Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Bioengineering
Click here for the English version

Bioengineering

Instrumento ultrasónico para la conducción del nervio bloquear en modelos de rata diabética

Published: October 20, 2017 doi: 10.3791/55675
Automatic Translation
1, 2, 1, 1
1Institute of Biomedical Engineering and Nanomedicine, National Health Research Institutes, 2Department of Neurology, National Cheng Kung University Hospital

Summary

Este trabajo presenta la metodología de la aplicación de ultrasonido enfocado intensidad alta para bloquear los potenciales de acción de nervios neuropáticos diabéticos.

Abstract

Bloque de la conducción del nervio con un transductor de ultrasonido enfocado intensidad alta (HIFU) se ha realizado en modelos animales normales y diabéticos recientemente. HIFU reversible puede bloquear la conducción de los nervios periféricos sin dañar los nervios durante el uso de un adecuado parámetro ultrasónico. Bloque parcial y temporal de los potenciales de acción de los nervios muestra que el HIFU tiene el potencial para ser un tratamiento clínico útil para aliviar el dolor. Este trabajo muestra los procedimientos para la supresión de los potenciales de acción de nervios neuropáticos en ratas diabéticas en vivo usando un transductor HIFU. El primer paso es generar las ratas neuropáticas diabéticas macho adulto por inyección streptozotocin (STZ). El segundo paso es evaluar la neuropatía diabética periférica en las ratas diabéticas inducidas por STZ por una sonda electrónica de von Frey y un plato caliente. El paso final es grabar en vivo los potenciales de acción extracelulares del nervio expuesto a sonicación de HIFU. El método mostró aquí puede beneficiar el estudio de ultrasonido aplicaciones analgésicas.

Introduction

Medicamentos orales, acupuntura1, y de estimulación nerviosa eléctrica2 se han utilizado para el tratamiento de la polineuropatía diabética dolorosa. Sin embargo, los efectos secundarios de los medicamentos orales, operación invasiva de la acupuntura y la estimulación eléctrica del nervio obstaculizan la eficacia terapéutica y la adherencia del paciente. Bloque de la ecografía de los nervios periféricos en modelos animales se ha investigado durante décadas3,4,5. La conducción de en vitro nervios ciáticos de la rana verde grande fue inhibida reversiblemente después del tratamiento de 10-20 pulsos de la exposición del ultrasonido de 0,4 - 1,0 s6. Un factor para bloquear la conducción nerviosa es el aumento de la temperatura inducido por ultrasonido7. Para los pacientes con polineuropatía, la supresión de los potenciales de acción compuestos del músculo (CMAPs) fue realizada en el nervio peroneo expuesto al ultrasonido de baja intensidad durante 2 min8. El tiempo de recuperación completo estaba dentro de 5 minutos.

Recientemente, la Food and Drug Administration de los Estados Unidos aprobaron HIFU como un tratamiento no invasivo para los tumores fibroides uterinos9, palliations de dolor de hueso metástasis10y el cáncer de próstata11. Un transductor HIFU emite rayos acústicos fuera del cuerpo, y las vigas transmiten en diversos medios de tejido y convergen en el tumor blanco en el foco. La zona focal se forma inmediatamente para generar efectos localizadas en atacan tumores sin dañar los tejidos circundantes. HIFU se ha aplicado también para inhibir la conducción de los nervios o causan denervación del nervio en experimentos en vivo de normal de ratas Sprague-Dawley (SD)12. Además, los efectos a corto y a largo plazo de HIFU en nervios neuropáticos han sido investigados13. Los resultados anteriores demuestran que el bloque de la conducción nerviosa sensorial reversible o permanente puede lograrse con HIFU con parámetros adecuados. Además de aplicaciones analgésicas, HIFU podría utilizarse como una herramienta para investigar la contribución relativa de los componentes periféricos y centrales a bloqueo de la conducción del nervio para la investigación básica de Neurología y desarrollo de medicamentos para el dolor. Por lo tanto, es necesario HIFU bloqueo plataforma tecnológica específica de los nervios periféricos en modelos animales. El propósito de este artículo es demostrar los procedimientos para parcialmente o completamente bloquear los potenciales de acción de los nervios periféricos en ratas diabéticas neuropáticas por HIFU. Se establecieron modelos de ratón diabético y la evaluación de los síntomas neuropáticos periféricos. Presentan una plataforma HIFU y procesos experimentales específicos para el tratamiento de los nervios ciático de rata.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

la atención institucional del Animal y el Comité de uso de los institutos nacionales de investigación de salud en Taiwán aprobaron todos los protocolos animales.

