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JoVE Journal Developmental Biology
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Developmental Biology

Production de souris génétiquement modifiées par micro-injection d'ovocytes

Published: June 15, 2017 doi: 10.3791/55765
Automatic Translation
1, 1
1Transgenic Animal Unit, Mark Wainwright Analytical Centre, University of New South Wales

Summary

La micro-injection d'ovocytes de souris est couramment utilisée à la fois pour la transgénèse classique ( c.-à-d. L'intégration aléatoire des transgènes) et le ciblage des gènes médié par CRISPR. Ce protocole examine les derniers développements en micro-injection, avec un accent particulier sur le contrôle de la qualité et les stratégies de génotypage.

Abstract

L'utilisation de souris génétiquement modifiées a contribué de manière significative aux études sur les processus physiologiques et pathologiques in vivo . L'injection pronucléaire des constructions d'expression d'ADN dans les ovocytes fécondés reste la technique la plus couramment utilisée pour générer des souris transgéniques pour une surexpression. Avec l'introduction de la technologie CRISPR pour le ciblage des gènes, l'injection pronucléaire dans les ovocytes fécondés a été étendue à la génération de souris knock-out et knockin. Ce travail décrit la préparation de l'ADN pour l'injection et la génération de guides CRISPR pour le ciblage des gènes, en mettant l'accent sur le contrôle de la qualité. Les procédures de génotypage nécessaires à l'identification des fondateurs potentiels sont essentielles. Des stratégies novatrices de génotypage qui profitent des capacités de "multiplexage" de CRISPR sont présentées ici. Les procédures chirurgicales sont également décrites. Ensemble, les étapes du protocole permettront la génération de genDes souris modifiées de manière sélective et pour l'établissement ultérieur de colonies de souris pour une pléthore de domaines de recherche, y compris l'immunologie, les neurosciences, le cancer, la physiologie, le développement et d'autres.

Introduction

Les modèles animaux, chez les vertébrés et les invertébrés, ont contribué à l'examen de la pathophysiologie des affections humaines telles que la maladie d'Alzheimer 1 , 2 . Ils sont également des outils précieux pour rechercher des modificateurs de maladies et pour finalement développer de nouvelles stratégies de traitement dans l'espoir d'un remède. Bien que chaque modèle ait des limites intrinsèques, l'utilisation des animaux comme modèles systémiques complets est essentielle à la recherche biomédicale. C'est parce que l'environnement physiologique métabolique et complexe ne peut pas être entièrement simulé dans la culture tissulaire.

À ce jour, la souris reste l'espèce de mammifère la plus commune utilisée pour la manipulation génétique car elle présente plusieurs avantages. Les processus physiologiques et les gènes associés aux maladies sont fortement conservés chez les souris et les humains. La souris a été le premier mammifère à avoir son génome complet séquencé (2002), un an avant le génome humainMoi (2003). Outre cette richesse de l'information génétique, la souris possède de bonnes capacités d'élevage, un cycle de développement rapide (6 semaines après la fertilisation jusqu'au sevrage) et une taille raisonnable. Tous ces avantages, couplés à des indicateurs physiologiques, tels que des couleurs de revêtement distinctes (requis pour les stratégies de croisement), ont fait de la souris un modèle attrayant pour la manipulation génétique. Notamment, au début de la génétique moderne, Gregor Mendel a commencé à travailler sur des souris avant de passer à des plantes 3 .

Les techniques de transfert de gènes ont entraîné la génération de la première souris transgénique il y a trois décennies 4 , initialement créée à l'aide de l'administration virale. Cependant, les chercheurs ont rapidement compris que l'un des principaux défis de la transgénèse de la souris était l'incapacité de contrôler le devenir de l'ADN exogène. Parce que l'administration virale de transgènes dans des ovocytes de souris a abouti à des copies multiples intégrées au hasard dans le génome, la possibilitéY d'établir des lignes transgéniques ultérieures était limité.

Une telle limitation a été surmontée lorsque Gordon et al. A généré la première ligne de souris transgénique par microinjection 5 , 6 . Cela a commencé l'ère de la technologie de l'ADN recombinant, et les paramètres influençant le résultat d'une session de micro-injection ont été largement étudiés 7 . Bien que la micro-injection ne permette pas le contrôle sur le site d'intégration du transgène (qui aboutit finalement à des niveaux d'expression spécifiques pour chaque souris fondatrice), l'avantage principal de la microinjection pronucléaire reste la formation de concatemers ( c.-à-d. Des tableaux de multiples copies du transgène, Liés en série) avant intégration génomique 5 . Cette caractéristique a été utilisée au cours des années pour établir des milliers de lignes de souris transgéniques qui surexpriment un gène d'intérêt. Depuis lors, la transgénèse, la aModification artificielle du génome d'un organisme, a été largement utilisée pour identifier le rôle des gènes simples dans l'apparition de maladies.

Une autre réalisation clé dans la manipulation du génome de la souris a été atteinte lorsque Mario Capecchi a perturbé avec succès un seul gène à la souris, ouvrant l'ère du ciblage des gènes 8 . Cependant, des inconvénients majeurs ont rapidement émergé du ciblage génétique basé sur les cellules ES, y compris les défis de la culture des cellules ES, le degré de chimérisme quelque peu variable et la durée du processus ( c'est-à-dire 12-18 mois minimum pour obtenir la souris) .

Récemment, les progrès dans les nouvelles technologies, telles que les endonucléases modifiées ( p. Ex., Les nucléases de doigts de zinc (ZFN), les nucléases effectrices de l'activateur de la transcription (TALEN) et les répétitions palindromiques courtes (CRISPR / Cas9) classées régulièrement sont apparues comme des méthodes alternatives Accélérer le processus de ciblage des gènes dans le microE 9 , 10 . Ces endonucléases peuvent être facilement injectées dans des ovocytes de souris par micro-injection, ce qui permet de générer des souris ciblées par gène en 6 semaines seulement.

