Summary
Здесь мы описываем подготовку жизнеспособных сегментов желудочков у взрослых мышей и их использование для записи о потенциальных потенциальных возможностях электродов. Эти многоклеточные препараты обеспечивают сохраненную in vivo структуру ткани, что делает их ценной моделью для электрофизиологических и фармакологических исследований in vitro .
Abstract
Мышечные кардиомиоциты широко используются для исследований физиологии сердца и новых терапевтических стратегий in vitro . Однако многоклеточные препараты диссоциированных кардиомиоцитов не являются репрезентативными для комплексной in vivo структуры кардиомиоцитов, немиоцитов и внеклеточного матрикса, что влияет как на механические, так и на электрофизиологические свойства сердца. Здесь мы описываем методику подготовки жизнеспособных желудочковых срезов взрослых мышечных сердец с сохраненной структурой, подобной ткани in vivo , и демонстрируем их пригодность для электрофизиологических записей. После удаления сердца желудочки отделяются от предсердий, перфузируются бескислотным раствором Ca 2+, содержащим 2,3-бутанионный моноксим, и внедряют в 4% низкоплавкий агарозный блок. Блок размещен на микротоме с вибрирующим лезвием, а кусочки ткани толщиной 150-400 мкм подготовлены, сохраняя частоту вибрацииЧастота лезвия на 60-70 Гц и перемещение лезвия вперед как можно медленнее. Толщина срезов зависит от дальнейшего применения. Ломтики хранятся в ледяном растворе Tyrode с 0,9 мМ Ca 2+ и 2,3-бутандионмоноксимом (BDM) в течение 30 мин. Затем срезы переносят в DMEM на 37 ° C в течение 30 минут для промывки BDM. Ломтики могут использоваться для электрофизиологических исследований с острыми электродами или микроэлектронными массивами, для измерения силы для анализа сократительной функции или для исследования взаимодействия трансформированных стволовых клеток-кардиомиоцитов и ткани хозяина. Для резких записей электродов срез помещают в чашку для культивирования клеток размером 3 см на нагревательной пластине перевернутого микроскопа. Лоскут стимулируется однополярным электродом, а потенциал внутриклеточного действия кардиомиоцитов внутри среза регистрируется острым стеклянным электродом.
Introduction
Тонкие срезы ткани часто использовались в фундаментальной науке, так как в 1966 году Ямамот и Маклвейн показали, что электрическая активность срезов мозга поддерживается in vitro 1 . С тех пор электрофизиологические и фармакологические исследования проводились на срезах из мозга 2 , печени 3 , легкого 4 и ткани миокарда 5 , 6 , 7 . Первые записи патч-зажима в желудочковых срезах из сердец новорожденных крыс были описаны в 1990 году 8 , но эта техника в течение некоторого времени зашла в небытие. Спустя более десятилетия наша группа разработала новый метод подготовки мышиных эмбриональных 9 , неонатальных 10 и взрослых 11 срезов сердца. Эти жизнеспособные срезы ткани могут использоваться для острых экспериментов (взрослый срезS можно культивировать в течение нескольких часов) или краткосрочные эксперименты с культурой (зародыши и новорожденные срезы можно культивировать в течение нескольких дней). Ломтики демонстрируют in vivo, как электрофизиологические характеристики, и гомогенный разброс возбуждения, оцениваемый с помощью резкого потенциала действия электрода и записей микроэлектродов. Благодаря своей «двумерной» морфологии они позволяют осуществлять прямой доступ к регистрирующим электродам во все области желудочка, что делает их интересным инструментом для электрофизиологических исследований и создает новые экспериментальные варианты по сравнению с перентованными сердцами Лангендорфа. Реакция лекарственного средства срезов на блокаторы ионных каналов, такие как верапамил (L-тип Ca 2+ -канальный блокатор), лидокаин (блокатор Na + -канала), 4-аминопиридин (неселективный зависимый от напряжения K + -канальный блокатор) и линопирдин (KCNQ K + -канальный блокатор) 9 , 11 10 . Эти данные показали, что мышиные желудочковые срезы пригодны в качестве модели ткани in vitro для физиологических и фармакологических исследований. Кроме того, желудочковые срезы сердечников-реципиентов в сочетании с резкой записью электродов оказались очень полезным инструментом для характеристики электрической и механической интеграции, а также созревания трансплантированных эмбриональных карциномиоцитов 12 , 13 , 14 и стволовых клеток.
