Summary

Выведение лептоменинкс эксплантата культур от посмертных доноров человеческого мозга

Published: January 21, 2017
doi:

Summary

Протокол культуры от эксплантов мягкая и паутинная оболочки мозга человеческого мозга посмертных является технически надежный и простой способ получения фибронектин-позитивных менингеальных фибробласты в течение 6-8 недель и криоконсервируют около 20-30 миллионов клеток.

Abstract

Несмотря на то, значительный прогресс был достигнут в клинической характеристике болезни Паркинсона, некоторые исследования показывают, что диагноз болезни Паркинсона не патологически подтверждено в до 25% от болезни клинически диагностированных Паркинсона. Таким образом, ткань собрана из клинически диагностированных пациентов с идиопатической болезнью Паркинсона может иметь высокий уровень ошибочному диагнозу; следовательно , в пробирке исследования из таких тканей для изучения болезни Паркинсона как доклинические модель может стать бесполезной.

Собрав посмертных человека лептоменинкс с подтвержденным нейропатологического диагнозом болезни Паркинсона и характеризуется нигростриатной потерей клеток и внутриклеточных белковых включений называемые тельца Леви, можно быть уверенным , что клинически наблюдается паркинсонизм не вызывается другим основным процессом заболевания (например , опухоли, атеросклероз).

Этот протокол PresenТ.С. Вскрытие и подготовка посмертных человеческих лептоменинкс для дифференцирования менингеальной культуры фибробластов. Эта процедура является надежной и имеет высокий уровень успеха. Проблема культуры является стерильность, как заготовка головного мозга, как правило, не выполняется в стерильных условиях. Поэтому, важно, чтобы дополнить культуральные среды с коктейлем пенициллин, стрептомицин и амфотерицин В.

Вывод менингеальных фибробластов из случаев аутопсии подтвержденных с болезнью Паркинсона, обеспечивает основу для моделирования в пробирке болезни Паркинсона. Менингеальные фибробласты появляются 3-9 дней после подготовки образца и около 20-30 миллионов клеток могут быть криоконсервации через 6-8 недель. Менингеальная культура фибробластов является однородным и клетки экспрессируют фибронектин, обычно используемый маркер для идентификации мозговых оболочек.

Introduction

Мозговые оболочки состоят из трех оболочек, которые защищают мозг: твердой мозговой оболочки, паутинной и мягкой мозговой оболочки. Совсем недавно было признано , что Оболочек также играют важную роль в развитии мозга и мозговой гомеостаз 1. Оболочках получены из мезенхимальных и нервного гребня полученных клеток и , что интересно, было показано , что клетки – предшественники , проживающих в оболочках могут привести к нейронов в пробирке и после трансплантации в естественных условиях 2, 3, 4. Оболочках культур были также с успехом использованы в качестве фидерных слоев, так как они обладают полученной из культур клеток , индуцирующих активность стромы для дифференцировки эмбриональных стволовых клеток в дофаминергические нейроны 5. Кроме того, есть мягкая и паутинная оболочки мозга потенциал непосредственно дифференцироваться в нейроны, астроциты и олигодендроциты при ишемии 6.

Для этого протокола, образцы посмертных Оболочек человека собирают из паутинной и мягкой мозговой оболочки, совместно именуемые лептоменинкс и закупаются в рамках донорства головного мозга человека в исследовательских целях. Препарирование мозга осуществляется в течение 24 ч после смерти и образец помещается мягкая и паутинная оболочки мозга в холодной питательной среды для дальнейшей обработки в течение ближайших 6-8 часов, как показано здесь, в этом протоколе.

Этот протокол описывает Вскрытие и подготовка человеческих образцов мозговые оболочки для развития пациента первичных лептоменинкс культуре клеток. Ткань разрезали на 25-30 кусков приблизительно 3 мм х 3 мм квадратов. Три фигуры помещены в каждом 6-луночные покрытый желатином хорошо и удерживается с круглыми покровные стекла. Оболочек рассечение занимает около 25-35 мин. Основной задачей этой культуры является стерильность как мозг закупок, транспорта и рассечения, как правило, не производится в стерильных условиях. Therefore, важно, чтобы дополнить культуральные среды с коктейлем пенициллина, стрептомицина, и амфотерицином В и использовать мульти-луночных планшетах для культуры отдельно Куски ткани.