Depuis le premier rapport sur l'utilisation de CRISPR pour l'édition génomique 11 , ce système immunitaire adaptatif bactérien a remplacé ZFN et TALEN en raison de ses nombreux avantages, y compris la facilité de la synthèse et la capacité de cibler de multiples loci à la fois (appelés "multiplexage" "). Le CRISPR a d'abord été utilisé pour le ciblage des gènes chez la souris 12 et a depuis été appliqué à d'innombrables espèces, des plantes aux humains 13 , 14 . À ce jour, aucun rapport d'une seule espèce n'est résistant à l'édition du génome CRISPR.

Les deux principales étapes limitantes de la génération de souris transgéniques sont l'injection d'ovocytes et la réimplantationDe ces ovocytes chez des femelles pseudo-grossières. Bien que cette technique ait été décrite par nous 15 et d'autres 16 , des améliorations techniques récentes dans l'embryologie de souris et les techniques de transfert de gènes ont révolutionné le processus de génération de souris génétiquement modifiées. Ces améliorations seront décrites ici.

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Protocol

Toutes les procédures ont été approuvées par le Comité des soins et de l'éthique des animaux de l'Université de New-Galles du Sud.

1. Préparation du transgène (intégration aléatoire)

  1. Électrophorèse analytique en gel d'agarose.
    1. Décrivez le plasmide pour acciser le transgène en utilisant des enzymes appropriées (1 heure d'incubation) ou des enzymes à digestion rapide (15 à 30 minutes d'incubation) dans un thermocycleur en suivant les recommandations du fabricant (voir la figure 2A et sa légende).
    2. Mélanger un gel d'agarose à 1% tris-acétate-éthylènediaminetétraacétique (EDTA) (TEA), coloré avec 0,5 à 1,0 μg / ml de bromure d'éthidium (EtBr).
      REMARQUE: faites preuve de prudence lorsque vous utilisez EtBr; C'est un puissant mutagène. Utilisez un équipement de protection individuelle approprié (reportez-vous à la fiche technique de sécurité).
    3. Chargez un marqueur de masse moléculaire de 1 kb.
    4. Chargez les fragments linéarisés ( c'est-à-dire le transgène et le squelette). Faire fonctionner l'électrophorèse à 100 V pendant 45 minutes.
    5. Visualisez le gel sur un transilluminateur ultraviolet (UV) pour vérifier que la digestion est terminée et pour confirmer la taille correcte du transgène ( c.-à-d., 7 338 pb, voir Figure 2A ).
  2. Électrophorèse préparative en gel d'agarose.
    1. Lancer un gel d'agarose TAE à 1% coloré avec une tache de gel à faible toxicité. Chargez 8 portions aliquotes (1 μg chacune) de transgène linéarisé sans marqueur de poids moléculaire et effectuez l'électrophorèse à 100 V pendant 45 minutes. Utilisez un scalpel pour acciser toutes les 8 bandes correspondant au transgène linéarisé.
    2. Extrayez l'ADN en utilisant un kit d'extraction de gel en suivant les recommandations du fabricant (voir la Table des matériaux ).
      1. Faire fondre les fragments de gel à 50 ° C dans des tubes de 1,5 mL pendant au moins 15 minutes. Précipiter avec de l'isopropanol puis ajouter le tampon de liaison.
      2. Combinez l'ensemble de la DNA en pipettant tout dans une colonne. Eluer dans un tampon de microinjection sans nucléase (Tris-HCl 8 mM et EDTA 0,15 mM). Filtrer par un filtre à microcentrifugeuse de 0,22 μm et centrifuger pendant 60 s à 12 000 x g.
    3. Mesurer la concentration et la qualité de l'ADN à l'aide d'un spectrophotomètre. Vérifiez que le rapport A260 / A280 est d'environ 1.8 ( c.-à-d., Pas de contamination par les protéines) et le rapport A260 / A230 est d'au moins 2,0 ( c.-à-d. Pas de contamination par les solvants organiques). Diluez jusqu'à 3 ng / μL dans un tampon de microinjection sans nucléase, une aliquote (20-50 μL) et gèlez à -20 ° C.