Таким образом, желудочковые срезы представляют собой ценную и хорошо устанавливаемую многоклеточную модель ткани и должны считаться комплементарными диссоциированным кардиомиоцитам и сердечно-перфузионным сердцам ЛангендорфаВ кардиоваскулярных исследованиях, с основным преимуществом обеспечения структуры in vivo как ткани (в отличие от диссоциированных клеток), а также прямого доступа к измерительным технологиям, таким как резкие записи электродов во все области сердца (в отличие от цельных препаратов сердца).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Обработка животных должна соответствовать руководящим принципам местного комитета по охране животных и Директиве ЕС / 63 / ЕС Европейского парламента.
1. Подготовьте решения
- Подготовьте раствор Tyrode без Ca 2+ (состав в мМ): NaCl 136, KCl 5,4, NaH 2 PO 4 0,33, MgCl 2 1, глюкоза 10, HEPES 5, 2,3-бутандионовый моноксим (BDM) 30. Отрегулируйте pH до 7,4 С NaOH при 4 ° С.
- Подготовьте раствор Tyrode с Ca 2+ (композиция в мМ): NaCl 136, KCl 5,4, NaH 2 PO 4 0,33, MgCl 2 1, глюкоза 10, HEPES 5, BDM 30, CaCl 2 0,9. Отрегулируйте рН до 7,4 с помощью NaOH при 4 ° C.
- Подготовьте 4% низкоплавкую агарозу: поставьте 0,6 г низкоплавкой агарозы в 15 мл раствора Tyrode без Ca 2+ . Разогреть смесь в микроволновой печи два раза при 750 Вт в течение 10-15 с до растворения агарозы. Хранить раствор при постоянной температуре 37 &# 176; C и перемешивать непрерывно.
- Держите Dulbecco's Modified Eagle Medium (DMEM) без сыворотки при 37 ° C, барботированной карбоэфиром (5% CO 2 , 95% O 2 ).
2. Подготовьте микротом
- Включите микротом.
- Заполните внешнюю камеру микротомом льдом.
- Заполните внутреннюю камеру микротома ледяным раствором Tyrode без Ca 2+ и непрерывно кислородсодержащим раствором со 100% O 2 .
- Поместите стальное лезвие в держатель лезвия микротома.
3. Изоляция сердца мыши
- Инъекция 2500 г гепарина подкожно. Подождите 15 мин.
- Жертвоприношение животного путем вывиха шейки матки.
- Откройте сундук с помощью стернотомии.
- Осторожно рассечь перикард, используя маленькие ножницы и щипцы №5.
- Вставьте канюлю в восходящую аорту и перфузируйте коронарные артерии на месте с ледяным холодом. Tyrode'sРаствор без Ca 2+ до тех пор, пока оставшаяся кровь не будет удалена.
- Аккуратно удалите сердце с помощью щипцов и ножниц и перенесите сердце в холодный лед. Решение Tyrode поехало без Ca 2+ .
- Отделите предсердия от желудочков скальпелем или ножницами.
4. Внедрение желудочков в 4% агарозы с низким содержанием расплава
- Поместите желудочки с вершиной, направленной вверх в агарозную форму ( рис. 1 ). Поместите штифт в середину формы в камеру левого желудочка.
- Заполните форму 4% низкоплавкой агарозой при 37 ° C, пока сердце не полностью закрывается.
- Поместите форму на лед для более быстрого отверждения агарозы, предотвращающего плавание ткани.
- Удалите агарозный блок, содержащий желудочки из формы, с помощью скальпеля.
- Переверните блок вверх дном и заполните желудочковые камеры и зазор на задней стороне блока агарозы, который яС левой штифтом линьки, с 4% низкоплавкой агарозой с использованием шприца с иглой 20 G.
