Abstract
يصف هذا البروتوكول نموذج الفأر مقسطر مركزيا من الأمراض الخطيرة لفترة طويلة. نحن تجمع بين ربط الأعور وطريقة ثقب للحث على الإنتان مع استخدام خط وريدي مركزي للسوائل، والمخدرات، وإدارة المواد الغذائية لتقليد إعداد سريرية البشري. المرضى المصابين بأمراض خطيرة تتطلب الدعم الطبي المكثف من أجل البقاء على قيد الحياة. في حين أن الغالبية العظمى من المرضى سوف يتعافى في غضون أيام قليلة، على بعد حوالى ربع المرضى الذين يحتاجون إلى العناية المركزة لفترة طويلة وهم عرضة للوفاة من غير حل الفشل العديد من أجهزة الجسم. وعلاوة على ذلك، هو مدموغ مرحلة طويلة من الأمراض الخطيرة التي ضعف عميق في العضلات، والغدد الصماء والتمثيل الغذائي التغييرات، التي تقوم حاليا فهم المرضية غير كامل. نموذج حيواني الأكثر استخداما على نطاق واسع في الأبحاث الرعاية الحرجة هو الأعور ربط وثقب نموذج للحث على الإنتان. هذا هو نموذج يمكن استنساخه جدا، مع التغيرات الالتهابية والدورة الدموية الحادة مشابهة لسبتمبر البشريجهاز الأمن والمخابرات، الذي يهدف إلى دراسة المرحلة الحادة من المرض الحرجة. ومع ذلك، هو مدموغ هذا النموذج من قبل الفتك عالية، والذي يختلف عن الوضع البشري السريري، وليس وضعت لدراسة مرحلة طويلة من الأمراض الخطيرة. ولذلك، فإننا تكييف تقنية عن طريق وضع القسطرة الوريدية المركزية في حبل الوريد مما يسمح لنا لإدارة الرعاية الداعمة ذات الصلة سريريا، لمحاكاة الحالة السريرية البشري من الأمراض الخطيرة على نحو أفضل. يتطلب هذا نموذج الفأر إجراء العمليات الجراحية واسعة والعناية المركزة اليومية للحيوانات، ولكنه يؤدي إلى نموذج ذي الصلة من المرحلة الحادة وطويلة من الأمراض الخطيرة.
Introduction
الأمراض الخطيرة هو حالة المرض الذي يعوق وظيفة أجهزة الجسم واحد أو أكثر لدرجة أن المريض سوف يموت، ما لم يدار الدعم الطبي المكثف. في حين أن السبب الأولي للقبول في وحدة العناية المركزة (ICU) يمكن أن تختلف، بدءا من الصدمة، والجراحة معقدة، والحروق، وتفاقم المرض إلى تعفن الدم، وجميع المرضى ذوي الحالات الحرجة يعانون من تلف الخلايا، والناجمة عن نقص انسياب الدم، نقص الأكسجة والتهاب الزائدة وغيرها ، الأمر الذي يؤدي إلى فشل الجهاز. معظم المرضى البقاء على قيد الحياة إهانة الحادة، ولكن لجزء مهم من المرضى لا تسترد فورا وبحاجة إلى رعاية مكثفة لفترات طويلة. هم في خطر كبير للموت بسبب عدم حل الفشل العديد من أجهزة الجسم. وعلاوة على ذلك، هو مدموغ مرحلة طويلة من الأمراض الخطيرة التي ضعف عميق في العضلات والغدد الصماء والأيض التغيير، والتي تقوم حاليا فهم المرضية غير كامل.