2. Synthèse des composants CRISPR (ciblage des gènes)

  1. Cas9 mRNA.
    1. Diluer l'ARNm Cas9 (obtenu à partir d'une source commerciale, voir la Table des matériaux ) à une concentration de 1 μg / μL dans un tampon de microinjection sans nucléase.
    2. Aliquote dans 2 μL et libre Ze à -80 ° C.
  2. RNA à guide unique (SgRNA).
    1. Identifiez les séquences génomiques à deux cibles souhaitées (guides) en utilisant un outil de conception de calcul permettant une activité potentiellement hors cible hors potentiel 17 .
      1. Pour le knockout génique, choisissez systématiquement deux guides situés à quelques centaines de paires de bases (bp), dans des directions opposées, et incluent le codon de départ du gène d'intérêt. Pour une réparation directe d'homologie, sélectionnez deux guides qui se chevauchent (dans la mesure du possible), dans des directions opposées.
        REMARQUE: à titre d'exemple, les guides suivants ont récemment été co-injectés avec succès pour perturber le premier exon du gène TPM4.2 :
        Guide 1: 5 'CGCCATCCAGTTCGCGCTGC 3';
        Guide 2: 5 'CAGAACGATTGAGCTATGGC 3'
    2. Commandez un ensemble d'amorces comme décrit dans le tableau 1 .
    3. Synthèse d'un modèle d'ADN linéaire.
      1. Diluer px330Ref "> 12 plasmide à 10 ng / μL dans de l'eau exempte de nuclease.
      2. Préparez le mélange maître comme indiqué dans le tableau 1 . Ajouter la polymérase à la fin et garder le mélange maître sur de la glace.
      3. Mélanger et diviser cela en 8 tubes PCR (19 μL / tube). Ajouter 1 μL de px330 par tube et exécuter la PCR dans les conditions suivantes: 1 min à 98 ° C; 40 cycles de 98 ° C pendant 10 s, 64 ° C pendant 30 s et 72 ° C pendant 15 s; Et un allongement final à 72 ° C pendant 5 min. Maintenir à 4 ° C.
      4. Purifier les produits de PCR en utilisant un kit de purification par PCR (voir la Table des matériaux ), un collecteur et une source de vide (pour un traitement plus rapide). Appliquer la force maximale de l'aspirateur ( c'est-à-dire 8 mbar).
        1. Ajouter 5 volumes (100 μL) de tampon de liaison à 1 volume de l'échantillon de PCR et mélanger.
        2. Placez une colonne de spin de la membrane de silice (fournie) dans un tube de collecte (fourni) de 2 ml pour la centrifugation ou sur le collecteur pour le processus sous videIng. Pour lier l'ADN, appliquer successivement tous les 8 échantillons à la colonne et aspirer ou centrifuger pendant 60 s à 12 000 xg pour chaque charge.
        3. Pour laver, ajouter 0,75 ml de tampon de lavage (tampon PE) à la colonne et aspirater ou centrifuger pendant 60 s à 12 000 x g. Centrifuger la colonne pendant 60 s à 12 000 xg pour éliminer l'éthanol résiduel.
        4. Placez la colonne dans un tube de microcentrifugeuse propre de 1,5 ml. Pour éluer l'ADN, ajouter 30 μL d'eau exempte de nuclease au centre de la membrane, laisser reposer la colonne pendant 1 min et centrifuger pendant 60 s à 12 000 g.
      5. Mesurer la concentration en utilisant un spectrophotomètre; Généralement, la concentration devrait être de 100 ng / μL ou plus. Vérifiez que le rapport A260 / A280 est d'environ 1.8 ( c.-à-d., Pas de contamination par les protéines) et le rapport A260 / A230 est d'au moins 2,0 ( c.-à-d. Pas de contamination par les solvants organiques).
    4. Transcription in vitro utilisant un kit de synthèse d'ARN T7.
      1. Préparez-vousIl maîtrise le mélange, comme indiqué dans le tableau 1 , et incube pendant 3 h à 37 ° C dans un thermocycleur. Ajouter 28 μL d'eau libre de nuclease et 2 μL de DNase I et incuber pendant encore 15 minutes à 37 ° C dans un thermocycleur.
    5. Purification d'ARN à l'aide de colonnes de spin.
      1. Dissoudre la poudre contenue dans la colonne de spin fournie dans 650 μL de tampon de microinjection sans nuclease, en éliminant soigneusement toutes les bulles d'air. Capter le tube et hydrater pendant 5 à 15 min à température ambiante.
      2. Retirez le capuchon bleu en bas et placez la colonne dans un tube de 2 ml. Centrifuger pendant 2 min à 750 xg et la température ambiante. Placez la colonne dans un tube frais de 1,5 ml et appliquez 50 μL de la solution d'ARN dans le centre, sans toucher la paroi de la colonne. Faire tourner la colonne pendant 2 min à 750 x g.
      3. Mesurer la concentration d'ARN à l'aide d'un spectrophotomètre (le rendement typique d'une réaction est de 30 à 50 μg). Vérifiez que le rapport A260 / A280 est unLe cycle 2.0 ( c.-à-d. Pas de contamination par les protéines) et le rapport A260 / A230 est d'au moins 2,0 ( c.-à-d. Pas de contamination par les solvants organiques). Rangez les sgRNA à -80 ° C jusqu'à l'utilisation.
      4. Évaluer la qualité de l'ARN en utilisant les gels TAE à 1% habituellement utilisés pour l'électrophorèse de l'ADN. Exécutez 200-400 ng du modèle d'ADN et le sgRNA correspondant en parallèle. La bande d'ARN (≈ 100 pb) devrait être légèrement plus grande que la bande d'ADN (voir la figure 3A ).

3. Modèle de donateur

  1. Commander des oligonucleotides monocaténaires synthétisés dans le commerce (ssOligos, voir la Table des matériaux ) pour des mutations ponctuelles ou pour l'intégration de petites séquences jusqu'à 50 pb; Les bras d'homologie sont généralement de 60 à 90 paires de long.
  2. Pour des insertions plus importantes, utilisez un plasmide donneur comme modèle. Générer un plasmide approprié en utilisant soit la méthode classique de clonage, soit la synthèse de novo à partir d'unSource commerciale.
    REMARQUE: Un minimum de 800 pb par bras d'homologie est recommandé. La taille de l'épine dorsale n'a aucune influence sur l'efficacité de la réparation directe d'homologie (HDR).

4. Mélange d'injection

  1. Diluer l'ARNm de Cas9 à 50 ng / μL et les sgRNAs à 12,5 ng / μL (25 ng / μL au total) en utilisant un tampon de microinjection sans nucléase pour les expériences de knock-out du gène. Ajouter le modèle de donneur (ssOligo ou plasmide) à une concentration de 200 ng / μL pour des expériences d'édition de génome basées sur la réparation directe d'homologie.
    REMARQUE: Les volumes de dilution peuvent être facilement déterminés à l'aide d'outils en ligne, tels qu'un calculateur de remise en suspension 18 .
  2. Conservez chaque aliquote sur la glace lors de la séance de microinjection et jettez ensuite (ne pas congeler le mélange d'injection).

5. Vasectomie scrotale

NOTE: Deux types de vasectomie sont fréquemment utilisés chez les souris: abdominaux et scrotales. Le dernierEst moins invasive et a déjà été décrite 15 .

  1. Autoclave tous les instruments chirurgicaux en acier inoxydable.
  2. Déterminer le poids de la souris à l'aide d'une balance de pesée et anesthésier les mâles par injection intrapéritonéale (IP) avec des anesthésiques injectables (kétamine 100 mg / kg, xylazine 10 mg / kg).
  3. Surveillez la perte de réflexe de pincement et une fois que la souris est sédée, placez-la sur un coussin chauffant.
  4. Désinfectez la peau autour des testicules avec des lingettes alternées d'un antiseptique topique tel que la chlorhexidine et 70% d'éthanol.
  5. Empêcher les testicules dans le sac scrotale et faire une incision cutanée avec un scalpel.
  6. Visualisez les testicules, la cauda epididyme et le canal déférent.
  7. Prenez le canal déférent avec une pince, maintenez-le et cautérisez de chaque côté de la pince pour enlever 3 mm du canal déférent.
  8. Effectuez la même procédure sur le deuxième testicule.
  9. Fermez les incisions cutanées avec des clips enroulés et surveillez lesLa souris étroitement jusqu'à la récupération complète.

6. Superovulation (donneurs d'ovocytes) et accouplement temporel (femelles pseudo-enceintes)

NOTE: La technique pour générer un nombre approprié d'ovocytes fécondés et de femelles adoptives branchées pour la réimplantation a été décrite ailleurs 15 .