- Обрежьте агарозный блок скальпелем для достижения плоского дна блока и вертикального положения сердечной вершины.
5. Нарезка желудочковой ткани
- Закрепите блок на держателе образца микротома каплей цианоакрилатного клея. Возьмитесь за верхнюю часть сердца.
- Поместите держатель образца во внутреннюю камеру образца микротома, заполненную ледяным тиродом без Ca 2+ . Полностью покрыть агарозный блок раствором Tyrode.
- Подготовьте короткие осевые срезы толщиной 150-400 мкм в зависимости от дальнейшего применения (для резких записей электродов 150-200 мкм), поддерживайте частоту вибрации лезвия на 60-70 Гц и перемещайте лезвие вперед как можно медленнее ,
- Используйте тонкую кисть, чтобы аккуратно удалить оставшуюся агарозу из ломтиков.
- Мягко переливайтеR с пипеткой Пастера в раствор Tyrode с 0,9 мМ Ca 2+, аэрированным со 100% O 2, и хранить их как минимум 30 минут на льду для восстановления после процедуры нарезки.
- Затем оставляйте ломтики в течение 30 минут в DMEM при 37 ° C, аэрированные карбогеном, для промывки BDM перед дальнейшим использованием.
6. Подготовка настройки Sharp Electrode
- Для предварительного нагрева включите все электрические устройства за 30 минут до начала записи.
- Поместите 3 см культуральную чашку на нагревательную пластину, помещенную на инвертированный микроскоп.
- Поместите заказной кольцевой электрод ( рисунок 2 ) в тарелку и соедините провода заземления предварительного усилителя и электрода стимуляции.
- Подключите гибкие трубки перфузионной системы к тарелке.
- Заполните резервуар системы перфузии DMEM, аэрированный карбогеном.
- Включите перфузионный насос и установите перфузиюТ до 2-3 мл / мин.
- Отрегулируйте температуру DMEM в чашке до 37 ° C, регулируя нагреватель потока и нагревательную плиту.
7. Потенциальные записи действий
- Поместите желудочковую часть в заполненную DMEM тарелку.
- Проверьте структурную целостность и жизнеспособность (на основе сократительной функции) ткани с помощью инвертированного микроскопа.
- Заполните записывающий стеклянный электрод 3 M KCL.
- Заполните электродом стимуляции DMEM.
- Поместите регистрирующий электрод и электрод стимуляции на держатели электродов.
- Поместите стимулирующий электрод аккуратно на срез и включите электрический стимулятор. Начните с частоты стимуляции 1-2 Гц.
- Переместите записывающий электрод с помощью микроманипулятора в заданное положение записи.
- Медленно опускайте регистрирующий электрод, пока наконечник не коснется ткани.
- Нанесите короткий прямоугольный электрический импульс черезРегистрирующий электрод для проникновения в клеточную мембрану.
- Тщательно переместите регистрирующий электрод, пока не будет обеспечен стабильный сигнал.
- Начать запись потенциалов действия.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Инфаркт миокарда приводит к практически необратимой потере кардиомиоцитов. Клеточная заместительная терапия с использованием кардиомиоцитов, полученных из стволовых клеток, для экзогенной регенерации сердца является перспективным терапевтическим подходом. Электрическая интеграция и созревание трансплантированных клеток имеют решающее значение для безопасности и эффективности заместительной терапии клеток.
Для оценки интеграции и созревания мы трансплантировали кардиомиоциты, полученные из индуцированных плюрипотентных стволовых клеток (iPSCM; 2 инъекции 0,5 × 10 6 iPSCM / 10 мкл), экспрессирующих усиленный зеленый флуоресцентный белок (eGFP) в здоровые сердца взрослых мышей (см. Peinkofer et al. Для подробного описания методов 15 ). Через шесть дней после трансплантации желудочковые ломтики сердечников-реципиентов получали с использованием описанного протокола. Репрезентативная запись показана вРисунок 3. Кусочек, содержащий трансплантированный iPSCM, помещали в DMEM при 37 ° C и стимулировали с помощью однополярного электрода, помещенного в ткань хозяина ( фиг. 3A , слева). Потенциалы внутриклеточного действия регистрировались с помощью острых стеклянных микроэлектродов, заполненных 3 М KCl в положительной трансплантированной iPSCM eGFP и соседней ткани хозяина внутри срезов ( рис. 3A , справа).