1. inducción de modelo diabético en macho adulto Sprague - Dawley (SD) ratas

  1. quitar bolitas de comida de rata de la jaula para ratas SD rápido macho (300-350 g) de 6 h antes de la inducción de STZ.
    2. Buffer de
  2. preparar citrato de sodio (0,1 M, pH 4,5).
    1. Disolver 1.05 g ácido cítrico puro monohidratado (C 6 H 8 O 7 · H 2 O; análizar pesos 210.14) en 50 mL agua destilada para hacer una solución de ácido cítrico de 0,1 M.
    2. Disolver 1.47 g citrato trisódico dihidratado (C 8 H 5 O 7 Na 3 · 2 H 2 O; análizar pesos 294.12) en 50 mL agua destilada para hacer una solución de citrato de sodio de 0.1 M.
    3. Añadir 25 mL de solución de ácido cítrico a 25 mL de solución de citrato de sodio. Vigilar el pH de buffer de citrato de sodio (pH 4.5) usando un medidor de pH.
      Nota: El buffer se hace isotónico por adición de un volumen adecuado de solución de citrato de sodio de 0.1 M.
  3. STZ disolver en buffer de citrato de sodio de 0.1 M a ceder un 50 mg/mL solución STZ.
    Nota: La solución STZ es sensible a la luz, por lo tanto, cubrir la solución STZ con papel de aluminio y usar dentro de 15-20 minutos
  4. Dibujar la solución STZ/kg 50 mg en una jeringa de insulina o tuberculina de 1 mL con aguja de calibre 26 a 28. limpiar el sitio de la inyección con una almohadilla de etanol e inyectar por vía intraperitoneal la solución STZ en el cuadrante inferior derecho del abdomen para evitar que se dañe órganos abdominales.
  5. Fuente de ratas con agua de 10% de sacarosa como la única fuente de agua para 48 horas después de la inyección de STZ para prevenir hipoglucemia.

2. confirmación de la Diabetes en la rata inducida por STZ

  1. Monitor la concentración de glucosa plasmática ayunas de todos las ratas inyectadas por STZ post 72 h con un medidor de glucosa.
    1. Rápido de las ratas diabéticas inducidas por STZ de 15 h antes de medir el ayuno la sangre nivel de glucosa en.
    2. Refrenar las ratas en una bolsa de contención y exponer las colas para la recogida de la sangre durante las mediciones de glucosa de sangre.
    3. Utilice una lanceta de sangre a la punta de la cola para obtener una pequeña gota de sangre del pinchazo. Coloque la gota de sangre sobre una tira de prueba de glucosa. Registrar los niveles de glucosa plasma ayunas.
      Nota: El medidor de glucosa detecta y muestra el nivel de glucosa en sangre en unidades de mg/dL. Excluir las ratas con el ayuno los niveles de glucemia por debajo de 150 mg/dL después de 2 semanas de Inducción STZ.

