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Bioengineering

微流控生物工程血管化组织和细胞器解体

Published: August 11, 2017 doi: 10.3791/55957
Automatic Translation
*1, *1,2, 1,3
1Division of Engineering in Medicine, Department of Medicine, Brigham and Women's Hospital, Harvard Medical School, 2Department of Plastic and Reconstructive Surgery, Renji Hospital, Shanghai Jiao Tong University School of Medicine, 3Division of Pharmacology, Utrecht Institute for Pharmaceutical Sciences, Utrecht University
* These authors contributed equally

Summary

我们提供一种基于微流控生物战略工程 microfibrous 血管床，在二次电池类型可以进一步播种进入这 microfibrous 结构来生成血管的组织和细胞器解体的间隙空间的广义的协议。

Abstract

工程血管化的组织构造和细胞器解体以来历史上具有挑战性。在这里，我们描述一种基于微流控生物生成多层交错水凝胶超细纤维支架的新颖方法。要实现平滑生物，包含从核心流和交联解决方案由鞘流，挤压复合 bioink 制定的核心鞘微流控打印头设计和装在复印机。通过混合与海藻酸钠明胶丙烯 (GelMA)，经历了在场的瞬时离子交联多糖选择二价离子，其次是要实现长期的稳定的 GelMA 组件二次交联，microfibrous 支架可使用这种生物策略。重要的是，封装在罗超细纤维内的内皮细胞可以形成 16 天，当然文化类似血管管腔样结构。置 microfibrous 支架可进一步用于血管床作为构建血管化的组织，通过后续播的超细纤维间质太空的二次电池类型。微流控生物提供了方便的高保真在血管组织工程中的广义的策略。

Introduction

组织工程的目标，以生成可用于取代、 还原或增加那些受伤或患病在人体1，2，3，4，往往是通过所需单元格类型、 生物活性分子5，6和生物材料7，8，，910的组合的功能性组织代用品。最近，组织工程技术也越来越多地采取了生成体外组织和器官模型模拟体内的同行，药物开发，在常规过度简化平面单元格文化11，12，13，14，15，16，17，，1819更换等应用程序的重要功能。在这两种情况下，能够概括复杂的微体系结构和人体组织层次结构是关键在启用功能的工程化的组织10，和特别是，如何融入工程化组织的血管网络的需求因为血管化提出了场20，21，，2223的最大挑战之一。

到目前为止，各种方法已在这方面，试图构建血管结构组织工程的构建和不同程度的成功8成。例如，自组装的内皮细胞允许生成的微血管网络24;交付的新生血管生长因子诱导新生血管持续的25，26;利用血管祖细胞和周细胞促进内皮细胞生长和大会24，27;设计脚手架属性使精确调制的血管28，29;和电池板技术允许的血管分层30操作控制方便。然而，这些策略不赋予控制血管，往往导致的血管组织工程的构建和因而有限的重现内随机分布的空间模式的能力。在过去几年期间生物已成为一类有利的技术来实现的这种挑战，因为他们无与伦比的多功能性，在自动或半自动方式31，，3233沉积复合组织模式在高保真和重现性的解决方案。祭祀的生物34，35，36，，3738、 嵌入式的生物39，，4041和空心结构生物/待客42，43，44，45，46，47，48，49，50，51，52，53有所有论证了生成血管或带血管蒂的组织的可行性。

另外，微流控生物战略 microfibrous 支架制造最近已发展了、 哪里混合 bioink 组成的海藻和甲基丙烯酰明胶 (GelMA) 通过同心打印头和氯化钙 (CaCl2) 解决方案的核心贯彻执行打印头54，55外鞘流。这两种流允许立即物理交联的海藻组件启用超细纤维的形成，而随后的光交联确保长期稳定的多层 microfibrous 支架共挤。值得注意的是，发现封装在罗超细纤维内的内皮细胞增殖和迁移向超细纤维假设模仿血管床54，55的管腔样结构的边缘。这些生物打印，置血管床可以随后使用填充所需二次电池类型进一步构建血管的组织55。本议定书从而提供这种微流控生物战略由同心喷嘴设计，确保在组织工程和组织化建模中的潜在应用带血管蒂组织制作方便启用的详细的过程。