Можно продемонстрировать стойкость и электрическую интеграцию трансплантированного iPSCM в сердца реципиентов. IPSCM считались электрически интегрированными, если присутствовала временная взаимозависимость артефактов стимуляции и потенциалов действия, зарегистрированных внутриклеточно в трансплантированных кардиомиоцитах ( рисунок 3B ). Качество электрической интеграции можно количественно определить за счет задержки электрической активации, т. Е. Задержки между стимулом и началомE, а максимальная частота стимуляции без блоков проводимости, т. Е. Максимальная частота стимуляции, приводящая к генерации потенциалов 1: 1 после каждого стимула.
Трансплантированный iPSCM в этом репрезентативном эксперименте был электрически интегрирован, о чем свидетельствует максимальная частота стимуляции без блоков проводимости около 5 Гц ( рис. 3В , справа), но качество связи не было таким хорошим, как в ткани хозяина, как указано более длинным Задержка между стимуляционным артефактом и потенциалом действия вверх (ткань хозяина: 8 мс, iPSCM: 20 мс). Потенциалы действия кардиомиоцитов хозяина имели амплитуду 84 мВ, максимальный диастолический потенциал -74 мВ, длительность 11 мс при 50% реполяризации, длительность 108 мс при 90% реполяризации и скорость нарастания 114 В / с. Увеличение частоты стимуляции от 1 до 5 Гц приводит к уменьшению потенциала действия duratИон при 90% -ной реполяризации (86 мс). Трансплантированный iPSCM показал значительные различия в потенциальных свойствах действия. По сравнению с клетками-хозяевами амплитуда была меньше (53 мВ), максимальный диастолический потенциал менее отрицательный (-54 мВ), длительность при 50% реполяризации увеличивалась (14 мс), длительность при 90% реполяризации короче (90 мс) и скорость восходящего движения Медленнее (57 В / с). Увеличение частоты стимуляции от 1 до 5 Гц приводило к уменьшению длительности потенциала действия при 90% реполяризации (67 мс). В заключение, в этом представительном примере через 6 дней после трансплантации анализируемый iPSCM показал типичные характеристики незрелых кардиомиоцитов. Этот анекдотический вывод соответствует измерениям в статистически достаточном количестве клеток и препаратов, о которых сообщалось до 15 .
Рисунок 1: Strong> Специальная пресс-форма для встраивания желудочков в агарозу. Нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 2: Изготовленный на заказ кольцевой электрод (земля) для записей с электродами Sharp. Нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 3: Электрическая интеграция трансплантированного iPSCM . ( A ) Желудочковый срез сердца (слева), содержащий положительный eGFP iPSCM (справа). SE:Стимулирующий электрод. Красные точки отмечают местоположение записей. ( B ) Записи потенциальных действий в здоровой ткани хозяина (верхние следы) и трансплантированные iPSCM (нижние следы). Лоскут стимулировался стимулирующим электродом, размещенным в ткани хозяина примерно на 2 Гц (левые следы) и 5 Гц (правые следы). Нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Желудочковые срезы позволяют проводить электрофизиологические, фармакологические и механические исследования с сохраненной структурой ткани, подобной ткани in vivo , и прямым доступом к измерительной технологии во все области сердца. Свойства потенциала физиологического действия были продемонстрированы в эмбриональных, неонатальных и взрослых срезах 9 , 10 , 11 . Жизнеспособность срезов, за исключением поверхностных слоев, непосредственно поврежденных процедурой нарезки, была подтверждена окрашиванием жизнеспособности 9 . Потенциальные записи потенциалов внутри срезов с использованием острых стеклянных электродов можно использовать для исследования интеграции и созревания трансплантированных кардиомиоцитов, как описано здесь, или для фармакологических исследований после добавления кардиоактивных соединений. Возможны длительные записи с продолжительностью одного часа или более в отдельной ячейке. Эта продолжительность записи достаточна для тестированияВлияние различных фармакологических соединений на одну клетку путем последовательной перфузии и вымывания.