  1. Injecter 10 femelles ip avec 5 UI de gonadotrophine sérique de jument enceinte (PMSG, dans 100 μL) vers 12 heures le jour 1.
  2. Injecter les femelles ip avec 5 UI de gonadotrophine chorionique humaine (hCG, dans 100 μL) 46-48 h plus tard (environ 11 heures le jour 3).
  3. Entraînez immédiatement les femelles avec des mâles à un seul logement pendant la nuit.

7. Injections pronucléaires (intégration aléatoire) et cytoplasmiques (ciblage par voie génétique)

  1. Culler les souris superovulées par dislocation cervicale, exposer l'abdomen et accéder aux ovaires et oviductes, comme décrit précédemment 15 . Dissectionnez le oÉvacue et récolte les cumulus-ovocytes-complexes (COC) sous un stéréomicorscope 15 . Placez-les dans une goutte de milieu d'optimisation de potassium simplex complétée par des acides aminés (KSOMaa) selon la méthode traditionnelle 15 .
  2. Purifier les ovocytes en ajoutant approximativement 1 μl d'hyaluronidase (10 mg / mL) à la goutte du milieu KSOMaa en utilisant une embouchure aspirante et placer le plat dans un incubateur de CO 2 à 37 ° C / 5% pendant 30 s à 1 min.
  3. Lavez les ovocytes avec 4 gouttes fraîches de milieu KSOMaa à l'aide de la bouche aspirante et transférez-les à une dernière goutte de milieu KSOMaa recouvert d'huile minérale (environ 2 ml). Placez le plat dans l'incubateur à 37 ° C / 5% CO 2 jusqu'à ce que les ovocytes soient prêts à l'injection.
  4. Injection pronucléaire (intégration aléatoire).
    1. Visualiser les œufs sous microscope stéréoscopique et transférer environ 50 oeufs dans la chambre d'injection (une droP de milieu M2 recouvert d'huile minérale) à l'aide de la bouche aspirante.
    2. Transférer la chambre d'injection au microscope inversé et injecter les ovocytes fertilisés (deux pronucléés visibles) avec quelques picolitres du mélange d'injection, ciblant un pronucleus (l'un des pronuclei peut être ciblé). Visualisez une injection réussie en observant l'enflure du pronucleus.
  5. Injection cytoplasmique (ciblage des gènes).
    1. Transférer environ 50 oeufs à une goutte de KSOMaa contenant 5 μg / mL de cytochalasine B en utilisant la bouche et incuber pendant 5 min dans l'incubateur à 37 ° C / 5% CO 2 .
    2. Transférer les oeufs dans la chambre d'injection à l'aide de la bouche.
    3. Injecter quelques picolitres du mélange d'injection dans le cytoplasme à très basse pression (50-100 hPa), en utilisant la pression de compensation du micro-injecteur automatisé dans la mesure du possible.
    4. Après l'injection, transférez les ovocytes dans une goutte de KSOMaa (à l'aide de la bouche) et les garder dans l'incubateur à 37 ° C / 5% de CO 2 , jusqu'à ce qu'ils soient chargés pour la réimplantation dans l'oviducte de femelles pseudo-enceintes.

8. Réimplantation

  1. Autoclave tous les instruments chirurgicaux en acier inoxydable.
  2. Déterminer le poids de la souris à l'aide de l'échelle de pesée et anesthésier les femelles par injection intrapéritonéale (IP) avec des anesthésiques injectables (kétamine 100 mg / kg, xylazine 10 mg / kg).
  3. Surveillez la perte de réflexe de pincement et une fois que la souris est sédée, placez-la sur un coussin chauffant.
  4. Accrochez une grande zone de la fourrure autour de la ligne médiane dorsale de la souris femelle.
  5. Désinfectez la peau exposée avec des lingettes alternées d'un antiseptique topique tel que la chlorhexidine et l'éthanol à 70%.
  6. Exposer le tractus reproducteur selon la méthode traditionnelle 15 . Faire une incision de la peau de 1 cm de long parallèlement à la ligne médiane dorsale, couper le muscle et saisir le coussinet grasUne pince, puis tirez doucement l'ovaire jusqu'à ce que son oviduct et son utérus soient clairement visibles.
  7. Fixez le coussinet gras avec une pince à vaisseau. Visualiser l'oviducte sous microscope stéréoscopique et utiliser une paire de micro-ciseaux font une incision dans la paroi de l'oviduct quelques millimètres en amont de l'ampoule.
  8. Sous le microscope stéréoscopique, charger 25 oeufs micro-injectés dans le capillaire en verre relié à la bouche (le diamètre intérieur du capillaire devrait avoir une largeur d'environ 120 μm). Introduire le capillaire en verre dans l'oviducte et expulser jusqu'à ce qu'une bulle d'air soit visible à l'intérieur de l'ampoule.
  9. Retirez doucement le capillaire en verre et placez le tractus reproducteur dans l'abdomen. Suture l'incision avec des sutures chirurgicales 3-0 non absorbables, puis fermez-les avec des clips enroulés. Surveillez la souris de près jusqu'à la récupération complète.

9. Stratégies de génotypage / séquençage

REMARQUE: Isoler le génomiqueL'ADN provenant de biopsies de queue ou d'oreille de 2 mm, conformément à la réglementation sur l'éthique des animaux.