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Protocol

在本协议中使用的乳鼠心肌细胞株从 2 日龄大鼠后批准的机构动物护理和使用委员会布里格姆妇女医院的既定程序56 。

1.仪器仪表的复印机

  1. 插入小钝针 （例如，27 G，1 英寸） 为核心的更大的钝针 （例如，18 G，半英寸） 中心作为鞘构建双层、 同心微流控打印头;请确保核心针微微伸出 （~ 1 毫米） 长于外壳(图 1)。对齐方式是通常手动调节，但如果适当大小的必要垫片可以世俗地夹在刀尖和桶双方协助同心对齐的内、 外针。密封环氧胶桶交界处和对齐间隔从删除提示时适用。
  2. 在中央针在相反方向的桶中插入另一针 (23g)。 然后生成一个洞在上述外针的桶并插入进洞里，紧接着用环氧胶密封匹配大小的金属连接器。
  3. 通过两个 PVC 管单独，连接到 bioink 和交联解决方案，注射双通道注射泵打印头的入口。装载到复印机使用由 poly(methyl methacrylate)) 塑料持有人的头上挤出机。
    注意： 复印机选择取决于可用性。在本例中，我们已经成功地测试此安装程序对几个商用 bioprinters。然而，任何生物，具有 x，y，z 的机动化的阶段应，原则上，启用集成此微流控打印头。

2.生物 Microfibrous 血管床

  1. 使 bioink 4 w/v%（低粘度） 的海藻酸钠、 明胶甲基丙烯酰 （GelMA，1-2 w/v%）57，58，和光引发剂 Irgacure 2959 混合使用 (0.2-0.5 wt.%) 溶解在 25 毫米 2-[4-(2-hydroxyethyl) 哌嗪-1-基] 乙烷磺酸 （复缓冲区，pH 7.4） 含 10 vol.%胎牛血清 (FBS)。
  2. 复缓冲区包含 10 vol.%胎牛血清作为交联载体流体中提出的 0.3 M CaCl2的解决方案。
  3. 立即生物，游离人脐静脉内皮细胞 (Huvec) 从烧瓶用 0.05 w/v%胰蛋白酶 5-10 分钟，治疗前后悬在 5-10 × 106细胞/毫升浓度 bioink 中的单元格。移液器暂停慢慢地 5 至 10 倍，确保均匀分布。
  4. 开始使用双通道注射泵在相同的流率的 5ml µ L bioink/交联流体注射。可以允许流动连续运行达 1 分钟，直到他们稳定。随后，通过控制在大约 4 毫米/s (图 1B) 沉积速度复印机启动打印头的运动。这些速度可能需要精细调谐与每个新的安装程序，以确保最佳的生物。生物过程通常进行室温 (21-25 ° C)，但这个温度可能会改变。生物过程应该允许快离子凝胶化海藻成分和沉积 microfibrous 支架 (图 1B)。
  5. 脚手架是罗后，20-30 s (图 1C) 通过进一步交联的 GelMA 组件，在大约 5-10 兆瓦/厘米2的 UV 光 (360-480 nm) 实现化学凝胶。
  6. 生物和交联后，轻轻地洗净用磷酸盐缓冲液 (PBS)，删除多余的 CaCl2脚手架。文化 Huvec 载货 microfibrous 支架在血管内皮细胞的生长介质 (EGM) 在一个孵化器在 37 ° C 和 5 vol.%CO2长达 16 天与介质改变至少每隔 2 天。文化期间监测在显微镜下 Huvec 的形貌。

3.构建血管的组织

  1. 一旦脐已经迁移到的边缘在脚手架上，形成管腔样结构 (图 1D) 超细纤维，检索脚手架，轻轻地将其放在表面的疏水性表面 （例如，板坯硅氧烷 [PDMS]）。使用一块无菌过滤纸小心地从毛细管力与脚手架的间隙空间卸下所有介质。
  2. 立即添加一滴 （大约 20-40 微升） 悬挂系统的二次电池类型 （例如，心肌细胞），密度为 1-10 × 106细胞/毫升上脚手架，应渗透到整个间隙的支架 (图 1E) 介质中。培养这种配置在孵化器 （37 ° C，5 vol.%CO2，相对湿度 95%） 为 0.5-2 h，使细胞附着个人超细纤维。同期，确保没有明显的蒸发观察监测液滴尺寸。
  3. 轻轻地清洗支架的摇晃中，PBS 浴相关介质中删除任何非贴壁细胞和文化建设，直到形成所需的带血管蒂的组织。