Критические этапы подготовки
Чтобы оптимизировать качество среза, следует избегать повреждения ишемической ткани. Таким образом, перфузия сердца in situ с раствором Tyrode, резкая резекция сердца и немедленное сохранение в холодном кислородом растворе Tyrode считаются решающими. Иммобилизация сердцебиения с использованием 2,3-бутандионового моноксима может дополнительно снизить восприимчивость к ишемии и требуется для твердого внедрения в низкоплавкую агарозу. Вложение в низкоплавкую агарозу может затруднить подачу ткани путем ограничения диффузии, но важно стабилизировать мягкую сердечную ткань перед нарезкой. Небольшие полости внутри блока образцов, например, желудочковые камеры, не заполненные полностью агарозными или оставшимися пузырьками воздуха, могут препятствовать стабилизации ткани. Нестабильная ткань миокарда не обеспечивает достаточного сопротивленияК вибрационному лезвию, что приводит к серьезному разрушению ткани и ее повреждению. Чтобы обеспечить четкий срез и минимизировать повреждение ткани, лезвия должны быть острыми ( т.е. не использоваться повторно более трех раз), а перемещение лезвия через блок образца вперед должно быть как можно медленнее, поскольку тусклые лезвия или превышение скорости могут ослабить Вложенные желудочки или разорвать ткань.
Для обеспечения надежных и воспроизводимых результатов качество срезов должно соответствовать конкретным критериям, включая структурную целостность ткани, что может быть подтверждено микроскопией, и ответ на электрическую стимуляцию при физиологических частотах биения до 10 Гц.
Ломтики можно разрезать на толщину 150-400 мкм в зависимости от дальнейшего применения. Хотя более тонкие срезы могут предотвращать гипоксические состояния в ядре ткани и позволяют легче обнаруживать трансплантированные клетки с помощью флуоресцентного микроскопа, а также более точное позиционированиеЗаписывающие электроды 15 , более толстые срезы могут обеспечить лучшую целостность структуры ткани и более высокую стабильность ткани, что будет выгодно для измерений силы 10 и дальнейшей гистологической обработки после записи.
Чтобы предотвратить потенциальное влияние высоких концентраций BDM на ионные каналы и белки для обработки Ca 2+ 16 , 17 , размывание BDM путем инкубации ломтиков в DMDM без DMM в течение по меньшей мере 30 минут до того, как будет рекомендовано дальнейшее использование. Удивительно, что сжатие и последующее перемещение ткани после вымывания BDM не мешают резким записям электродов.
Ограничения
В отличие от общих моделей культивирования клеток, срезы обеспечивают целостную структуру ткани, включая сохраненные электрические и механические клеточные соединения, клеточные соединения, внеклеточный матрикс и распределение кардиомиоцитовTes и немиоцитов внутри нативной ткани 6 . Тем не менее, срезы сердечной ткани не точно соответствуют ситуации in vivo , так как они имеют толщину всего лишь 150-400 мкм, поставляемые искусственной средой и могут быть повреждены во время процесса приготовления. Трипановое окрашивание и иммуногистологическая оценка активного фрагмента каспазы-3 и PARP p85 показали, что клетки в пределах эмбриональных срезов, за исключением тех, что находятся в поверхностных слоях, жизнеспособны после нарезки 9 .
Проводящая система не сохраняется в желудочковых срезах, а разброс возбуждения является двумерным, а не трехмерным в плоских срезах. Ломтики из эмбриональных сердец показывают спонтанное избиение в течение двух недель в культуре 9 . Могут также возникать спонтанные сокращения взрослых ломтиков, и неясно, вызваны ли они клетками системы проводимости или могут указывать на повреждение клеток и Ca 2+Oad 18 .