العديد صوتستخدم نماذج odent في إعداد البحوث الرعاية الحرجة. على نموذجين تستخدم في الغالب هي إدارة خارجية من lipopolysaccharide في (LPS) وربط الأعور وثقب (CLP). والمتقدمة على حد سواء نماذج لمحاكاة المرحلة الحادة من تعفن الدم، الذي يعرف بأنه ضعف الجهاز تهدد الحياة الناجمة عن استجابة المضيف dysregulated للإصابة، واحدة من الأسباب الرئيسية للقبول في وحدة العناية المركزة في جميع أنحاء العالم 1، 2. نموذج LPS له مساوئ عديدة كما أنها لا تؤثر إلا بشكل عابر الإفراج عن السيتوكينات وحالة الدورة الدموية للحيوان 3. على عكس البشر والقوارض هي أيضا مقاومة خاصة إلى الذيفان الداخلي واستخدام "الجرعات العالية" من الذيفان الداخلي ضروري لإنتاج انخفاض ضغط الدم ومعدل الوفيات، وبموجب هذا مما يزيد المخاوف من صحة هذه الطريقة 4 و 5. نموذج آخر، ربط الأعور ونموذج ثقب (CLP)يتميز ربط لجزء من الأعور تليها ثقب الإبرة من خلال وعبر. يؤدي هذا الإجراء إصابة في البطن متعدد المكروبات مع تلف الأنسجة، تليها النبات من البكتيريا في حجرة الدم. وهذا يؤدي الى الاستجابة الالتهابية الجهازية وتطوير تعفن الدم. وقد تم الاعتراف طراز CLP على نطاق واسع على أنها نموذج حيواني من الأمراض الخطيرة الحاد الذي يستنسخ الملامح الرئيسية للتعفن الدم: hyperinflammation، توسع الأوعية، انخفاض ضغط الدم وزيادة النتاج القلبي 6 و 7. ومع ذلك، وهذا النموذج لا يسمح دراسة الفشل غير حل العديد من الأعضاء، تلف العضلات، والغدد الصماء والتمثيل الغذائي التغييرات، التي تمثل نموذجا لمرحلة طويلة من الأمراض الخطيرة. وعلاوة على ذلك، في الآونة الأخيرة قد شكك في صحة نماذج الماوس لمرض خطير، لأن النتائج من نماذج الماوس لا يمكن دائما أن تترجم إلى وضع الإنسان 8و 9 و 10. قد يكون هناك تفسير الممكن أن الرعاية الداعمة التي يتم توفيرها لانتقادية سوء المرضى من البشر تختلف جوهريا عن الرعاية التي يتم توفيرها على الفئران صحية حرجة.
لذلك، لتشبه الإعداد البشري بشكل وثيق وللسماح بالتحقيق في مرحلة طويلة من الأمراض الخطيرة، قمنا بتطوير نموذج الفأر الذي يحاكي العناية المركزة الحادة على النحو الوارد للإنسان، مثل حقن المحاليل الوريدية واسعة والعلاج بالمضادات الحيوية، والتي تسمح لل لإدارة الرعاية الداعمة من أجل البقاء على قيد الحياة في مرحلة طويلة من الأمراض الخطيرة، مثل الدعم الغذائي. لهذا الغرض، ونحن تكييف نموذج الفأر من تعفن الدم الناجم عن CLP، كونها المعيار الذهبي للتعفن الدم، ووضع خط وريدي مركزي والتي تمكن الإدارة من السوائل والتغذية والأدوية.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
وتمت الموافقة على البروتوكول من قبل جامعة لوفين مجلس المراجعة الأخلاقية للبحوث الحيوان.
1. إعداد خط وريدي
- إعداد غيض من القسطرة الوريدية عن طريق غمر بسرعة الجزء الأوسط من 60 سم microrenathane (MRE) أنابيب في الساخن وزيت السمسم (> 220 درجة مئوية). تمتد بعد ذلك في الجزء الأوسط من أنبوب لإنتاج القطر الضيق (القطر الخارجي (OD) <0.5 مم) عن طريق تحريك بلطف نهايات الأنابيب بعيدا عن بعضها البعض.
- استخدام شفرة مشرط لقطع الأنابيب إلى قسمين من 30 سم لكل منهما (انظر الشكل 1، الجدول 1).
- قم بتوصيل أنابيب البولي ايثيلين MRE لأنابيب PE10 باستخدام موصل البولي ايثيلين PE50 وتوصيل هذا الأنبوب PE10 إلى الجزء السفلي من قطب. ربط الجزء العلوي من قطب إلى PE10 أنابيب، وربط هذا إلى كعب إبرة لور مع PE50 موصل الأنابيب حسب الشكل 1.
- تطبيق قوي سريع تشغيل إشاراتنانوغرام الغراء اللاصق على كافة اتصالات واختبار القسطرة لتسرب عن طريق تنظيف بالهواء. الغاز تعقيم القسطرة قبل استخدامها.