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Representative Results

微流控生物策略，可以直接挤出使用低粘度 bioinks54，55microfibrous 支架材料的生物。如图 2A，脚手架，其大小为 6 × 6 × 6 毫米3包含 > 30 层的超细纤维可能会在 10 分钟内的罗。同时确保长期稳定的罗 microfibrous 支架，所述顶视图和侧视图图 2B 和 2c所示的 GelMA 组件随后物理交联过程中生物立即离子交联的海藻组件与氯化2允许为优秀的结构完整性。超细纤维在协议中，特定的生物条件下在这种情况下，实现了约 100-150 微米直径，会稍微增加加班与肿胀。

生物过程，包括 bioink、 离子交联，交联，微流控挤压并不显著影响封装 Huvec 的可行性。单元格可以保持相对较高的生存能力的 > 80%后，完成所有这些步骤 (图 2D)。作为报告早些时候54，55，脐能逐渐增殖和迁移在超细纤维从初始随机分布在 0 (图 2E) 天向超细纤维承担天 16 邮政生物在文化 (图 2F) 管腔样结构的边缘。脐为观察到的这种行为可能是因为血管内皮细胞的内在接口驱动趋势以及营养物质和氧围在他们内部55，59比纤维更高的可用性。

Microfibrous 支架也可以作为组织工程的独立平台。使用作为例子的心肌组织，新生大鼠心肌细胞种子上，密度为 5 × 106细胞/毫升，罗脚手架的间隙空间，培养在杜尔贝科的修改鹰介质 (DMEM) 辅以 10 vol.%胎牛血清。介质改变了每天都在心肌细胞开始跳动，直到第一次 2-3 天后的唯一 ½ 培养基交换每 2-3 天55，60，，6162。单元格可以维护其自发性和同步跳动达 9 28 天根据细胞来源和支架55配置。成熟的心肌细胞在支架也露出坚定的神色，功能性心脏生物标志物共焦荧光图像所示的图 3，包括幼年 α-辅 (图 3B) 和连接蛋白 43 (图 3C)。

血管内皮细胞和细胞次生类型相结合，可以进一步构建血管化的组织。再次，在经过血管床已形成罗 microfibrous 支架后大约 16 天的文化，作为一个例子，使用心肌，新生大鼠心肌细胞随后被脚手架间质太空播种。培养和成熟在共同的介质组成的 1:1 体积比的 EGM:DMDM 后，则可能形成 endothelialized 的心肌组织参展自发和同步跳动55。图 4的单平面共焦荧光图像进一步揭示细胞类型，与脐主要存在于超细纤维 (图 4B) 边界与心肌细胞周围的超细纤维 (图 4C) 外部并存。

Figure 1
图 1： 生成血管化的组织微流控生物战略构建。
(A)共挤出复合 bioink 和 CaCl2芯同轴打印头的设计。(B) E图表显示制作工艺的带血管蒂的组织构造。这一数字已被修改参考文献55的许可。请点击这里查看此图的大版本。

Figure 2
图 2： 生物 Microfibrous 血管床。
(A)照片显示罗 30 层 microfibrous 支架。（B、 C）顶盖和侧显微照片显示罗脚手架的意见。(D)可行性的脐拉登在罗 microfibrous 支架中。绿色和红色分别标明活的和死细胞。（E、 F）荧光显微照片显示的绿色得蛋白 (GFP) 组织-脐中罗超细纤维在 0 天和一天 16 寄生物，分别。请点击这里查看此图的大版本。

Figure 3
图 3： 后续生长的心肌细胞在生物打印 Microfibrous 脚手架。
荧光显微照片显示(A)核、 (B)幼年 α-辅、 (C)连接蛋白 43 和(D)叠加。请点击这里查看此图的大版本。

Figure 4
图 4： 构建置的心肌组织。
荧光显微照片显示(A)核， (B) GFP-脐， (C) f-肌动蛋白的细胞和心肌细胞和(D)叠加。在 D 中的插图显示 endothelialized 心肌组织低放大图像。请点击这里查看此图的大版本。