Вырост менингеальных фибробластов происходит обычно в течение первой недели. Медиа меняется каждые два-три дня, пока клетки не сливающийся и клетки ферментативно пассировать. Менингеальной фибробласты замораживают в 1 миллион клеток на мл / флакон в криоконсервации средах. С помощью этого протокола, 20-30 миллионов менингеальные фибробласты могут быть получены в течение 6-8 недель для криоконсервации. Downstream применения этих менингеальных фибробластов являются первичные культуры для исследования болезней, прямой дифференцировки нейронов или выводе индуцированных плюрипотентных стволовых клеток из лептоменинкс для понимания механизмов развития заболеваний, а также для разработки лекарственных средств.

Protocol

Регистрации пожертвование мозга включает в себя документацию по регистранта о своем намерении пожертвовать. Разрешение аутопсии для извлечения тканей обеспечивается ближайших родственников, как это разрешено законом. Научные исследования с использованием собранных образцов аутоп?…

Representative Results

Когда протокол обработки мягкая и паутинная оболочки мозга был успешным, нарост менингеальных фибробласты сначала наблюдается от трех до девяти дней после того, как рассечение, хотя это может зависеть от длины интервала посмертном для мозга. Рисунок 1 демонс…

Discussion

Этот протокол описывает простой и надежный протокол для получения оценки менингеальное культуры фибробластов из лептоменинкс посмертных человека, собранных в сочетании с пожертвованием мозга. Есть очень мало описания протоколов для получения клеточных культур из посмертного челов?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Development of this protocol was funded by private donations directed to the Parkinson’s Institute Brain Donation Program.

Materials

Corning Petri dishes Fisher Scientific 351029
Nunc 6-well plate Fisher Scientific 14-832-11
15-mm cover slips Fisher Scientific 12-545-83 15CIR-1D
Scalpels, sterile blade, No. 15 Miltex 4-415
Curved precision tip forceps Fisher Scientific 16-100-122
Serological pipettes Fisher Scientific 13-678-11E
Pasteur pipettes Fisher Scientific 22-230490
Gelatin Sigma G1890-100G
Phosphate Buffer Solution Fisher Scientific SH30264.02
Corning 500 mL filter unit Fisher Scientific 430770 Combine media components and filter.
Nunc Cell Culture Treated Flasks with Filter Caps, T175 cm2  Thermo Scientific 178883
Name Company Catalog Number Comments
Growth Media
Hyclone DMEM Fisher Scientific SH30081.02
Hyclone FBS Fisher Scientific SH30910.03
MEM Non-Essential Amino Acids Solution (100x) Thermo Fisher 11140-050
GlutaMAX Supplement (100x) Thermo Fisher 35050-061
Sodium Pyruvate (100 mM) Thermo Fisher 11360-070
Penicillin-Streptomycin (10,000 U/mL) Thermo Fisher 15140-122
Amphotericin B (Yellow Solution/250 µg/mL) Fisher Scientific BP264520
Bambanker Freeze 120 mL Fisher Scientific NC9582225
Name Company Catalog Number Comments
Fibronectin Staining
8 well chamber slides  Fisher Scientific 1256518
20% paraformaldehyde  Electron Microscopy Sciences 15713
Triton X-100  Sigma T8787
100% Glycerol  BioRad 9455
100% normal goat serum  Fisher Scientific 101098-382
Anti-Fibronectin antibody [F1] Abcam ab32419 1:300 dilution in blocking solution
Anti-SERPINH1 Sigma S5950-200ul 1:250 dilution in blocking solution
Anti-SOX2 Millipore MAB4343 1:100 dilution in blocking solution
Anti-Nestin Millipore MAB5326 1:200 dilution in blocking solution
Anti-TUJ1 Covance MMS-435P 1:1000 dilution in blocking solution
Alexa Fluor 488 anti-rabbit Thermo Fisher A11029 1:400 dilution in blocking solution; (green channel; Ex/Em2 495/519 nm) 
Alexa Fluor 555 anti-mouse Thermo Fisher A21424 1:400 dilution in blocking solution; (red channel; Ex/Em2 590/617 nm) 
Hoechst 33342 stain Thermo Fisher H3570 dilute to a final concentration of 1.0 μg/ml; (blue channel; Ex/Em2 358/461 nm) 
Suppliers are suggestions, similar products from alternative vendors can be used as well.