Будущие приложения
Помимо электрофизиологических исследований с острыми электродами и массивами микроэлектродов, которые могут быть использованы для фармакологических экспериментов для анализа воздействия лекарств на потенциальные свойства действия и распространения возбуждения 11 , исследования развития 19 или характеристики трансплантированных кардиомиоцитов 15, как показано выше, желудочковые срезы неонатального Сердца были использованы для измерений сжатия силы 10 , которые также могут быть применены к взрослым срезам. Дальнейшие потенциальные будущие применения включают (I) долгосрочные исследования микроскопии в культивируемых срезах, например, для оценки структурной интеграции инъецированных кардиомиоцитов, полученных из инъецированных стволовых клеток, (II) введение проницаемых красителей с щелевым соединением для исследования межклеточной связи или (III) эндотелиальных И сосудистая функция короныВнутри сосудов.
В заключение, сегменты желудочков представляют собой ценную многоклеточную модель ткани с сохраненной структурой, подобной in vivo , которая может помочь преодолеть ограничения общих моделей культивирования клеток и применимы к широкому спектру исследований фармакологических, физиологических, развития и клеточной терапии.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Авторам нечего объявлять.
Acknowledgments
Мы признаем поддержку, оказываемую семинарами и животным учреждением Института нейрофизиологии. Эта работа была поддержана Уолтером и Маргой Болл-Стифтунгом, Кёльном Форчунтом и Немецкой школой для Герцфоршунга.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Leica VT 1000s | Leica Microsystems, Wetzlar, Germany | Microtome with vibrating blade. | |
| Stainless Steel Blades | Campden Instruments, Loughborough, England | 7550-1-SS | |
| Pasteur pipettes | Sigma-Aldrich, St. Louise, USA | Z627992 | |
| Fine brush, e.g. size 6 (4/32") | VWR, International, Radnor, USA | 149-2125 | |
| Preparation table | self made | ||
| Molt for embedding ventricles in agarose | self made | ||
| 1 mL Syringe | Becton, Dickinson; Franklin Lakes, USA | 300013 | |
| 27 G x 3/4`` Needles | Braun, Melsungen, Germany | 4657705 | |
| 20 G 11/2`` Needles | 4657519 | ||
| Small scissor | WPI, Sarasota, USA | 501263 | |
| Tweezers #5, 0.1 x 0.06 mm tip | WPI, Sarasota, USA | 500342 | |
| Oxygen gas (medical grade O2) | Linde, Munich, Germany | ||
| Carbogen gas (95 % O2, 5 % CO2) | Linde, Munich, Germany | ||
| NaCl | Sigma-Aldrich, St. Louise, USA | 7647-14-5 | |
| KCl | Sigma-Aldrich, St. Louise, USA | 746436 | |
| CaCl2 | Sigma-Aldrich, St. Louise, USA | 746495 | |
| KH2PO4 | Sigma-Aldrich, St. Louise, USA | NIST200B | |
| HEPES | Sigma-Aldrich, St. Louise, USA | 51558 | |
| NaHCO3 | Sigma-Aldrich, St. Louise, USA | S5761 | |
| D(+)-Glucose | Sigma-Aldrich, St. Louise, USA | G8270 | |
| MgSO4 | Sigma-Aldrich, St. Louise, USA | M7506 | |
| NaOH | Sigma-Aldrich, St. Louise, USA | S8045 | |
| Cyanoacrylate glue | Henkel, Düsseldorf, Germany | ||
| Low-melt Agarose | Roth, Karlsruhe, Germany | 6351.2 | |
| Heparin-sodium-25000 I.E./5 mL | Ratiopharm, Ulm, Germany | ||
| Dulbecco's Modified Eagle Medium (DMEM), high glucose, GlutaMAX | ThermoScientific, Waltham, USA | 10566016 | |
| SEC-10LX Amplifier | npi electronic GmbH, Tamm, Germany | SEC-10LX | |
| EPC 9 | HEKA Elektronik GmbH, Lambrecht, Germany | ||
| Zeiss Axiovert 200 | Zeiss, Oberkochen, Germany | ||
| Low magnification Micromanipulator | Narashige, Tokyo, Japan | Nm-3 | |
| High magnification, three-axis micromanipulator | Narashige, Tokyo, Japan | MHW-3 | |
| Peristaltic perfusion pump | Multi Channel Systems, Reutlingen, Germany | PPS2 | |
| 2-channel temperature controller | Multi Channel Systems, Reutlingen, Germany | TCO02 | |
| Square pulse stimulator | Natus Europe GmbH, Planegg, Germany | Grass SD9 | |
| Glass capillaries | WPI, Sarasota, USA | 1B150F-1 |
References
- Yamamoto, C., McIlwain, H. Electrical activities in thin sections from the mammalian brain maintained in chemically-defined media in vitro. J Neurochem. 13, 1333-1343 (1966).