  1. Extraction rapide d'ADN génomique (intégration aléatoire).
    1. Lyse les échantillons de tissus (~ 2 mm) à 95 ° C pendant 1 h dans 100 μl de réactif de lyse alcalin (hydroxyde de sodium 25 mM et EDTA 0,2 mM, pH = 12).
    2. Ajouter 100 μl de réactif neutralisant (Tris-HCl 40 mM, pH = 5).
    3. Centrifugez pendant 5 min à 12 000 g et 4 ° C.
  2. Extraction d'ADN génomique de haute qualité (ciblage des gènes).
    1. Ajouter 500 μl de tampon de queue (50 mM de Tris, pH = 8, 100 mM d'EDTA, pH = 8, 100 mM de NaCl, 1% de SDS et 0,5 mg / mL de protéinase K, fraîchement ajoutée).
    2. Incuber pendant une nuit à 55 ° C.
    3. Mélanger pendant 5 minutes en inversant (pas de vortex).
    4. Ajouter 250 μl de NaCl saturé (6 M) et mélanger pendant 5 minutes en inversant (ne pas tourbillonner).
    5. Faire tourner pendant 5 à 10 min à 12 000 xg et 4 ° C et verser le surnageant dans un nouveau tube. Ajouter 500 μl d'isopropanol et mélanger pendant 5 minutes en inversant (ne pas tourbillonner).
    6. Faire tourner pendant 10 min à 12 000 xg et température ambiante.
    7. Décanter le surnageant (la pastille est invisible et colle au tube).
    8. Laver avec 1 ml d'éthanol à 70%.
    9. Tournez pendant 5-10 min à 12 000 xg et température ambiante. Retirez le surnageant avec précaution, car la pastille blanche n'est plus collante et peut être perdue.
    10. Séchez l'air pendant environ 1 h.
    11. Ajouter 400 μl de tampon TE (Tris 10 mM et EDTA 1 mM, pH = 8).
    12. Dissoudre l'ADN à 55-60 ° C pendant 2 h.
  3. Design d'amorçage.
    1. Conception d'amorces d'un minimum de 20 pb de long à l'aide d'un outil de calcul 19 .
      REMARQUE: pour l'intégration aléatoire, les amorces doivent s'hybrider avec le transgène, générant un fragment distinct de 200 à 800 pb. Pour le ciblage des gènes, concevez les amorces afin qu'elles s'hybrident avec l'ADN génomique, générant une f distincteRamenant quelques centaines de pixels autour des sites coupés. Pour les grandes insertions, les amorces peuvent s'asseoir sur le transgène, mais la confirmation de l'intégration ciblée devrait ensuite être effectuée à l'aide de la marche à l'avant ou d'une technique similaire.
  4. Génotypage par PCR.
    1. Pour chaque modification génomique, concevez un nouveau protocole de PCR et testez-le de manière empirique. Considérons la longueur du fragment généré et la température de fusion (Tm) de chaque paire d'amorces.
  5. Séquençage.
    1. Pour le ciblage des gènes, envoyez des produits de PCR à un fournisseur de services de séquençage Sanger.

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Representative Results

Ci-dessous, les flux de travail pour la micro-injection dans le cas de l'intégration aléatoire et le ciblage des gènes médiés par CRISPR sont décrits ( Figure 1 ).

Figure 1
Figure 1: Flux de travail typique pour la génération de souris génétiquement modifiées. Pour une intégration aléatoire, le transgène purifié est injecté dans le pronucleus d'ovocytes fertilisés avant transfert d'oviducte chez des femelles adoptives branchées. L'analyse de la descendance se fait par PCR après une extraction rapide de l'ADN génomique. Pour le ciblage des gènes CRISPR, les sgRNA sont synthétisés en utilisant la méthode de non-clonage décrite ici, et deux guides sont co-injectés (conjointement avec Cas9 mRNA) dans le cytoplasme des ovocytes fertilisés. Cette stratégie est utilisée pour l'analyse ultérieure par PCR de la descendance, qui nécessite un g purifiéADN enzymatique. Cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Bien que la micro-injection des ovocytes et la réimplantation de ces oeufs injectés soient les deux principales étapes limitantes qui nécessitent des compétences techniques et une formation, la qualité du mélange d'injection est de la plus haute importance pour générer avec succès des souris génétiquement modifiées. La qualité de la purification du transgène ( Figure 2A ) et la synthèse des sgRNAs ( Figure 3A ) doivent être systématiquement évaluées sur des gels analytiques d'agarose. Les contaminations potentielles du mélange devraient également être vérifiées lors de la mesure des concentrations avec un spectrophotomètre, car les différentes valeurs d'absorption dépendent directement du degré de pureté de la solution (voir étapes 1.2.3, 2.2.3.5 et 2.2.5.3).

Figure 2B ) et pour le ciblage des gènes ( Figure 3B ). Les protocoles d'extraction d'ADN sont également différents en fonction du type d'expériences; Les PCR ultérieures s'appuient sur des amorces qui s'hybrident soit sur le transgène soit sur l'ADN génomique, respectivement. Les stratégies présentées ici permettent le dépannage et la rationalisation simples de chaque étape requise pour produire des souris génétiquement modifiées.

Bien que le résultat quantitatif d'une session de microinjection varie en fonction de l'expérience de l'expérimentateur, une fois que chaque étape du protocole est optimisée, le pourcentage de chiots transgéniques obtenus devrait généralement atteindre 10 à 25% pour l'entièreté aléatoireRation, comme l'illustre la figure 2B (4 fondateurs sur 15 chiots nés = 26,6%). Cette efficacité un peu "faible" contraste avec la capacité fiable des composants CRISPR à éditer le génome de la souris. En effet, le nombre de fondateurs générés est généralement plus élevé lors de l'utilisation de CRISPR pour le ciblage génique et varie de 25 à 100% (voir Figure 3B , 3 fondateurs sur 13 chiots = 23%). Il n'est pas rare d'obtenir une progéniture entière qui soit homozygote avec succès lorsqu'elle est modifiée à l'aide de CRISPR.

Figure 2
Figure 2: Stratégie de contrôle de la qualité et de génotypage pour la production réussie de souris transgéniques pour une surexpression. ( A ) Le plasmide est digéré pendant 1 h avec PvuI et NotI. La digestion complète et les tailles correctes ( c.-à-d. Transgène = 7 338 pb, squelette = 1 440+ 896 pb) sont vérifiés sur un gel analytique (1). L'extraction de plusieurs produits de digestion à partir du gel préparatoire (2) génère une concentration accrue du transgène. Une exposition prolongée aux UV doit être évitée et l'utilisation d'une lumière bleue au lieu d'un transilluminateur UV est recommandée. (B) Stratégie de génotypage (1): Les amorces doivent s'asseoir sur le transgène et devraient être conçues pour générer un fragment de 200 à 800 pb. Lorsque le génotypage est effectué (2), il est recommandé d'inclure un contrôle positif ( c'est-à-dire le mélange d'injection utilisé pour la micro-injection) et un témoin négatif ( c'est-à-dire l'ADN génomique d'une souris WT). Cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