الشكل 1: بناء خط وريدي. وتقوم تمتد أنابيب MRE إلى القطر الصغير وتوصيله عبر أنابيب البولي ايثيلين لجهاز القوارض قطب إعداد خطوط الوريدية. انظر الجدول رقم 1 للحصول على تعليمات لأطوال أجزاء مختلفة. الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم.
| عنوان تفسيري | الطول | الصوت |
| 1) لور كعب إبرة 22G | ||
| 2) PE50 - البولي إثيلين 0.023 "س 0.038" | 5 سم | 13 ميكرولتر |
| 3) PE10 - البولي إثيلين 0.011 "س 0.024" | 50 سم | 30 ميكرولتر |
| 4) القوارض دوار 20 G | ||
| 5) PE-10 | 15 سم | 9 ميكرولتر |
| 6) PE-50 (موصل) | 5 سم | 13 ميكرولتر |
| 7) امتدت MRE025 نصيحة microrenathane 0.025 "س 0.012" | 30 سم | 27 ميكرولتر |
| المجموع الكلي | 105 سم | 92 ميكرولتر |
الجدول 1: بناء خط وريدي. يوفر هذا الجدول أسطورة عن الشكل 1.
2. التخدير ومعالجة ما قبل الجراحة
- استخدام 24 أسبوع من العمر من الذكور C57BL / 6J الفئران (27 - 32 غرام).
ملاحظة: نحن نستخدم الفئران 24 أسابيع من العمر (الناضج)، وهذا العصر يتوافق بشكل أفضل مع متوسط عمر مرضى العناية المركزة. نحن فقط استخدام الفئران الذكور لتجنب تأثير دورية لهرمون الاستروجين. ويمكن أيضا أن تقنية يمكن استخدامها على الحيوانات الأصغر سنا (اختبار في 16 أسبوعا الفئران من العمر) والإناث، إذا كان يفضل. - تعقيم جميع الأدوات الجراحية قبل الاستخدام. تدفق العقيمة الصنع القسطرة الوريدية مع المياه المالحة لإزالة أي فقاعات الهواء ولاختبار المباح والتسريبات المحتملة.
- قطع الأسلاك المعدنية (0.8 مم) 80 سم طول، مضاعفة من قبل للطي وجعل حلقة. يؤدي 3 اللؤلؤ عبر السلك الضعف لتصل إلى الحلقة. إرفاق القسطرة إلى سلك معدني من خلال توجيه غيض من القسطرة من خلال 3 اللؤلؤ.
ملاحظة: سلك الربط المعدنية ضروري لدوران قطب الذي يتصل القسطرة. على هذا النحو، يمكن الماوس التحرك بحرية، ودون اعاقة خط وريدي. - تخدير م[أوس] عن طريق الحقن داخل الصفاق (IP) من خليط من 0.03 مل الكيتامين (100 ملغ / كلغ) و 0.02 مل زيلازين (13 ملغ / كلغ). تأكد من أن التخدير كافية عن طريق التحقق من عدم وجود ردود الفعل. سحب بلطف اللسان الماوس خارج مع ملقط لتجنب الاختناق عن طريق ابتلاع اللسان.
ملاحظة: إذا كان بعد 10 دقيقة، والفأر لا يزال يحاول سحب أطرافه تعطي الكيتامين إضافية باعتباره 0.01 مل بولوس. - حلق المنطقة الجراحية بما في ذلك البطن، الجانب البطني من الرقبة (مثلث بين الذقن، والقص والترقوة)، وبين عظام الكتف في قاعدة الرأس).
- ضع الماوس في موقف المعرضة على وسادة التدفئة قبل تحسنت، وتطهير الجلد مع الايثانول 70٪ وتطبيق كمية صغيرة من الشحم العيون لحماية العينين من الجفاف. اختراق مواقع الجراحية (البطن، والرقبة من الأمام والخلف) مع 0.2 مل ropivacaine (0.67 ملجم / كجم).
- في حين أن الماوس لا يزال في موقف المعرضة، وجعل شق صغير في قاعدة الجانب الظهري من الرأس مع مشرط أو مقص. كشف عضلات عنق الرحم الخلفي، وربط العضلات لحلقة من السلك مرفق مع 3.0 النايلون التي تقود موضوع 3.0 من النايلون تحت العضلات.