3. Evaluación de la neuropatía diabética periférica en ratas diabéticas

  1. evaluar la alodinia mecánica con electrónica von Frey.
    1. Ratas diabéticas habituar la inducida por STZ en una jaula en un piso de malla metálica de diámetro 1 cm por 30 min antes de evaluar la Cierva pata respuesta retirada.
    2. Utilizar una sonda electrónica de von Frey con punta rígida (0,8 mm de diámetro) manualmente aplicar presión a la superficie plantar de la pata trasera de las ratas y aumentar gradualmente la presión hasta que se vea una respuesta de retirada de la pata.
    3. Registrar la presión que se muestra en el sistema y repetir la medición 5 veces por rata, con un intervalo de 30 s entre cada medición.
  2. Evaluar la hiperalgia de calor con una plancha caliente.
    1. Habituar las ratas diabéticas inducidas por STZ en la placa (24 ± 0,5 ° C) durante 10 min antes de evaluar la respuesta al dolor.
    2. Retire y coloque las ratas en sus jaulas, después de la habituación, la placa de calor y mantener la placa ' temperatura a 55 ± 0.5 ° C.
    3. Coloque la rata sobre la placa caliente mientras simultáneamente iniciar el temporizador de.
      4. Cuando la rata muestra distintos comportamientos, como lamer el trasero de la pata o anormalmente chasquea el trasero de la pata, detener el temporizador y registrar la latencia de retiro de
    4. .
      Nota: Si una rata expresan distintos comportamientos después de 20 s (tiempo de corte de 20 s), terminar la prueba de la placa caliente y retire la rata de la placa caliente.

4. En Vivo Bloqueo de la conducción con el HIFU transductor de nervios

Nota: el experimento en vivo comienza en la semana 5 después de la inyección de STZ de 50 mg/kg.