figure 3
Figure 3: Contrôle de la qualité et génotypage StraPour la production réussie de souris ciblées par gène (KO). ( A ) La qualité des sgRNAs produits par la transcription in vitro est évaluée en exécutant le modèle d'ADN et l'ARN généré en parallèle pour chaque guide. La taille de l'ARN est légèrement supérieure à celle de l'ADN. Si la qualité est satisfaisante ( c.-à-d. Pas de frottis), les concentrations sont mesurées. ( B ) (1) Conception des deux guides (directions opposées) englobant le codon de départ dans Exon 1. Les amorces sont sélectionnées pour s'hybrider avec l'ADN génomique à l'extérieur de la région éventuellement excisé par les deux guides. En règle générale, cette stratégie permet l'identification directe de fondateurs KO hétérozygotes (# 5 et 9) et homozygotes (# 3) utilisant la PCR (2). Les produits PCR des homozygotes ne présentent aucune bande WT. Cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Réaction Composants Le volume Remarque Synthèse du modèle d'ADN linéaire
(2.5) Eau libre de nuclease 97,2 μL 5x tampon HF 36 μL MgCl2 9 μL DNTPs 10 mM 9 μL Imprimante fwd 10 uM 9 μL 5'TTAATACGACTCACTATAGN 20
Gttttagagctagaaatagcaagttaaaata
Aggctagtc 3 ' Amorce de 10 μM rev 9 μL 5 'AAAAGCACCGACTCGGTGCC 3' PrPolymérase de lecture 1,8 μL IVT en utilisant un kit de synthèse d'ARN T7
(2.6) Eau libre de nuclease X μL Consommez jusqu'à 20 μL de volume total NTP buffer mix 10 μL Modèle d'ADN ≈ 300 ng T7 ARN polymérase 2 μL

Tableau 1: Composition des différentes mélanges de maîtres utilisés dans cette étude. Synthèse du modèle d'ADN linéaire: La séquence minimale du promoteur T7 (TTAATACGACTCACTATAG) est en amont de la séquence de 20 pb (guide, N 20 identifié à l'aide de l'outil de conception CRISPR) et une séquence complémentaire du vecteur d'expression (gttttagagctagaaatagcaagttaaaataaggctagtc). In vitroTranscription (IVT): en fonction de la concentration du gabarit d'ADN, le volume final doit être ajusté à 20 μL avec de l'eau exempte de nuclease.

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Discussion

Etapes critiques dans le protocole

On sait que la génération de souris génétiquement modifiées présente un défi technique. Cependant, le protocole présenté ici est une méthode optimisée et simplifiée qui permet de maîtriser et de dépanner la technique en un temps record. Il faut deux étapes pour réussir la technique. Tout d'abord, la synthèse de modèles d'ADN linéaires (pour la synthèse des sgRNA) peut être obtenue sans chlorure de magnésium (MgCl 2 ). Cependant, il est fortement recommandé d'ajouter systématiquement MgCl 2 au mélange principal car l'hybridation partielle de l'amorce directe est souvent empêchée en l'absence de MgCl 2 . En outre, il est essentiel que la séquence génomique ciblée ne soit pas présente dans aucune partie du modèle donneur (dans le cas d'une intégration ciblée), sinon la nuclease Cas9 la réduira, ce qui empêchera l'apparition de HDR.

ModificationsEt dépannage

Bien que ce protocole pour la génération de souris génétiquement modifiées ait été optimisé et simplifié au fil des années, il existe des considérations relatives au rendement d'ovocytes de bonne qualité pour la micro-injection et au taux de bouchage des femelles adoptives. Le choix de la contrainte d'arrière-plan est critique en ce qui concerne le nombre de chiots vivants résultant d'une session de microinjection. C57BL / 6 est l'arrière-plan le plus utilisé pour les modèles de maladies de souris. Cependant, c'est aussi l'un des milieux moins efficaces en termes de résistance à la micro-injection 20 . En outre, l'âge de la femme est également essentiel pour produire un grand nombre d'ovocytes; Il est recommandé d'éviter les souris de 5 à 8 semaines, quel que soit leur arrière-plan, car c'est la période de réponse moins favorable à la stimulation hormonale 21 . Selon notre expérience, les souris C57BL / 6 de 3 à 4 semaines produisent efficacement 20 à 30 oeufs par femelle. Il est important deNotez qu'une nouvelle technique (appelée ultra-superovulation) a produit jusqu'à 100 oeufs par femelle et a récemment été utilisée pour générer des ovocytes pour la micro-injection 22 . Cependant, l'utilisation de l'ultra-superovulation pour la microinjection est généralement entravée par la nécessité d'engraisser artificiellement (fécondation in vitro ) un tel nombre d'œufs.

Pour obtenir des femelles adoptives branchées adaptées à la réimplantation, les souris femelles sont accouplées avec des mâles vasectomisés (le fond de ces souris n'est pas critique). Pour augmenter le nombre de récepteurs branchés, un examen attentif du stade de l'oestrus et le choix des femelles appropriées peuvent être effectués 23 . La synchronisation des cycles des femelles peut également être induite par l'exposition des femelles aux mâles vasectomisés deux jours avant l'accouplement (ce qu'on appelle "effet Whitten") 24 .

Limitations de la technique

De très petites modifications génomiques, telles que les mutations ponctuelles, sont relativement faciles à générer, mais elles sont difficiles à identifier. Lorsque le génotypage est effectué, les produits de PCR sont directement séquencés par le séquençage de Sanger. Cependant, la micro-injection directe de composants CRISPR dans des ovocytes de souris génère souvent des animaux en mosaïque car le Cas9 reste actif pendant un certain temps et différentes modifications génomiques peuvent se produire après la première division de l'ovocyte. Cet effet de confusion complique l'identification de mutations discrètes parmi les allèles variés, et le séquençage de la prochaine génération (NGS) peut aider à lire des réponses difficiles. Techniques sensibles, telles que l'amorce tétra-amorceARMS-PCR, 25 peut également aider au génotypage de la colonie après l'identification des fondateurs par séquençage.