References

  1. Decimo, I., Fumagalli, G., Berton, V., Krampera, M., Bifari, F. Meninges: from protective membrane to stem cell niche. Am J Stem Cells. 1 (2), 92-105 (2012).
  2. Bifari, F., et al. Novel stem/progenitor cells with neuronal differentiation potential reside in the leptomeningeal niche. J Cell Mol Med. 13 (9B), 3195-3208 (2009).
  3. Bifari, F., et al. Meninges harbor cells expressing neural precursor markers during development and adulthood. Front Cell Neurosci. 9, 383 (2015).
  4. Decimo, I., Bifari, F., Krampera, M., Fumagalli, G. Neural stem cell niches in health and diseases. Curr Pharm Des. 18 (13), 1755-1783 (2012).
  5. Hayashi, H., et al. Meningeal cells induce dopaminergic neurons from embryonic stem cells. Eur J Neurosci. 27 (2), 261-268 (2008).
  6. Nakagomi, T., et al. Leptomeningeal-derived doublecortin-expressing cells in poststroke brain. Stem Cells Dev. 21 (13), 2350-2354 (2012).
  7. Hjelm, B. E., et al. Induction of pluripotent stem cells from autopsy donor-derived somatic cells. Neurosci Lett. 502 (3), 219-224 (2011).
  8. Hjelm, B. E., et al. In vitro-differentiated neural cell cultures progress towards donor-identical brain tissue. Hum Mol Genet. 22 (17), 3534-3546 (2013).
  9. Meske, V., Albert, F., Wehser, R., Ohm, T. G. Culture of autopsy-derived fibroblasts as a tool to study systemic alterations in human neurodegenerative disorders such as Alzheimer’s disease–methodological investigations. J Neural Transm (Vienna). 106 (5-6), 537-548 (1999).
  10. Bliss, L. A., et al. Use of postmortem human dura mater and scalp for deriving human fibroblast cultures. PLoS One. 7 (9), e45282 (2012).
  11. Sproul, A. A., et al. Generation of iPSC lines from archived non-cryoprotected biobanked dura mater. Acta Neuropathol Commun. 2, 4 (2014).
  12. Adler, C. H., et al. Low clinical diagnostic accuracy of early vs advanced Parkinson disease: clinicopathologic study. Neurology. 83 (5), 406-412 (2014).
  13. Hughes, A. J., Daniel, S. E., Kilford, L., Lees, A. J. Accuracy of clinical diagnosis of idiopathic Parkinson’s disease: a clinico-pathological study of 100 cases. J Neurol Neurosurg Psychiatry. 55 (3), 181-184 (1992).
  14. Hughes, A. J., Daniel, S. E., Lees, A. J. Improved accuracy of clinical diagnosis of Lewy body Parkinson’s disease. Neurology. 57 (8), 1497-1499 (2001).
  15. Langston, J. W., Schüle, B., Rees, L., Nichols, R. J., Barlow, C. Multisystem Lewy body disease and the other parkinsonian disorders. Nature Genetics. 47 (12), 1378-1384 (2015).
  16. Vangipuram, M., Ting, D., Kim, S., Diaz, R., Schüle, B. Skin punch biopsy explant culture for derivation of primary human fibroblasts. J Vis Exp. (77), e3779 (2013).
  17. Byers, B., et al. SNCA triplication Parkinson’s patient’s iPSC-derived DA neurons accumulate alpha-synuclein and are susceptible to oxidative stress. PLoS One. 6 (11), e26159 (2011).
  18. Sanders, L. H., et al. LRRK2 mutations cause mitochondrial DNA damage in iPSC-derived neural cells from Parkinson’s disease patients: reversal by gene correction. Neurobiol Dis. 62, 381-386 (2014).
  19. Beevers, J. E., Caffrey, T. M., Wade-Martins, R. Induced pluripotent stem cell (iPSC)-derived dopaminergic models of Parkinson’s disease. Biochem Soc Trans. 41 (6), 1503-1508 (2013).

Play Video

Cite This Article
Lee, K., Saetern, O. C., Nguyen, A., Rodriguez, L., Schüle, B. Derivation of Leptomeninges Explant Cultures from Postmortem Human Brain Donors. J. Vis. Exp. (119), e55045, doi:10.3791/55045 (2017).

View Video