  1. Realizar procedimientos animales antes de bloqueo de las CMAPs con baño de ultrasonidos HIFU.
    1. Esterilizar las herramientas quirúrgicas (bisturí, tijeras, pinzas y gancho de cristal) en autoclave antes de la cirugía.
    2. Anestesiar las ratas con inyección intraperitoneal de mezcla tiletamina/zolazepam (40 mg/kg) y xilacina (10 mg/kg) o a través de la inhalación del 1.75% de isoflurano través de vaporizador de isoflurano. Coloca las ratas en un cojín de calefacción para mantener la temperatura del cuerpo.
    3. Posición de las ratas para la cirugía en recumbency ventral. Aplicar el ungüento oftálmico. Extender la pata de la rata y pellizcar la superficie plantar de los pies con las uñas para determinar la profundidad de la anestesia. Si las ratas muestran respuestas de retirada, aplicar anestesia adicional.
    4. Quitar el pelo del muslo y baje la parte trasera de las ratas con una maquinilla eléctrica. Aplicar yodo líquido con una gasa limpia en el sitio quirúrgico y la gasa circular hacia el exterior del sitio quirúrgico. Use una almohadilla de alcohol para limpiar el yodo líquido con el mismo movimiento circular. Este experimento se realiza en el sitio de izquierda y derecha quirúrgico. Repita el procedimiento en el otro sitio quirúrgico cuando se dé el siguiente paso del procedimiento de.
    5. Utilizar una tijeras quirúrgicas estériles o bisturí hacer una incisión de la piel en el muslo dorsal. Utilice tijeras quirúrgicas romos para separar el tejido debajo de la piel y fijar la piel con piel ganchos. fémur puede verse dentro de los músculos.
    6. Utilice las tijeras para separar cuidadosamente los músculos paralelos al fémur hasta que las fibras de nervio ciático de medio muslo que están incrustadas en los músculos visibles. Cuidadosamente use un gancho de vidrio para separar el medio muslo ciático nervio de los músculos y tejidos conectivos circundantes.
  2. Posición del nervio ciático en la zona focal de HIFU usando un fijador por encargo del nervio ( figura 1 y figura 3).
    Nota: El fijador a la medida del nervio consta de 3 componentes ( figura 3). Todos los componentes están hechos de polimetacrilato de metilo transparente (PMMA). La rosca externa de la estructura superior del componente I es 2,5 mm de alto y M10XP0.7 ( Figura 4A). El pozo central es un 4.0 mm de diámetro del agujero a través del componente I. La apertura del fondo del pozo está sellada con una lámina de cinta. El diámetro de la ranura es de 1,2 mm y la distancia entre el plano central de la ranura y la superficie superior del componente I es 3,1 mm. componente II consta de un cuerpo principal, cuatro patas y la estructura inferior ( Figura 4B). La rosca interna de la estructura inferior es 2,5 mm de alto y M10XP0.7 para adaptarse a la rosca externa del componente I. El diámetro del agujero central es el mismo que el pozo central del componente I. Las dimensiones del cuerpo principal son 32 mm de diámetro y 5,4 mm de espesor. Cuatro patas se despliegan simétricamente. Dos patas cortas idénticas están diseñadas para la alineación y dos piernas largas idénticas trabajan para enganchar en el componente III. El diámetro exterior y la altura del componente III son de 41 mm y 9,2 mm. El hilo de rosca interno es M36XP1.0 y el agujero pasante es 27,5 mm de diámetro (< fuerte clase = "xfig"> Figura 4). El cono es un cono hueco con la abertura superior de 84 mm de diámetro y la apertura de la parte inferior de 27,5 mm de diámetro. La altura es de 57,5 mm ( figura 5A).
    1. Antes del experimento, Remoje el fixator del nervio acrílico por encargo en solución de lejía durante 30-60 min seguido de remojo en agua estéril.
    2. Utilizando un gancho de vidrio, levante cuidadosamente el nervio y ponerlo en la ranura del componente I.
    3. Componente de tornillo II al componente I. relleno central bien del componente I con timbre ' solución para la preservación del nervio y propagación ultrasónica de s.
    4. Tornillo componente III en el cono de la vivienda de HIFU. Componente de la base III con componente II a través de las cuatro patas del componente II.
      Nota: El centro geométrico de tres componentes y el transductor se alinean. La distancia entre el nervio y el transductor es igual a la longitud focal, que asegura que el nervio es dentro de la zona focal de HIFU.
  3. Inserte un par de agujas de acupuntura en el origen del nervio ciático y el otro par en el músculo gastrocnemio. Conecte cada par de agujas en el sistema de adquisición de electrofisiología a través de un cable coaxial eléctrico ( figura 1).
    Nota: En un extremo del cable son dos pinzas de cocodrilo a dos agujas por separado y en el otro extremo del cable es un conector BNC para conectar el sistema. Los pares de agujas de acupuntura trabajan como estimular los electrodos en el nervio ciático y los electrodos de la grabación en el músculo gastrocnemio.
