in a metal-protein-metal junction investigated by scanning tunneling and conductive atomic force spectroscopies. Appl. Phys. Lett. 89, 183125 (2006).
Innsikt i de Samhandling av aminosyrer og peptider med uorganiske materialer Bruke Single-Molecule Force spektroskopi
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Das, P., Duanias-Assaf, T., Reches, M. Insights into the Interactions of Amino Acids and Peptides with Inorganic Materials Using Single-Molecule Force Spectroscopy. J. Vis. Exp. (121), e54975, doi:10.3791/54975 (2017).More

Das, P., Duanias-Assaf, T., Reches, M. Insights into the Interactions of Amino Acids and Peptides with Inorganic Materials Using Single-Molecule Force Spectroscopy. J. Vis. Exp. (121), e54975, doi:10.3791/54975 (2017).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
simple hit counter