- ضع الماوس على الجانب الأيمن. إجراء شق صغير العمودي في جلد الرقبة بطني مع مشرط أو مقص. تحت التوجيه البصري، نفق إبرة تحت الجلد عيار 18 خلال هذا الشق البطني نحو شق على ظهر بها سابقا والخيط القسطرة من خلال إبرة في الداخل للظاهر في الجهة البطنية.
- ضع الماوس على ظهرها. تمرير موضوع 3.0 النايلون وراء أعلى القواطع من الفأرة والشريط وصولا الى لوحة التدفئة. تأمين الرأس في قناع الوجه لتقديم الأكسجين (2 لتر / دقيقة). إصلاح الماوس في وضع الضغوط عن طريق تسجيل أسفل الذيل والأطراف الأمامية اثنين.
ملاحظة: إذا كان التخدير الكيتامين زيلازين وحدها ليست كافية، الأيزوفلورين استنشاقه (0،5-1،5٪) يمكن تسليمها أثناء الجراحة.
الطبقة = "jove_title"> 3. التنسيب لسكنى القسطرة المزمنة
- ضع الماوس تحت المجهر تشريح. في شق سابقا في الرقبة بطني، ندف بلطف الأنسجة الدهنية والغدد بعيدا مع ملقط حتى يمكن تصور حبل الوريد.
- تشريح بصراحة لتحرير حبل الوريد من النسيج الضام تحت الجلد وفوق وحول السفينة عن طريق وضع غيض من ملقط بين الوريد والنسيج الضام، وفتح ملقط مرارا بالتوازي مع الوريد. على هذا النحو، سيتم تجنب الأضرار التي لحقت الوريد.
- عزل حبل الوريد عن طريق وضع ملقط حادة تحت الوريد. تغذية ثلاث قطع من الخيط الحرير 3.0 تحت الوريد، موقف واحد قطعة الأقرب إلى التشعب من حبل الوريد (ضمد الجمجمة)، وقطعة واحدة على مقربة من عضلة القصية الترقوية الخشائية (الذيلية ضمد). تشديد ضمد الجمجمة وربطة الذيلية لتمتد الوريد ومنع النزيف أثناء وضع القسطرة. تيأي ربطة فضفاض مع موضوع الأوسط لضمان تأمين سهولة القسطرة في وقت لاحق.
- باستخدام المقص الصغير، وجعل شق على طول الوريد بين الحروف المركبة في الجمجمة والذيلية وكبيرة بما يكفي لتمرير القسطرة. انتزاع القسطرة مع ملقط، وإدراج القسطرة 11 مم في الوريد. تأمين فضفاضة القسطرة عن طريق ربط قبالة ضمد المتوسطة وتأكيد موضع الصحيح عن طريق تنظيف بلطف مع ملحي معقم.
- تأمين القسطرة عن طريق ربط بحزم قبالة ضمد المتوسطة والذيلية حول السفينة والقسطرة. التعادل ينتهي من ربطة الذيلية والمتوسطة معا لتأمين بحزم القسطرة. تأكد من أن عقدة لا تسد الوريد، عن طريق تنظيف القسطرة بعد أن تقدمت كل عقدة. وأخيرا، ربط الذيلية والأربطة في الجمجمة. إغلاق شق مع خيوط الحرير 5.0.
4. الأعور من ربط والبزل
- جعل 1 سم شق خط الوسط من خلال الجلد في النصف السفلي من البطن مع مشرط أو مقص.يجب الحرص على عدم اختراق في التجويف البريتوني.
- تحديد الخط الأبيض من عضلات البطن وإجراء شق بين العضلات للدخول في التجويف البريتوني. تحديد الأعور، واستخدام ملقط التشريحية حادة لعزل الأعور والداخل للظاهر عليه.
- Ligate الأعور في 50٪ من طوله مع خيوط الحرير 3.0. تأكد من عدم ligate في صمام اللفائفية بحيث يتم الحفاظ استمرارية المعوية.
- خرم الأعور مع إبرة قياس 18 بواسطة واحد من خلال ومن خلال ثقب في منتصف الطريق بين ربط وغيض من الأعور. بعد إزالة الإبرة، وقذف كمية صغيرة من البراز من فتحة لضمان المباح.