    1. Configurar la velocidad de muestreo y el ancho de banda del sistema de adquisición de electrofisiología a 50 kHz y 70 Hz - 3 kHz, respectivamente. Aplicar un estímulo supra máximo con una anchura de pulso de 0,1 ms a los electrodos estimulantes en el origen del nervio ciático.
    2. Grabar las CMAPs de los electrodos de la grabación y amplificar las CMAPs con el amplificador incorporado en el sistema de adquisición de la electrofisiología.
      Nota: Utilice el amplificador incorporado en el sistema de adquisición de electrofisiología para amplificar las señales nerviosas y grabar las CMAPs de los electrodos de la grabación con el sistema de adquisición de la electrofisiología.
  4. Utilizar un transductor HIFU comercial de 2,68 MHz para suprimir las CMAPs en ratas diabéticas neuropáticas.
    Nota: Las especificaciones del transductor se describen a continuación: un solo elemento recipiente esférico con diámetro de abertura de 6 cm y la longitud focal de 5 cm y una zona focal elipsoidal de 4 mm de profundidad y 0,8 mm de ancho en el campo libre.
    1. Sumergir el cono esférico, el transductor HIFU y el cono tapa en el tanque lleno de agua desgasificada. Poner el transductor HIFU en el cono esférico y fijar la tapa del cono a la abertura superior del cono esférico de 6 tornillos ( figura 5B). Después de las burbujas en el cono esférico son expulsadas naturalmente debido a la baja densidad de burbujas con agua, selle la abertura frontal del cono una cinta gruesa transparente de 0.03 mm. Componente de tornillo III sobre el cono esférico.
    2. Sacar el transductor HIFU con el cono esférico y el componente III del tanque de agua desgasificada.
      Nota: El agua de osmosis inversa utilizado en el estudio es el agua purificado por el proceso de ósmosis inversa. Se hierve el agua de ósmosis inversa para expulsar el gas. Después de enfriado, se obtiene el agua desgasificada en un tanque sellado individual.
  5. Poner componente I en el espacio entre el nervio y el músculo y el nervio en el espacio de componente I. realizar los pasos 4.2.3 y 4.2.4 para que el nervio esté dentro de la zona focal de lo HIFU ( Figura 3A < / fuerte >).
  6. Enlace de un generador de funciones y un amplificador de potencia de radiofrecuencia. Conecte el amplificador de potencia para el transductor HIFU para la generación de la viga HIFU. Ajustar manualmente la tensión de salida del generador de funciones a la HIFU transductor mediante el amplificador de potencia. Apagar manualmente el generador de funciones una vez que el tiempo de exposición de HIFU. Observar el tiempo utilizando un cronómetro.
    Nota: La intensidad y la energía de la viga HIFU utilizada en este estudio son 2.810 W/cm 2 y 84 J/mm 2, respectivamente.
  7. Entregar al mismo tiempo, el estímulo a través del sistema de adquisición de electrofisiología (paso 4.3) y viga HIFU a través sistema HIFU (paso 4.6) en el nervio ciático durante la grabación de las CMAPs. Aumentar gradualmente la exposición HIFU en el nervio ciático de 3 s, 5 s 8 s hasta que se observa disminución o inhibición de la amplitud de CMAPs. Viga
    1. registro el CMAPs una vez por segundo durante la entrega de lo HIFU. Después de observar el cambio en la amplitud de la CMAPs, apague el sistema HIFU y manualmente, haga clic en el icono de registro en el software de adquisición de electrofisiología a registro CMAPs cada 2 min en lo primeros 10 min, cada 5 min en el minuto 30 consecutivo y cada 10 min en el última fase hasta que llegue el tiempo de grabación a 2 h.
  8. Componente separado II y III del fixator del nervio ( figura 3) para retirar el transductor HIFU desde el sitio de la incisión. Componente separado II y para liberar el nervio ciático asegurado. Sutura el sitio quirúrgico de la rata diabética por suturas de catgut crómico 4-0 después de grabar las CMAPs. Aplicar yodo líquido al sitio quirúrgico para prevenir la infección.
    1. Poner las jaulas en la almohada y permitir que las ratas recuperar en sus jaulas antes de regresar al centro de animales. Proporcionar las ratas con ibuprofeno en el agua potable para 3 días o la inyección intraperitoneal de buprenorfina (0.05 - 0.1 mg/kg).
  9. Insertar electrodos de estimulación y registro en el origen del nervio ciático y los músculos de gastrocnemius de ratas neuropáticos diabéticos anestesiados como se describe en los pasos 4.1.2 y 4.3 en los días 7, 14 y 28 después de la sonicación de HIFU inicial. Repita los pasos del 4.3.1 a la 4.3.2.
    1. Poner las jaulas en la almohada y permitir que las ratas recuperar en sus jaulas antes de mover las jaulas para las instalaciones de animales.
  10. Eutanasia a las ratas después de la experiencia. Colocar la rata en una cámara de dióxido de carbono. Espere unos 5 minutos para las ratas a dejar de respirar. Asegúrese de que el corazón ha dejado de golpear a.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