À l'inverse, l'insertion de grands morceaux d'ADN de manière ciblée reste difficile. Plus l'ADN exogène est important, moins l'efficacité du HDR est faible. Par conséquent, de nouvelles stratégies, telles que l'utilisation de longs donneurs de ssOligos (au lieu de plasmides) 26 ou l'intégration ciblée indépendante de HDR 27 , sont en cours de développement.

Importance du protocole

Ce protocole présente des progrès significatifs car les quatre étapes principales ( c.-à-d. La préparation des composants transgène ou CRISPR, microinjection, réimplantation et génotypage) ont été optimisées, testées et validées dans notre laboratoire.

L'intégration aléatoire des transgènes est largement utilisée pour des études de surexpression pour deux raisons principales. Tout d'abord, à avoLe «effet de position» potentiel, l'intégration ciblée d'un transgène utilisant CRISPR dans les loci «safe harbor», tels que les loci Rosa26 28 et les Loci Col1a 29 , reste réellement difficile, car l'efficacité du HDR est faible. Les stratégies pour surmonter ce problème sont à venir 26 , 27 , mais l'intégration aléatoire s'est révélée jusqu'à présent plus efficace. En outre, la génération de multiples transgéniques surplombant le même transgène avec différents niveaux d'expression est intéressante dans les études impliquant des stratégies de traitement pour inverser un phénotype 30 . Les transgènes à base de plasmide sont générés par la méthode du clonage, en utilisant des enzymes de restriction ad hoc pour assembler des fragments essentiels pour l'expression d'une protéine d'intérêt. Généralement, un transgène est constitué d'au moins trois éléments: un promoteur approprié (les régions activatrices sont parfois ajoutées); Le codageSéquence (ADNc), avec ou sans régions introniques; Et une queue PolyA pour stabiliser l'expression de l'ARNm 31 .

Une fois assemblé, le transgène est inséré dans un plasmide contenant des éléments de réplication bactérienne et développé en culture après transformation (typiquement à base de choc thermique). La méthode de purification des transgènes pour la microinjection est critique. Ce travail décrit l'utilisation de taches d'ADN de nouvelle génération (faible toxicité) pour une visualisation plus précise du fragment d'intérêt sur le gel (par rapport au violet de cristal traditionnel) et d'une faible exposition mutagène (par rapport au bromure d'éthidium).

La méthode de non-clonage décrite ici pour le ciblage des gènes est très rapide et permet la synthèse de plusieurs sgRNAs en seulement 5-6 h. Seuls quatre étapes sont nécessaires: l'identification de la séquence ciblée, la synthèse d'un modèle d'ADN linéaire contenant un promoteur T7 et la séquence cible choisie, la synthèse oF le sgRNA par la transcription in vitro (IVT), et la purification du sgRNA à l'aide de colonnes de spin.

Au début de l'édition du génome de la souris CRISPR, l'effet potentiel hors cible a été systématiquement évalué, bien qu'il ait été montré très limité dans les embryons de souris 32 et peut facilement être dilué au moyen d'un schéma d'élevage dans lequel des souris sélectionnées ne portent que La modification génomique souhaitée. L'activité sur cible a également été systématiquement pré-évaluée in vitro , en utilisant différents guides et en sélectionnant le (s) plus actif (s) 12 . Cette pratique est maintenant moins fréquente, pour plusieurs raisons. Tout d'abord, l'activité sur cible est évaluée à l'aide de la transfection de lignées de cellules de souris immortalisées (typiquement N2a ou NIH3T3) avec des plasmides codant CRISPR. Il s'agit d'une méthode différente de celle de l'injection de composants ARN CRISPR dans les ovocytes de souris. Par conséquent, les résultats trouvés in vitro ne traduisent pas toujours égalementAux ovocytes. En outre, des expériences à haut débit ont montré que la plupart des guides étaient actifs 33 . Par conséquent, l'activité sur cible n'est pas évaluée, et jusqu'à présent, il n'y a pas eu de preuve d'un guide montrant aucune activité dans les ovocytes de souris. Avec la méthode de non-clonage pour synthétiser les sgRNA, présentés ici, cela simplifie et rationalise grandement le flux de travail, et plusieurs guides actifs peuvent être synthétisés en un jour.

CRISPR est considéré comme une «technologie perturbatrice», qui est une innovation qui modifie la façon dont les techniques sont réalisées. Lorsque la micro-injection a été établie, Brinster et al. A montré que la transgénèse cytoplasmique, bien que réalisable, restait surtout inefficace 7 . Par conséquent, la micro-injection pronucléaire est restée la seule pratique courante depuis près de 30 ans, jusqu'à la première démonstration d'un gène CRISPR réussi à cibler chez la souris. Cette étude a montré que le micro-objet cytoplasmique Pourrait générer un résultat similaire ou supérieur par rapport à l'accouchement pronucléaire 12 . De toute évidence, parce que les composants CRISPR sont généralement constitués d'ARN, il est évident que le cytoplasme est ciblé. Cependant, même lorsqu'ils sont injectés dans le cytoplasme, les modèles de donneurs peuvent également exprimer avec succès l'HDR. Une forte concentration cytoplasmique des modèles permet leur diffusion dans le noyau. En outre, l'utilisation de la micro-injection cytoplasmique 16 axée sur les piézo-électriques n'est pas une exigence. Une courte incubation des ovocytes avec un inhibiteur du cytosquelette, comme la cytochalasine B, augmente la survie des ovocytes 34 , 35 , ce qui permet d'effectuer des injections cytoplasmiques sans système d'entraînement par impact piézoélectrique. De même, l'utilisation d'un milieu de culture amélioré, tel que KSOMaa, diminue le blocage au stade à deux cellules et améliore les capacités de développement des embryons par rapport au milieu M16Xref "> 36.

Les embryons à une cellule ou à deux cellules (lorsqu'ils sont cultivés pendant la nuit) peuvent être transférés dans l'oviducte. La procédure conventionnelle est assez invasive, car elle nécessite de déchirer la bourse qui protège l'ovaire. Il est également techniquement difficile, car le capillaire en verre doit être inséré dans l'infundibulum 15 . La méthode présentée ici est beaucoup plus facile à apprendre, ne provoque pas de saignements potentiels et préserve l'intégrité de l'ovaire. Il est basé sur le travail développé à l'Université Kumamoto 37 .