- إعادة الأمعاء في تجويف البطن، وإغلاق الصفاق والجلد مع خيوط الحرير 5.0.
ملاحظة: في المتوسط، وهو متدرب جديد يتطلب 10-15 الحيوانات لتكون قادرة على وضع بسلاسة القسطرة الوريدية وتنفيذ CLP خلال 45 دقيقة. بعد فترة التدريب، والتخدير / جراحة RELAويمكن توقع وفيات تيد من 10٪.
العلاج 5. ما بعد الجراحة والإنعاش السائل
- ضع الماوس في موقف ضعيف وتأمين القسطرة إلى سلك مرفق مع الشريط. تحريك الماوس إلى قفص فردي. استخدام موقفا مع المشبك قابل للتعديل لوضع الجهاز قطب 25 سم فوق الماوس والشريط بحزم الجزء الحر من السلك الربط المعدنية لدرجة الدورية للقطب.
- نعلق حقنة تحتوي على خليط من المواد الغروية متوازنة وبلورانيات (1: 4) إلى خط وريدي لبدء الإنعاش السوائل.
- وضع القفص في درجة الحرارة للرقابة (27 ° C) مجلس الوزراء حيوان مع ضوء 12 ساعة ودورات الظلام وبدء الإنعاش السوائل عن طريق الوريد (10 مل / كغم / ساعة) عبر دقيقة يحركها حقنة مضخة التسريب. توفير تخصيب قفص مثل المواد التعشيش وكتلة خشبية.
6. العناية المركزة
- في 6 ساعة بعد العملية، حقن تحت الجلد medicatio الألمن والمضادات الحيوية (0.3 مل البوبرينورفين (0.15 ملغ / كلغ) و 0.2 مل الإيميبينيمن (16.67mg / كغ)). ملاحظة: بعد حيوان مختبر ممارسة الطب القياسية، تعطى الجرعة الأولى من لمدس الألم قبل شق جراحي الأولي ثم حسب توجيهات السياسات البيطرية المؤسسة. يجب حقن حقنة تحت الجلد بعناية في الفضاء تحت الجلد.
- بعد 20 - 24 ساعة من إنعاش السوائل، واستبدال بلورانيات / الغرويات قبل مجموع التغذية الوريدية (6.67 مل / كغم / ساعة).
ملاحظة: مجموع التغذية الوريدية تدار (5.8 كيلو كالوري / 24 ساعة) تغطي حوالي 40٪ من احتياجات اليومية من السعرات الحرارية من الفئران، على غرار السعرات الحرارية في وقت مبكر من المرضى في وحدة العناية المركزة. - تحت الجلد يدير المسكنات والمضادات الحيوية (0.6 مل البوبرينورفين (0.3 ملغ / كلغ) و 0.2 مل الإيميبينيمن (16.67 ملغم / كغم) كل 12 ساعة خلال الفترة كاملة من الأمراض الخطيرة.
- تحقق من الحيوانات على الأقل كل ساعة 3 خلال النهار. تقييم معاناة بإعطاء الألميسجل على أساس التحقق من صحة الماوس كشر نطاق 11. تكثيف المراقبة للحيوانات بنتيجة الألم عالية.
7. نهاية التجربة
وينبغي السعي الموافقة والتوصيات على مستوى شدة النموذجية والمبادئ التوجيهية والسياسات بالنسبة لنهايات الإنسان من المجلس المحلي المؤسسي الأخلاقي مراجعة للبحوث الحيوان: ملاحظة.
ملاحظة: في حالة وجود خط وريدي لا يعمل مثل القسطرة المحظورة، تمركز القسطرة، ومشاكل في ضخ حقنة، يتم استبعاد الحيوان من الدراسة والموت الرحيم.