El estudio en vivo demostró que, con una dosis HIFU de sonicación de 3 s con una intensidad de 2.810 W/cm2, el CMAPs fueron suprimidos por el 20% de la base, pero se recuperaron completamente después de 30 min (figura 2A, diamantes) y casi constante en el período de 28 días (figura 2B, diamantes). Las 5 s HIFU la exposición en la misma intensidad, el CMAPs disminuyeron a 65.4% (9,5%) de nivel básico de 4min y recuperaron al 73,7% (12,6%) de base por 120 min (figura 2A, plazas). El CMAPs no volvió a niveles basales hasta el día 14 (figura 2B, plazas). Cuando tiempo de sonicación de HIFU fue aumentada a 8 s bajo la misma intensidad, el CMAPs fueron reducidos a 26.0% (14,1%) de nivel básico de 4 minutos (figura 2A, triángulos), pero mayor a 38.0% (12,0%) de nivel básico de 120 min y gradualmente aumentó a 74% de la línea de fondo por día 28 (figura 2B, triángulos). Ver Lee, Dufr,13 para detalles adicionales.

Figure 1
Figura 1 : La configuración Experimental para En Vivo Bloque de la conducción del nervio con de intensidad alta enfocada ultrasonidos (HIFU). (A) un cono esférico acrílico a medida que se llena con agua de ósmosis inversa desgasificado se combinó con el fixator del nervio para que el transductor de la zona focal de HIFU fue en el plano focal de los nervios. (B) estimular y electrodos de registro se muestran en la figura. El fixator del nervio coloca el nervio ciático en el plano focal de la viga HIFU. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 2
Figura 2 : Las respuestas de CMAPs en En Vivo Ratas neuropáticas diabéticas después de 3 s, 5 s y 8 s de HIFU sonicación. (A) los cursos temporales de las CMAPs durante la grabación del día 1. Después de 3 s, 5 s y 8 s de sonicación de HIFU, las CMAPs disminuyeron durante lo primeros 10 min y se recuperó después de 120 min (B) los cursos temporales de las CMAPs durante grabaciones del día 7, 14 y 28. El CMAPs fueron recuperados por día 3:14 s y 5 s HIFU baño de ultrasonidos el día 1 y parcialmente aumento por día 8:28 sonicación de HIFU de s. Diamantes: 3 s de sonicación de HIFU, plazas: 5 s de sonicación de HIFU y triángulos: 8 s de sonicación de HIFU. n = 6 para cada parámetro HIFU. * Forma diferente desde el día 1. Los datos se expresan como mediana (rango), donde la barra de error es la mitad de la gama. Esta figura es modificada de Lee, Dufr, 201513. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 3
Figura 3 : El proceso de montaje para el nervio ciático en el punto caliente HIFU. (A) se muestran tres pasos de montaje: (1) colocar cuidadosamente el nervio en la ranura del componente I, (2) montar componente II y I, (3) Inserte el front-end de componente III con la estructura del cono HIFU transductor componente II. (B) un dibujo esquemático del transductor HIFU integró con el nervio de la rata. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 4
Figura 4 : Los dibujos de componentes I (A), II (B) y III (C). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 5
Figura 5 : Cubren los dibujos del cono esférico (A) y el cono (B). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Supresión parcial y temporal de action potentials de los nervios neuropáticos de ratas diabéticas en vivo y la ocurrencia instantánea del efecto de bloqueo después del tratamiento HIFU que ambos fueron observados. El estudio de seguimiento de 28 días en CMAPs demostró que un seguro bloqueo de la conducción del nervio podría llevarse a cabo en una adecuada exposición HIFU. Como resultado, el protocolo anterior del tratamiento HIFU puede proporcionar una solución alternativa para el bloque reversible de la conducción de los nervios ciático en ratas diabéticas.

En este método, no hay ninguna degeneración neural y los nervios sensoriales pueden recuperar completamente en un período de horas a varios días en lesiones de nervio suave14. Para lesiones severas, el curso temporal de recuperación sensorial normalmente lleva varios meses, si ocurre en absoluto. Además, las fibras de nervios periféricas más regeneran completamente cuando los endoneurial tubos y la lámina basal de la célula de Schwann están intactas después de lesiones machacantes15. Por lo tanto, deducimos que el HIFU daños leves pero reversible del nervio para el caso porque el CMAPs suprimidos después del tratamiento de HIFU volvieron a línea de fondo con el tiempo. Para las lesiones nerviosas graves, el CMAPs sólo recuperaron parcialmente, incluso después de 28 días.