补充的数据集。
G 代码示例文件生物 6 × 6 毫米2正方形格子的 220 µ m 间距相邻的超细纤维。

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Discussion

建设的同轴打印头表示成功的微流控生物，以便这两个 bioink 从核心和交联剂用量从鞘的同时交付的关键步骤。虽然在本议定书中使用 27 G 针为核心，18g 针为壳创建了示例打印头，它可能很容易扩展到各种组合使用不同大小的针。然而，改变在针大小，流量变动的结果发表在每个阶段，将需要进一步优化的流率的 bioink 和交联剂 （可分别调节两个注射器泵使用一种双通道），和可能也招致复印机的沉积速度。

参数 （针尺寸、 流率和沉积速度） 在当前的协议组合后沉积，在中等55平衡后会膨胀到大约 150 µ m 立即导致罗超细纤维直径大约 120 µ m。超细纤维层之间没有任何空间时，这种大小也大致就等于罗构造层厚度。罗超细纤维的直径是一个函数的所有三个参数54，63;与超细纤维的直径的核心针的打印头和 bioink 的流量的大小呈正相关，而鞘针，流量的交联剂和沉积速度的大小与超细纤维的直径成反比。控制运动的打印头和 （或） 机动化的阶段将允许任意结构54，55microfibrous 支架沉积。

此外，bioink 制定可能改变生物以及配置的文件。例如，海藻酸钠和 GelMA 的量能略有调制根据特定的应用程序，并有可能额外材料融入 bioink，聚乙二醇-四丙烯酸酯 (PEGTA)，增加的罗超细纤维40力学等。紫外光交联也决定了罗微纤维制品，可以进一步影响行为的嵌入式的内皮细胞54中心的力学性能。据报道在此协议中的参数进行优化为脐。不过，我们预期，每一种不同的内皮细胞交联参数将需要重新优化以实现超细纤维管腔形成。

要种子罗血管床上的二次电池类型，就要放在一块的疏水性表面脚手架和确保删除大多数中型中脚手架的间隙空间。这将允许细胞悬液直接渗入 microfibrous 结构与液滴独立式和封装过程中播种，脚手架最大化超细纤维表面粘附细胞数目。虽然相对高密度的心肌细胞在 5 × 10 6/毫升细胞用于构建心肌组织中当前的协议，可以任意调整这种密度以匹配特定的组织类型。它也是关键的是要维持一个湿的环境，可以实现通过填充无菌水或 PBS 附近脚手架 （即，在周围井或围聚二甲基硅氧烷板的空间），确保播种介质的少量不蒸发段内播种。

总之，我们为方便制作的带血管蒂的组织提供了微流控生物详细的协议。在此策略中，芯同轴打印头用于启用同时挤压的从鞘核心和交联剂的混合 bioink。后共挤，bioink 立即经历物理交联形成层状的 microfibrous 脚手架，如编程由复印机的运动及其海藻组件，而整个构造是进一步化学交联 GelMA 组件允许长期稳定。封装在超细纤维在生物过程中的内皮细胞可以增殖和迁移到假设管腔样结构，脚手架变成血管床的边缘。通过种子细胞次生类型，可以随后生成血管化的组织结构。此微流控生物战略是独特的并可以方便地扩展到各种组织类型如肝脏、 骨骼肌肌肉，和癌症除了心肌示当前的协议，由所需单元格类型的合理组合以及专门设计的模式生物打印 microfibrous 支架。用这种方法生产的带血管蒂的组织构造可能用于组织再生的体内或体外培养模型。

有几个局限性与本议定书所述的微流控生物策略相关联。首先，罗超细纤维的直径是限于几百微米由于扩散阻挡层的亲水凝胶骨架为 CaCl2解决办法有效交联海藻组件的核心。过于低的物理交联密度会使多层结构不稳定。第二，物理交联剂的 CaCl2溶液可能发挥一定比脐，如内皮祖细胞更脆弱的血管内皮细胞类型的负面影响。使用这种生物方法适用于更广泛的内皮细胞类型的可行性可能需要额外的调查。第三，而内皮细胞可以形成超细纤维内的管腔样结构，这些超细纤维的核心不是空心，使灌注的。因此，营养和氧气仍然被提供主要通过在罗支架的间隙空间。祭祀的材料作为 bioink64的光聚合组件的适应可能解决这一问题在将来版本中的技术。另外，罗空心 microfibrous 结构42，，4365，，6667，68可能用作血管床，确保直接灌注血管化的组织构造。最后，临床中型组织生物仍然可能具有挑战性，可能加以解决的外观设计的阵列微流控打印头69实现高吞吐量扩大规模生物。