- في نهاية الفترة التجريبية، تخدير عميق الماوس باستخدام مزيج من 0.03 مل الكيتامين (100 ملغ / كلغ) و 0.02 مل (13 ملغ / كلغ) زيلازين. الموت ببطء الماوس عن طريق سحب الدم عن طريق ثقب في القلب. متجر المفاجئة عينات الأنسجة المجمدة من الفائدة عند -80 درجة مئوية.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
وقدمت C57BL / 6 الفئران بأمراض خطيرة كما هو موضح أعلاه. أجرينا تجربتين لتقييم البقاء على قيد الحياة بعد CLP حتى نقطتين الوقت: البقاء على قيد الحياة حتى اليوم 5 (ن = 15) والبقاء على قيد الحياة حتى اليوم 7 (ن = 22) بعد CLP. كانت منحنيات البقاء على قيد الحياة من تجارب اثنين لا تختلف كثيرا (مقارنة حتى يوم 5)، مما يدل على استنساخ الإعداد التجريبية. تم العثور على قيد الحياة غير الحيوانات الموت أو الموت الرحيم بسبب الوصول إلى النهاية الإنسان. ربط 50٪ من الأعور في تركيبة مع المضادات الحيوية، وإنعاش السوائل والتغذية الوريدية عن طريق القسطرة الوريدية في الوداجي الوريد، كما وصفها، أسفر عن وفيات 13٪ بعد 1 يوم من الأمراض الخطيرة، 24٪ وفيات بعد 3 أيام من الأمراض الخطيرة، 27-31 فيات٪ بعد 5 أيام من الأمراض الخطيرة و 36٪ بعد 7 أيام من الأمراض الخطيرة. والتي تغذيها زوج الفئران السليمة، والتي كانت من السعرات الحرارية تقتصر على تناول المواد الغذائية من خطيرةالفئران سوء، لم تظهر أي وفيات.
الشكل 2: منحنيات البقاء على قيد الحياة بعد 5 أو 7 أيام من الأمراض الخطيرة. لم يكن هناك أي وفيات في مجموعة من الحيوانات السليمة (A، B، خط متقطع - الحيوانات السليمة بدون جراحة). بعد خمسة أيام من الجراحة (A)، وكان معدل وفيات 27٪ (خط الصلبة). بعد سبعة أيام تحريض تعفن الدم (B)، كان معدل وفيات 36٪. استبعدت الفئران مع تسريب أو القسطرة طردهم من التجربة (15٪). الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
وضعنا أكثر أهمية سريريا نموذج الفأر من الأمراض الخطيرة، من خلال الجمع بين ربط وثقب الأعور طريقة للحث على الإنتان مع استخدام خط وريدي مركزي للسوائل، والمخدرات، وإدارة المواد الغذائية. هذا الإعداد التجريبية غير قابلة للتكرار، ويسمح لدراسة مرحلة طويلة من الأمراض الخطيرة والنتائج في معدل وفيات مستقر، ومحاكاة بهذا الوضع السريري الإنسان 1.
وقد تم الاعتراف ربط الأعور وثقب على نطاق واسع على أنها نموذج حيواني من الأمراض الخطيرة الحاد الذي يستنسخ الملامح الرئيسية للتسمم 6 و 7. ومع ذلك، هذا النموذج من الأمراض الخطيرة الحاد لا يسمح دراسة الفشل غير حل العديد من الأعضاء، تلف العضلات، والغدد الصماء والتمثيل الغذائي التغييرات، التي تمثل نموذجا لمرحلة طويلة من الأمراض الخطيرة. وعلاوة على ذلك، غالبا ما تفشل النتائج قبل السريرية مع هذا النموذج إلى translatه إلى الإنسان السريري تحديد 8 و 9 و 10. لذلك، وضعنا نموذجا حيث وضع خط وريدي مركزي يسمح للمحقق لإدارة الإنعاش السائل واسعة، والمخدرات، ومجموع التغذية الوريدية. هذه الإجراءات الداعمة ذات الأهمية الحيوية للمرضى ذوي الحالات الحرجة من أجل البقاء على قيد الحياة في المرحلة الحادة من المرض الحرجة. وعلى الرغم من وضع هذا الخط الوريدي المركزي، والحيوانات لا تزال قادرة على التحرك بحرية مع الانزعاج طفيفة نسبيا. صحيفة علاج الألم يساعد على تخفيف المعاناة، وفقا لتقييم حجم الماوس كشر الألم 11. يتضمن هذا النموذج أيضا الجوانب الأساسية الأخرى من الرعاية الداعمة لمرضى مصابين بأمراض خطيرة، مثل العلاج بالمضادات الحيوية ومسكنات للألم.