La técnica de este estudio proporcionó una plataforma experimental para los estudios en animales de los efectos HIFU en nervios periféricos antes de estudio clínico. La zona focal de HIFU puede precisamente como objetivo el nervio blanco debido a los componentes estructurales y el protocolo desarrollado en este estudio, que resuelve el problema anterior de posicionamiento. Además del normal nervio, el HIFU bloqueo técnica puede aplicarse también al nervio enfermo. Sin embargo, las limitaciones de la técnica actual incluyen la falta de control (que conduce al daño del tejido circundante), de la temperatura y el bloqueo de corto efecto, aunque repitiendo la exposición HIFU puede prolongar la analgesia. Para traducir el HIFU bloqueo técnica para ensayos clínicos, una dirección no invasor de la zona focal de HIFU se requiere, como proyección de imagen de ultrasonido o Sr. proyección de imagen, para identificar la posición de los tejidos objetivo y controlar la temperatura en tiempo real.

El resultado de medicaciones orales existentes en sólo uno de cada cuatro pacientes con experiencias de dolor neuropático de más del 50% de alivio del dolor y presentan varios efectos secundarios significativos como somnolencia, mareos y somnolencia16. Modalidades físicas están desarrolladas para que mejorar la eficacia analgésica como la acupuntura, estímulos eléctricos y magnéticos. Sin embargo, la eficacia de la acupuntura se basa altamente en la experiencia del clínico y el procedimiento es invasivo. La eficacia de la estimulación eléctrica no invasiva o la estimulación magnética es aproximadamente 40% por la libertad del dolor a las 2 h. Ambos estímulos se centran no en el sitio local, que produce algunos de los eventos adversos17. Por lo tanto, para satisfacer necesidades clínicas no satisfechas para aliviar el dolor periférico, el HIFU técnica de bloqueo es una herramienta prometedora debido a eficacia instantánea, efecto reversible, terapia física, tratamiento no invasivo y potencial uso en el hogar.

Es fundamental para apuntar con precisión la zona focal de HIFU en el nervio ciático. La figura 3 ilustra el procedimiento esquemático para la colocación del nervio en la zona focal. El primer paso es utilizar un gancho de vidrio para levantar ligeramente el nervio ciático y poner en el componente bajo el nervio y luego colocar el nervio en la ranura del componente I (Figura 3A). El nervio pasa el sitio central del componente I al primer paso. El segundo paso es armar el componente II con componente a través de la estructura del tapón de rosca. El montaje de los componentes I y II es el fijador del nervio se muestra en la figura 2B. Componente II desempeña el papel de vincular componentes I y III. Antes de combinar los componentes II y III, están llenos de solución de Ringer para transmitir el ultrasonido y preservar el nervio de desgasificación. El último paso es insertar estructura front-end de componente III de lo HIFU transductor cono de acoplamiento en el componente II. Dos pares de pilares cortos y largos flexibles del componente II proporcionan suficiente fuerza de fijación. Montaje de componentes II y III está diseñado basado en el principio de la mortaja-espiga, que puede asegurar que el punto central de los tres componentes es en eje. La distancia focal del transductor HIFU es igual a la distancia entre el punto central del transductor y el punto central del componente I. Como resultado, el nervio es ciertamente dentro de la zona focal, que es un elipsoide con un ancho de 0,8 mm y 4 mm de profundidad.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Los autores no tienen nada que revelar.

Acknowledgments

El estudio fue apoyado por el Ministerio de ciencia y tecnología (proyecto más 105-2221-E-400-001) y los institutos nacionales de salud investigación (proyecto BN-105-PP-10), Taiwán.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
streptozotocin Sigma 85882
citric acid monohydrate  Sigma C1909
trisodium citrate dihydrate Sigma W302600
glucose meters Roche Accu-Check Active GC
electronic von Frey device IITC Life Science 2390
hot plate IITC Life Science
Biopac MP36 acquisition system Biopac Systems, Inc.
HIFU transducer Sonic Concepts H108
function generator Agilent 33250A
power amplifier Electronics & Innovation 1040L
Rats  Biolasco taiwan Sprague-Dawley
Puralube vet ointment Dechra
isoflurane vaporizer Parkland Scientific V3000PS
Isoflurance Attane
Restraint bag (Decapicones) Braintree Scientific DC 200