Les stratégies de génotypage et les techniques de séquençage sont essentielles pour identifier les fondateurs potentiels. Pour une intégration aléatoire, l'extraction de l'ADN génomique est basée sur une méthode simple adaptée de Truett et al. 38 . Une telle méthode d'extraction rapide est suffisante pour identifier les fondateurs potentiels, puisque les amorces sont conçues pour s'hybrider avec le transgène (souvent intégréEn plusieurs exemplaires). À l'inverse, le ciblage des gènes nécessite un ADN génomique hautement purifié, puisque le produit de PCR englobe la région génomique modifiée.

Pour le knock-out du gène, la méthode traditionnelle d'injection d'un seul sgRNA génère de petites deletions (indels) ou des insertions, éliminant finalement le gène d'intérêt 12 . Ces petites modifications sont difficiles à identifier et nécessitent souvent un clonage et un séquençage indépendant de la ligase, afin de confirmer la nature de ces mutations.

Dans ce protocole, nous avons profité du multiplexage CRISPR pour développer la co-injection systématique de deux sgRNAs englobant le codon de départ d'un gène d'intérêt. Cela augmente non seulement la probabilité d'un knockout de gène, mais aussi l'excision d'un morceau d'ADN génomique d'une taille prédéfinie (100 à 300 pb), ce qui permet une identification facile des fondateurs par PCR simple. Il est à noter que les chiots qui ne portent pas le génomique attenduXcision pourrait encore être analysé pour les mutations de petits cadres, lorsqu'un seul sgRNA s'est révélé actif. De même, dans le cas de l'édition de gènes, la co-injection systématique de deux sgRNAs chevauchants dans des directions opposées devrait accroître l'efficacité de l'IRH, car les mécanismes de réparation cellulaire utilisent préférentiellement l'un des deux brins 39 .

Applications futures

Le présent protocole profite des derniers développements dans l'embryologie de souris et le ciblage des gènes 40 pour simplifier et rationaliser le processus de génération de divers modèles sophistiqués de souris de conditions humaines. Ces modèles jouent un rôle central en aidant à développer notre compréhension des pathomécanismes et, en fin de compte, en contribuant au développement de stratégies thérapeutiques 2 . L'optimisation et la rationalisation des réactifs nécessaires pour le ciblage des gènes ou l'intégration aléatoire sont largement et facilement applicables.À d'autres espèces de mammifères, comme les rats, les lapins et même les grands animaux comme le bétail.

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Disclosures

Les auteurs fournissent des services de transgénèse académique chez la souris via le centre d'analyse Mark Wainwright de l'Université de New South Wales.

Acknowledgments

Les auteurs remercient le personnel de l'établissement animal (BRC) pour leur soutien continu. Ce travail a été financé par le National Health and Medical Research Council et le Australian Research Council.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Micropipette 0.1-2.5 μL Eppendorf 4920000016
Micropipette 2 - 20 μL Eppendorf 4920000040
Micropipette 20 - 200 μL Eppendorf 4920000067
Micropipette 100 - 1,000 μL Eppendorf 4920000083
Molecular weight marker  Bioline BIO-33025 HyperLadder 1 kb
Molecular weight marker  Bioline BIO-33056 HyperLadder 100 bp
Agarose Bioline BIO-41025
EDTA buffer Sigma-Aldrich 93296 10x - Dilute to 1x
Ethidium bromide Thermo Fisher Scientific 15585011
SYBR Safe gel stain Invitrogen S33102
Gel extraction kit Qiagen 28706
PCR purification kit (Qiaquick) Qiagen 28106
Vacuum system (Manifold) Promega A7231
Nuclease-free microinjection buffer  Millipore MR-095-10F
Ultrafree-MC microcentrifuge filter  Millipore UFC30GV00
Cas9 mRNA Sigma-Aldrich CAS9MRNA
CRISPR expressing plasmid (px330) Addgene 42230
Nuclease free water Sigma-Aldrich W4502
Phusion polymerase New England Biolabs M0530L
T7 Quick High Yield RNA kit New England Biolabs E2050S
RNA purification spin columns (NucAway) Thermo Fisher Scientific AM10070
ssOligos Sigma-Aldrich OLIGO STANDARD
Donor plasmid Thermo Fisher Scientific GeneArt
Hyaluronidase Sigma-Aldrich H3884
KSOMaa embryo culture medium Zenith Biotech  ZEKS-100
Mineral oil Zenith Biotech  ZSCO-100
M2 Medium Sigma-Aldrich M7167
Cytochalasin B Sigma-Aldrich C6762
Mouthpiece Sigma-Aldrich A5177
Glass microcapillaries Sutter Instrument BF100-78-10
Proteinase K Applichem A3830.0100
Dumont #5 forceps Fine Science Tools  91150-20
Iris scissors Fine Science Tools  91460-11
Vessel clamp Fine Science Tools  18374-43
Wound clips  Fine Science Tools  12040-01
Clips applier  Fine Science Tools  12018-12
Micro-scissors  Fine Science Tools  15000-03
Cauterizer Fine Science Tools  18000-00
Non-absorbable surgical sutures (Ethilon 3-0) Ethicon 1691H
5% CO2 incubator MG Scientific Galaxy 14S
Spectrophotometer Thermo Fisher Scientific Nanodrop 2000c
Thermocycler Eppendorf 6321 000.515
Electrophoresis set up BioRad 1640300
UV Transilluminator BioRad 1708110EDU
Thermocycler Eppendorf 6334000069
Stereoscopic microscope Olympus SZX7
Inverted microscope Olympus IX71
2x Micromanipulators Eppendorf 5188000.012
Oocytes manipulator Eppendorf 5176000.025
Microinjector (Femtojet) Eppendorf 5247000.013
Mice C57BL/6J strain Australian BioResources C57BL/6JAusb 

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References

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Biologie du développement numéro 124 Mice microinjection pronucléaire cytoplasmique CRISPR transgénique édition du génome ovocytes
Production de souris génétiquement modifiées par micro-injection d'ovocytes
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Delerue, F., Ittner, L. M. Generation of Genetically Modified Mice through the Microinjection of Oocytes. J. Vis. Exp. (124), e55765, doi:10.3791/55765 (2017).

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