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Disclosures

作者宣称，他们有没有经济利益的竞争。

Acknowledgments

作者承认国家癌症研究所的独立奖 (K99CA201603) 通往国家机构健康。

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Alginic acid sodium salt from brown algae Sigma-Aldrich A0682 BioReagent, plant cell culture tested, low viscosity, powder
Gelatin type A from porcine skin Sigma-Aldrich G2500 Gel strength 300
Irgacure 2959 (2-Hydroxy-4'-(2-hydroxyethoxy)-2-methylpropiophenone) Sigma-Aldrich 410896 98%
HEPES buffer Sigma-Aldrich H0887 1 M, pH 7.0 - 7.6, sterile-filtered, BioReagent, suitable for cell culture
Fetal bovine serum  Thermo Fisher Scientific 10438026 Qualified, heat-inactivated, USDA-approved regions
Calcium chloride dihydrate Sigma-Aldrich C5080 BioXtra, ≥99.0%
Phosphate buffered saline Thermo Fisher Scientific 10010023 pH 7.4
Human umbilical vein endothelial cells Angio-Proteomie cAP-0001 Human Umbilical Vein Endothelial Cells (HUVECs)
GFP-expressing human umbilical vein endothelial cells Angio-Proteomie cAP-0001GFP GFP-Expressing Human Umbilical Vein Endothelial Cells (GFPHUVECs)
Endothelial cell growth medium Lonza CC-3162 EGM-2 BulletKit
Dulbecco’s Modified Eagle Medium  Thermo Fisher Scientific 12430054 High glucose, HEPES
Sylgard 184 silicone elastomer kit Ellsworth Adhesives 184 SIL ELAST KIT 0.5KG Clear 0.5 kg Kit
UV curing lamp system Excelitas Technologies OmniCure S2000 Spot UV Light Curing System with Intelligent UV Sensor