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Abuaisha, B. B., Costanzi, J. B., Boulton, A. J. Acupuncture for the treatment of chronic painful peripheral diabetic neuropathy: A long-term study. Diabetes Res Clin Pract. 39 (2), 115-121 (1998).
  2. Hamza, M. A., et al. Percutaneous electrical nerve stimulation: A novel analgesic therapy for diabetic neuropathic pain. Diabetes Care. 23 (3), 365-370 (2000).
  3. Ballantine, H. T. Jr, Bell, E., Manlapaz, J. Progress and problems in the neurologic applications of focused ultrasound. J Neurosurg. 17, 858-876 (1960).
  4. Foley, J. L., Little, J. W., Vaezy, S. Image-guided high-intensity focused ultrasound for conduction block of peripheral nerves. Ann Biomed Eng. 35 (1), 109-119 (2007).
  5. Lee, Y. F., Lin, C. C., Cheng, J. S., Chen, G. S. High-intensity focused ultrasound attenuates neural responses of sciatic nerves isolated from normal or neuropathic rats. Ultrasound Med Biol. 41 (1), 132-142 (2015).
  6. Young, R. R., Henneman, E. Reversible block of nerve conduction by ultrasound. Arch Neurol. 4, 83-89 (1961).
  7. Lele, P. P. Effects of focused ultrasonic radiation on peripheral nerve, with observations on local heating. Exp Neurol. 8 (1), 47-83 (1963).
  8. Hong, C. Z. Reversible nerve conduction block in patients with poly- neuropathy after ultrasound thermotherapy at therapeutic dosage. Arch Phys Med Rehabil. 72 (2), 132-137 (1991).
  9. Okada, A., Morita, Y., Fukunishi, H., Takeichi, K., Murakami, T. Non-invasive magnetic resonance-guided focused ultrasound treatment of uterine fibroids in a large Japanese population: impact of the learning curve on patient outcome. Ultrasound Obstet Gynecol. 34 (5), 579-583 (2009).
  10. Huisman, M., et al. International consensus on use of focused ultrasound for painful bone metastases: current status and future directions. Int J Hyperthermia. 31 (3), 251-259 (2015).
  11. Dickinson, L., et al. Medium-term Outcomes after Whole-gland High-intensity Focused Ultrasound for the Treatment of Nonmetastatic Prostate Cancer from a Multicentre Registry Cohort. Eur Urol. 70 (4), 668-674 (2016).
  12. Foley, J. L., Little, J. W., Vaezy, S. Effects of high-intensity focused ultrasound on nerve conduction. Muscle Nerve. 37 (2), 241-250 (2008).
  13. Lee, Y. F., Lin, C. C., Cheng, J. S., Chen, G. S. Nerve conduction block in diabetic rats using high-intensity focused ultrasound for analgesic applications. Br J Anaesth. 114 (5), 840-846 (2015).
  14. Donoff, R. B. Nerve regeneration: basic and applied aspects. Crit Rev Oral Biol Med. 6 (1), 18-24 (1995).
  15. Fawcett, J. W., Keynes, R. J. Peripheral nerve regeneration. Annu Rev Neurosci. 13, 43-60 (1990).
  16. Nightingale, S. The neuropathic pain market. Nat Rev Drug Discov. 11 (2), 101-102 (2012).
  17. Lipton, R. B., et al. Single-pulse transcranial magnetic stimulation for acute treatment of migraine with aura: a randomised, double-blind, parallel-group, sham-controlled trial. Lancet Neurol. 9 (4), 373-380 (2010).

Tags

Bioingeniería número 128 ultrasonido enfocado intensidad alta bloque de la conducción del nervio los potenciales de acción compuestos del músculo neuropáticos nervios ciáticos rata diabética estudio de seguimiento
Instrumento ultrasónico para la conducción del nervio bloquear en modelos de rata diabética
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Lee, Y. F., Lin, C. C., Cheng, J.… More

Lee, Y. F., Lin, C. C., Cheng, J. S., Chen, G. S. An Ultrasonic Tool for Nerve Conduction Block in Diabetic Rat Models. J. Vis. Exp. (128), e55675, doi:10.3791/55675 (2017).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video
Waiting X
Simple Hit Counter