هذا نموذج لديها العديد من القيود. أولا، إجراء العمليات الجراحية واسعة هو تطلبا ويتطلب التدريب الكافي. أبداورغما، مع التدريب الكافي، في المتوسط 10٪ من الحيوانات تعمل يموت أثناء أو مباشرة بعد الجراحة. وعلاوة على ذلك، والقسطرة التي لم يتم وضعها بشكل جيد، يمكن أن يؤدي إلى تسرب السوائل أو إنعاش التغذية الوريدية في الصدر من الحيوان. في المتوسط، 15٪ من الحيوانات على قيد الحياة يجب أن يتم استبعاد أثناء الدراسة بسبب هذه المشاكل المتعلقة القسطرة. وهكذا، عندما يحسب احد على العدد المطلوب من الحيوانات لتجربة، على المرء أن يأخذ في الاعتبار وجود فائض 25٪ يرجع إلى عملية جراحية والخسائر المرتبطة القسطرة. ثانيا، مع نقطة وصول الوريدية واحد فقط، والمضادات الحيوية ومسكنات للألم لا تزال بحاجة الى أن تدار تحت الجلد مرتين يوميا. في الواقع، والتوافق من التغذية الوريدية مع المضادات الحيوية والأدوية ألم الدواء لا يمكن ضمان، وبالتالي ينبغي تجنب شارك في الحقن في الوريد. فلاشينغ خط تليها حقن البلعة هو أيضا من الناحية الفنية لا يمكن بسبب حجم الدم محدود من الفئران. الثالث، والتخدير والجراحة اللازمة رس وضع القسطرة سوف لحث على الاستجابة للضغط النفسي الشديد في حد ذاته. نحن نستخدم الحيوانات السليمة من دون جراحة والضوابط، والنظر في عملية جراحية تتعلق القسطرة كجزء من الأمراض الخطيرة، مقارنة مع ما يضطر المرضى ICU الجراحية الإنسان على التحمل. رابعا، في حين أن مسكنات للألم ما بعد الجراحة والمضادات الحيوية واستخدام خط وريدي مركزي للسماح إدارة التغذية الوريدية يزيد من أهمية سريرية من طراز CLP الفئران، نموذجنا لا يزال لا تحاكي تماما الوضع البشري السريري. في الواقع، نظرا لحجم الحيوانات الصغيرة هو تحدي لإدخال العديد من التقنيات الداعمة المتقدمة، مثل العلاج ببدائل الكلوي. ومع ذلك، فإن استخدام هذا النموذج يسمح التدخل الجيني، حيوية في كشف التسبب في الأمراض الخطيرة.
وقد تبين أن الوفيات وشدة الإجراء CLP يمكن التلاعب بها، إذا اقتضت الضرورة، من قبل جزء من الأعور الذي هو ligated، حسب حجم وعدد الأسطواناتالحبات من ثقوب، وإنعاش السوائل تحت الجلد والمضادات الحيوية اليومية 6 و 12. نختار بروتوكول الذي وفرنا إنعاش السوائل واسعة النطاق في 10 مل / كغ / ساعة لساعة 20 الأولى، كما ثبت سابقا أن هذا يحسن الوفيات 13. وينبغي أن تدمج لدينا التعديلات في بروتوكول إذا كان المطلوب نموذج من الأمراض الخطيرة لفترة طويلة بدلا من نموذج من الفتك. يستخدم هذا النموذج الفأر CLP منتصف الصف، وإنعاش السوائل الوريدية والعلاج بالمضادات الحيوية من أجل خلق نموذج أكثر أهمية سريريا من الأمراض الخطيرة، كما يظهر من المنحنيات في البقاء على قيد الحياة لفترة طويلة الذي يحاكي معدل البقاء على قيد الحياة من تعفن الدم البشري 1. السكان ICU المريض، وعامة السكان، والشيخوخة 14. من أجل تقليد الإعداد ICU البشري بصورة أوثق، يمكن للمرء استخدام الفئران ناضجة (6 أشهر)، كما استخدمت في هذه الدراسة، أودير لتعزيز أهمية سريرية من النموذج التجريبي.