- Colbert, C. M. Preparation of cortical brain slices for electrophysiological recording. Methods Mol Biol. 337, 117-125 (2006).
- Ad Graaf, I., Groothuis, G. M., Olinga, P. Precision-cut tissue slices as a tool to predict metabolism of novel drugs. Expert Opin Drug Metab Toxicol. 3, 879-898 (2007).
- Kim, Y. H., et al. Cardiopulmonary toxicity of peat wildfire particulate matter and the predictive utility of precision cut lung slices. Part Fibre Toxicol. 11, 29 (2014).
- Nembo, E. N., et al. In vitro chronotropic effects of Erythrina senegalensis DC (Fabaceae) aqueous extract on mouse heart slice and pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes. J Ethnopharmacol. 165, 163-172 (2015).
- Wang, K., et al. Cardiac tissue slices: preparation, handling, and successful optical mapping. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 308, H1112-H1125 (2015).
- Bussek, A., et al. Tissue slices from adult mammalian hearts as a model for pharmacological drug testing. Cell Physiol Biochem. 24, 527-536 (2009).
- Burnashev, N. A., Edwards, F. A., Verkhratsky, A. N. Patch-clamp recordings on rat cardiac muscle slices. Pflugers Arch. 417, 123-125 (1990).
- Pillekamp, F., et al. Establishment and characterization of a mouse embryonic heart slice preparation. Cell Physiol Biochem. 16, 127-132 (2005).
- Pillekamp, F., et al. Neonatal murine heart slices. A robust model to study ventricular isometric contractions. Cell Physiol Biochem. 20, 837-846 (2007).
- Halbach, M., et al. Ventricular slices of adult mouse hearts--a new multicellular in vitro model for electrophysiological studies. Cell Physiol Biochem. 18, 1-8 (2006).
- Halbach, M., et al. Electrophysiological maturation and integration of murine fetal cardiomyocytes after transplantation. Circ. Res. 101, 484-492 (2007).
- Halbach, M., et al. Time-course of the electrophysiological maturation and integration of transplanted cardiomyocytes. J. Mol. Cell Cardiol. 53, 401-408 (2012).
- Halbach, M., et al. Cell persistence and electrical integration of transplanted fetal cardiomyocytes from different developmental stages. Int. J. Cardiol. 171, e122-e124 (2014).
- Halbach, M., et al. Electrophysiological integration and action potential properties of transplanted cardiomyocytes derived from induced pluripotent stem cells. Cardiovasc. Res. 100, 432-440 (2013).
- Verrecchia, F., Herve, J. C. Reversible blockade of gap junctional communication by 2,3-butanedione monoxime in rat cardiac myocytes. Am J Physiol. 272, C875-C885 (1997).
- Watanabe, Y., et al. Inhibitory effect of 2,3-butanedione monoxime (BDM) on Na(+)/Ca(2+) exchange current in guinea-pig cardiac ventricular myocytes. Br J Pharmacol. 132, 1317-1325 (2001).
- Fleischmann, B. K., et al. Differential subunit composition of the G protein-activated inward-rectifier potassium channel during cardiac development. J Clin Invest. 114, 994-1001 (2004).
- Peinkofer, G., et al. From Early Embryonic to Adult Stage: Comparative Study of Action Potentials of Native and Pluripotent Stem Cell-Derived Cardiomyocytes. Stem Cells Dev. 25, 1397-1406 (2016).