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References

  1. Langer, R., Vacanti, J. P. Tissue Engineering. Science. 260 (5110), 920-926 (1993).
  2. Khademhosseini, A., Vacanti, J. P., Langer, R. Progress in Tissue Engineering. Sci. Am. 300 (5), 64-71 (2009).
  3. Langer, R. Tissue Engineering: Status and Challenges. E-Biomed: J.Regen. Med. 1 (1), 5-6 (2004).
  4. Atala, A., Kasper, F. K., Mikos, A. G. Engineering Complex Tissues. Sci. Transl. Med. 4 (160), 112 (2012).
  5. Biondi, M., Ungaro, F., Quaglia, F., Netti, P. A. Controlled Drug Delivery in Tissue Engineering. Adv. Drug Del. Rev. 60 (2), 229-242 (2008).
  6. Tayalia, P., Mooney, D. J. Controlled Growth Factor Delivery for Tissue Engineering. Adv. Mater. 21 (32-33), 3269-3285 (2009).
  7. Hubbell, J. A. Biomaterials in Tissue Engineering. Nat. Biotechnol. 13 (6), 565-576 (1995).
  8. Place, E. S., Evans, N. D., Stevens, M. M. Complexity in Biomaterials for Tissue Engineering. Nat. Mater. 8 (6), 457-470 (2009).
  9. Rice, J. J., et al. Engineering the Regenerative Microenvironment with Biomaterials. Adv. Healthcare Mater. 2 (1), 57-71 (2012).
  10. Zhang, Y. S., Xia, Y. Multiple Facets for Extracellular Matrix Mimicking in Regenerative Medicine. Nanomedicine. 10 (5), 689-692 (2015).
  11. Huh, D., Hamilton, G. A., Ingber, D. E. From 3D Cell Culture to Organs-on-Chips. Trends Cell Biol. 21 (12), 745-754 (2011).
  12. Bhatia, S. N., Ingber, D. E. Microfluidic Organs-on-Chips. Nat. Biotechnol. 32 (8), 760-772 (2014).
  13. Esch, E. W., Bahinski, A., Huh, D. Organs-on-Chips at the Frontiers of Drug Discovery. Nat. Rev. Drug Discov. 14 (4), 248-260 (2015).
  14. Zhang, Y. S., Khademhosseini, A. Seeking the Right Context for Evaluating Nanomedicine: From Tissue Models in Petri Dishes to Microfluidic Organs-on-a-Chip. Nanomedicine. 10, 685-688 (2015).
  15. Zhang, C., Zhao, Z., Abdul Rahim, N. A., Van Noort, D., Yu, H. Towards a Human-on-Chip: Culturing Multiple Cell Types on a Chip with Compartmentalized Microenvironments. Lab Chip. 9 (22), 3185-3192 (2009).
  16. Moraes, C., Mehta, G., Lesher-Perez, S. C., Takayama, S. Organs-on-a-Chip: A Focus on Compartmentalized Microdevices. Ann. Biomed. Eng. 40 (6), 1211-1227 (2012).
  17. Sung, J. H., et al. Microfabricated Mammalian Organ Systems and Their Integration into Models of Whole Animals and Humans. Lab Chip. 13 (7), 1201-1212 (2013).
  18. Wikswo, J. P. The Relevance and Potential Roles of Microphysiological Systems in Biology and Medicine. Exp. Biol. Med. 239 (9), 1061-1072 (2014).
  19. Yum, K., Hong, S. G., Healy, K. E., Lee, L. P. Physiologically Relevant Organs on Chips. Biotechnol. J. 9 (1), 16-27 (2014).
  20. Nomi, M., Atala, A., Coppi, P. D., Soker, S. Principals of Neovascularization for Tissue Engineering. Mol. Aspects Med. 23 (6), 463-483 (2002).
  21. Jain, R. K., Au, P., Tam, J., Duda, D. G., Fukumura, D. Engineering Vascularized Tissue. Nat. Biotechnol. 23 (7), 821-823 (2005).
  22. Rouwkema, J., Rivron, N. C., Van Blitterswijk, C. A. Vascularization in Tissue Engineering. Trends Biotechnol. 26 (8), 434-441 (2008).
  23. Bae, H., et al. Building Vascular Networks. Sci. Transl. Med. 4 (160), 123 (2012).
  24. Rouwkema, J., Khademhosseini, A. Vascularization and Angiogenesis in Tissue Engineering: Beyond Creating Static Networks. Trends Biotechnol. 34 (9), 733-745 (2016).
  25. Perets, A., et al. Enhancing the Vascularization of Three-Dimensional Porous Alginate Scaffolds by Incorporating Controlled Release Basic Fibroblast Growth Factor Microspheres. J. Biomed. Mater. Res. A. 65 (4), 489-497 (2003).
  26. Davies, N. H., Schmidt, C., Bezuidenhout, D., Zilla, P. Sustaining Neovascularization of a Scaffold through Staged Release of Vascular Endothelial Growth Factor-A and Platelet-Derived Growth Factor-BB. Tissue Eng. A. 18 (1-2), 26-34 (2012).