وفي الختام، وهذا نموذج الفأر يتطلب عملية جراحية واسعة والعناية المركزة اليومية للحيوانات، ولكنه يؤدي إلى نموذج من الأمراض الخطيرة، مما يسمح للمحقق لدراسة جوانب مرحلة طويلة من الأمراض الخطيرة.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Buprenorphine | Ecuphar | Vetergesic 0.3 mg/mL | |
| C57BL/6 | Janvier labs | C57BL/6JRj | |
| colloids | Fresenius Kabi | Volulyte 6% | |
| crystalloids | Baxter | Plasmalyte a viaflo | |
| Ethilon 3.0 | Ethicon | F3211 | |
| Imipenem | MSD | Tienam 500 mg powder for injection fluid | |
| Isoflurane | Eurovet | Iso-vet | |
| Ketamine | Eurovet | Nimatek 100 mg/mL | |
| LocTite Super glue3 all plastics | Rectavit | 119818 | |
| Mersilk 3.0 | Ethicon | L192 | |
| Mersilk 5.0 | Ethicon | F682 | |
| Microrenathane .025" O.D. x .012" I.D. | Bioseb | MRE-025 | |
| olimel N7E | Baxter | ||
| PE10 - Polyethylene .011" x .024" | Instech Solomon | BTPE-10 | |
| PE-50 tubing .023" x.038" | Instech Solomon | BTPE-50 | |
| Rodent Swivel 20 G | Bioseb | RS-20G | |
| Ropivacaïne | Astrazenica | Naropin 2 mg/mL | |
| Xylazine | VMD | Xylazine hydrochloride 2% |
References
- Angus, D. C., van der Poll, T. Severe sepsis and septic shock. N Engl J Med. 369 (9), 840-851 (2013).
- Singer, M., et al. The Third International Consensus Definitions for Sepsis and Septic Shock (Sepsis-3). JAMA. 315 (8), 801-810 (2016).
- Remick, D. G., Newcomb, D. E., Bolgos, G. L., Call, D. R. Comparison of the mortality and inflammatory response of two models of sepsis: lipopolysaccharide vs. cecal ligation and puncture. Shock. 13 (2), 110-116 (2000).
- Copeland, S., et al. Acute inflammatory response to endotoxin in mice and humans. Clin Diagn Lab Immunol. 12 (1), 60-67 (2005).
- Seok, J., et al. Genomic responses in mouse models poorly mimic human inflammatory diseases. Proc Natl Acad Sci U S A. 110 (9), 3507-3512 (2013).
- Rittirsch, D., Huber-Lang, M. S., Flierl, M. A., Ward, P. A. Immunodesign of experimental sepsis by cecal ligation and puncture. Nat Protoc. 4 (1), 31-36 (2009).
- Zolfaghari, P. S., Pinto, B. B., Dyson, A., Singer, M. The metabolic phenotype of rodent sepsis: cause for concern. Intensive Care Med Exp. 1 (1), 25 (2013).
- Radermacher, P., Haouzi, P. A mouse is not a rat is not a man: species-specific metabolic responses to sepsis - a nail in the coffin of murine models for critical care research. Intensive Care Med Exp. 1 (1), 26 (2013).
- Dyson, A., Singer, M. Animal models of sepsis: why does preclinical efficacy fail to translate to the clinical setting. Crit Care Med. 37 (1 Suppl), S30-S37 (2009).
- Osuchowski, M. F., et al. Abandon the mouse research ship? Not just yet. Shock. 41 (6), 463-475 (2014).
- Langford DJ1, B. A., Chanda, M. L., Clarke, S. E., Drummond, T. E., Echols, S., Glick, S., Ingrao, J., Klassen-Ross, T., Lacroix-Fralish, M. L., Matsumiya, L., Sorge, R. E., Sotocinal, S. G., Tabaka, J. M., Wong, D., van den Maagdenberg, A. M., Ferrari, M. D., Craig, K. D., Mogil, J. S. Coding of facial expressions of pain in the laboratory mouse. Nat Methods. 7, (2010).
- Hollenberg, S. M., et al. Characterization of a hyperdynamic murine model of resuscitated sepsis using echocardiography. Am J Respir Crit Care Med. 164 (5), 891-895 (2001).
- Heuer, J. G., et al. Cecal ligation and puncture with total parenteral nutrition: a clinically relevant model of the metabolic, hormonal, and inflammatory dysfunction associated with critical illness. J Surg Res. 121 (2), 178-186 (2004).
- Conti, M., Merlani, P., Ricou, B. Prognosis and quality of life of elderly patients after intensive care. Swiss Med Wkly. 142, (2012).