  27. Sorrell, J. M., Baber, M. A., Caplan, A. I. Influence of Adult Mesenchymal Stem Cells on in Vitro Vascular Formation. Tissue Eng. A. 15 (7), 1751-1761 (2009).
  28. Quint, C., et al. Decellularized Tissue-Engineered Blood Vessel as an Arterial Conduit. Proct. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 108 (22), 9214-9219 (2011).
  29. Choi, S. -W., Zhang, Y., Macewan, M. R., Xia, Y. Neovascularization in Biodegradable Inverse Opal Scaffolds with Uniform and Precisely Controlled Pore Sizes. Adv. Healthcare Mater. 2 (1), 145-154 (2013).
  30. Sakaguchi, K., Shimizu, T., Okano, T. Construction of Three-Dimensional Vascularized Cardiac Tissue with Cell Sheet Engineering. J. Controlled Release. 205, 83-88 (2015).
  31. Zhang, Y. S., et al. 3D Bioprinting for Tissue and Organ Fabrication. Ann. Biomed. Eng. 45 (1), 148-163 (2017).
  32. Malda, J., et al. 25th Anniversary Article: Engineering Hydrogels for Biofabrication. Adv. Mater. 25 (36), 5011-5028 (2013).
  33. Murphy, S. V., Atala, A. 3d Bioprinting of Tissues and Organs. Nat. Biotechnol. 32 (8), 773-785 (2014).
  34. Miller, J. S., et al. Rapid Casting of Patterned Vascular Networks for Perfusable Engineered Three-Dimensional Tissues. Nat. Mater. 11 (9), 768-774 (2012).
  35. Bertassoni, L. E., et al. Hydrogel Bioprinted Microchannel Networks for Vascularization of Tissue Engineering Constructs. Lab Chip. 14 (13), 2202-2211 (2014).
  36. Kolesky, D. B., et al. 3d Bioprinting of Vascularized, Heterogeneous Cell-Laden Tissue Constructs. Adv. Mater. 26 (19), 3124-3130 (2014).
  37. Lee, V. K., et al. Creating Perfused Functional Vascular Channels Using 3d Bio-Printing Technology. Biomaterials. 35 (28), 8092-8102 (2014).
  38. Zhang, Y. S., et al. Bioprinted Thrombosis-on-a-Chip. Lab Chip. 16, 4097-4105 (2016).
  39. Bhattacharjee, T., et al. Writing in the Granular Gel Medium. Science Advances. 1 (8), 1500655 (2015).
  40. Highley, C. B., Rodell, C. B., Burdick, J. A. Direct 3d Printing of Shear-Thinning Hydrogels into Self-Healing Hydrogels. Adv. Mater. 27 (34), 5075-5079 (2015).
  41. Hinton, T. J., et al. Three-Dimensional Printing of Complex Biological Structures by Freeform Reversible Embedding of Suspended Hydrogels. Science Advances. 1 (9), 1500758 (2015).
  42. Jia, W., et al. Direct 3d Bioprinting of Perfusable Vascular Constructs Using a Blend Bioink. Biomaterials. 106, 58-68 (2016).
  43. Zhang, Y., et al. In Vitro Study of Directly Bioprinted Perfusable Vasculature Conduits. Biomaterials Science. 3 (1), 134-143 (2015).
  44. Gao, Q., He, Y., Fu, J. -Z., Liu, A., Ma, L. Coaxial Nozzle-Assisted 3D Bioprinting with Built-in Microchannels for Nutrients Delivery. Biomaterials. 61, 203-215 (2015).
  45. Cornock, R., Beirne, S., Thompson, B., Wallace, G. G. Coaxial Additive Manufacture of Biomaterial Composite Scaffolds for Tissue Engineering. Biofabrication. 6 (2), 025002 (2014).
  46. Duan, B., Hockaday, L. A., Kang, K. H., Butcher, J. T. 3D Bioprinting of Heterogeneous Aortic Valve Conduits with Alginate/Gelatin Hydrogels. J. Biomed. Mater. Res. A. 101 (5), 1255-1264 (2013).
  47. Skardal, A., et al. Photocrosslinkable Hyaluronan-Gelatin Hydrogels for Two-Step Bioprinting. Tissue Eng. A. 16 (8), 2675-2685 (2010).
  48. Li, S., et al. Direct Fabrication of a Hybrid Cell/Hydrogel Construct by a Double-Nozzle Assembling Technology. J. Bioact. Compatible Polym. 24 (3), 249-265 (2009).
  49. Visser, J., et al. Biofabrication of Multi-Material Anatomically Shaped Tissue Constructs. Biofabrication. 5 (3), 035007 (2013).
  50. Boyd, D. A., Adams, A. A., Daniele, M. A., Ligler, F. S. Microfluidic Fabrication of Polymeric and Biohybrid Fibers with Predesigned Size and Shape. Journal of visualized experiments: JoVE. (83), e50958 (2014).
  51. Daniele, M. A., Adams, A. A., Naciri, J., North, S. H., Ligler, F. S. Interpenetrating Networks Based on Gelatin Methacrylamide and Peg Formed Using Concurrent Thiol Click Chemistries for Hydrogel Tissue Engineering Scaffolds. Biomaterials. 35 (6), 1845-1856 (2014).
  52. Daniele, M. A., Boyd, D. A., Adams, A. A., Ligler, F. S. Microfluidic Strategies for Design and Assembly of Microfibers and Nanofibers with Tissue Engineering and Regenerative Medicine Applications. Adv. Healthcare Mater. 4 (1), 11-28 (2015).
  53. Daniele, M. A., Radom, K., Ligler, F. S., Adams, A. A. Microfluidic Fabrication of Multiaxial Microvessels Via Hydrodynamic Shaping. RSC Advances. 4 (45), 23440-23446 (2014).
  54. Colosi, C., et al. Microfluidic Bioprinting of Heterogeneous 3D Tissue Constructs Using Low Viscosity Bioink. Adv. Mater. 28 (4), 677-684 (2015).
  55. Zhang, Y. S., et al. Bioprinting 3D Microfibrous Scaffolds for Engineering Endothelialized Myocardium and Heart-on-a-Chip. Biomaterials. 110, 45-59 (2016).
  56. Khademhosseini, A., et al. Microfluidic Patterning for Fabrication of Contractile Cardiac Organoids. Biomed. Microdevices. 9 (2), 149-157 (2007).
  57. Yue, K., et al. Synthesis, Properties, and Biomedical Applications of Gelatin Methacryloyl (GelMA) Hydrogels. Biomaterials. 73, 254-271 (2015).
  58. Loessner, D., et al. Functionalization, Preparation and Use of Cell-Laden Gelatin Methacryloyl-Based Hydrogels as Modular Tissue Culture Platforms. Nat. Protocols. 11 (4), 727-746 (2016).
  59. Aung, A., Theprungsirikul, J., Lim, H. L., Varghese, S. Chemotaxis-Driven Assembly of Endothelial Barrier in a Tumor-on-a-Chip Platform. Lab Chip. 16, 1886-1898 (2016).
  60. Shin, S. R., et al. A Bioactive Carbon Nanotube-Based Ink for Printing 2d and 3d Flexible Electronics. Adv. Mater. 28 (17), 3280-3289 (2016).
  61. Shin, S. R., et al. Aptamer-Based Microfluidic Electrochemical Biosensor for Monitoring Cell Secreted Cardiac Biomarkers. Anal. Chem. 88, 10019-10027 (2016).
  62. Zhang, Y. S., et al. Google Glass-Directed Monitoring and Control of Microfluidic Biosensors and Actuators. Sci. Rep. 6, 22237 (2016).
  63. Colosi, C., et al. Rapid Prototyping of Chitosan-Coated Alginate Scaffolds through the Use of a 3d Fiber Deposition Technique. J. Mater. Chem. B. 2 (39), 6779-6791 (2014).
  64. Zhu, W., et al. Direct 3D Bioprinting of Prevascularized Tissue Constructs with Complex Microarchitecture. Biomaterials. 124, 106-115 (2017).
  65. Yu, Y., Zhang, Y., Martin, J. A., Ozbolat, I. T. Evaluation of Cell Viability and Functionality in Vessel-Like Bioprintable Cell-Laden Tubular Channels. J. Biomech. Eng. 135 (9), 091011-091011 (2013).
  66. Zhang, Y., Yu, Y., Chen, H., Ozbolat, I. T. Characterization of Printable Cellular Micro-Fluidic Channels for Tissue Engineering. Biofabrication. 5 (2), 025004 (2013).
  67. Zhang, Y., Yu, Y., Ozbolat, I. T. Direct Bioprinting of Vessel-Like Tubular Microfluidic Channels. J. Nanotechnol. Eng. Med. 4 (2), 020902 (2013).
  68. Dolati, F., et al. In Vitro Evaluation of Carbon-Nanotube-Reinforced Bioprintable Vascular Conduits. Nanotechnology. 25 (14), 145101 (2014).
  69. Hansen, C. J., et al. High-Throughput Printing Via Microvascular Multinozzle Arrays. Adv. Mater. 25 (1), 96-102 (2013).

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Zhang, Y. S., Pi, Q., van Genderen, A. M. Microfluidic Bioprinting for Engineering Vascularized Tissues and Organoids. J. Vis. Exp. (126), e55957, doi:10.3791/55957 (2017).

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