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Bioengineering

Vascularizado de Bioprinting de microfluidos para la ingeniería de tejidos y organitas

Published: August 11, 2017 doi: 10.3791/55957
Automatic Translation
*1, *1,2, 1,3
1Division of Engineering in Medicine, Department of Medicine, Brigham and Women's Hospital, Harvard Medical School, 2Department of Plastic and Reconstructive Surgery, Renji Hospital, Shanghai Jiao Tong University School of Medicine, 3Division of Pharmacology, Utrecht Institute for Pharmaceutical Sciences, Utrecht University
* These authors contributed equally

Summary

Proporcionamos un protocolo generalizado basado en una estrategia de bioprinting de microfluidos para la ingeniería de un lecho vascular de microfibra, donde un tipo de célula secundaria podría ser más sembrado en el espacio intersticial de esta estructura de microfibra para generar organoides y tejidos vascularizados.

Abstract

Ingeniería de tejido vascularizado construye y organitas ha sido históricamente difícil. Aquí describimos un nuevo método basado en bioprinting de microfluidos para generar un andamio con microfibras de hidrogel del entrelazamiento de múltiples capas. Lisa bioprinting, un cabezal de impresión de microfluídica de envoltura de la base que contiene una formulación de compuesto bioink sacada el flujo de base y la solución de reticulación por el flujo de la vaina, fue diseñado y montado en el bioprinter. Mediante la mezcla de gelatina methacryloyl (GelMA) con alginato, un polisacárido que se somete a reticulación iónica instantáneo en presencia de seleccionar iones divalentes, seguidos por un photocrosslinking secundario del componente GelMA para lograr la estabilización permanente, un andamio de microfibra podría obtenerse utilizando esta estrategia bioprinting. Lo importante, las células endoteliales encapsuladas dentro de las microfibras de bioprinted pueden formar el lumen-como las estructuras que se asemejan a la vasculatura en el curso de cultura durante 16 días. El andamio de microfibra endotelizados puede utilizarse más como un lecho vascular para la construcción de un tejido vascularizado a través de la siembra posterior del tipo de celular de secundaria en el espacio intersticial de las microfibras. Bioprinting de microfluidos ofrece una estrategia generalizada en conveniente ingeniería de los tejidos vascularizados en alta fidelidad.

Introduction

Objetivos de ingeniería de tejidos para generar sustitutos de tejido funcional que pueden utilizarse para cambiar, restaurar o aumentar los heridos o enfermos en el cuerpo humano1,2,3,4, a menudo a través de una combinación de tipos de la célula deseada, moléculas bioactivas5,6y biomateriales7,8,9,10. Más recientemente, tecnologías de ingeniería de tejidos también se han adoptado cada vez más para generar en vitro la modelos órganos y tejidos que imitan las funciones importantes de sus contrapartes en vivo , para aplicaciones tales como desarrollo de fármacos, en reemplazo de la convencional célula planar excesivamente simplificadas culturas11,12,13,14,15,16,17,18,19. En ambas situaciones, la capacidad para recapitular la compleja microarquitectura y la estructura jerárquica de los tejidos humanos es fundamental para permitir la funcionalidad de los tejidos ingeniería10, y en particular, formas de integrar una red vascular en los tejidos diseñados son de demanda ya que la vascularización presenta uno de los mayores desafíos para el campo20,21,22,23.

Hasta la fecha, una variedad de enfoques se han desarrollado a este respecto en un intento de construir las estructuras de los vasos sanguíneos en tejido ingeniería construcciones con diversos grados de éxito8. Por ejemplo, montaje propio de células endoteliales permite para la generación de redes microvasculares24; suministro de factores de crecimiento angiogénico induce neovascularización sostenido25,26; uso de células progenitoras vasculares y pericitos facilita el crecimiento de la célula endotelial y Asamblea24,27; diseño de propiedades de andamio permite modulación precisa de vascularización28,29; y tecnología de pilas de la hoja permite una conveniente manipulación de capas vasculares30. Sin embargo, estas estrategias no dotar de la capacidad de controlar el patrón espacial de la vasculatura, a menudo conduce a una distribución aleatoria de los vasos sanguíneos en un tejido Ingeniería construcción y reproducibilidad limitada. Durante los últimos años bioprinting ha surgido como una clase de permitir tecnologías hacia la solución de este reto, debido a su versatilidad inigualable de depositar patrones tejido complejo en alta fidelidad y reproducibilidad en una manera automatizada o semi-automatizada31,32,33. Sacrificio bioprinting34,35,36,37,38, embedded bioprinting39,40,41y estructura hueco bioprinting/biofabrication42,43,44,45,46,47,48,49,50,51,52,53 tienen todos demostraron la factibilidad de generar tejidos vasculares o vascularizados.

Como alternativa, una estrategia de bioprinting de microfluidos para fabricar andamios de microfibra se han desarrollado recientemente, donde bioink de un híbrido compuesto de alginato y gelatina methacryloyl (GelMA) fue entregado a través del núcleo de un cabezal de impresión concéntrico y una solución de cloruro de calcio (CaCl2) se llevó a través del flujo de la vaina externa de la cabeza de impresora54,55. La coextrusión de dos flujos permitidos para la reticulación física inmediata del componente de alginato para permitir la formación de microfibra, mientras que photocrosslinking posterior había garantizado permanente estabilización del andamio multi-capa de microfibra. De nota, se encontraron células endoteliales encapsuladas dentro de las microfibras de bioprinted proliferan y migran hacia la periferia de los microfibers asumiendo lumen-como las estructuras que mímico el lecho vascular54,55. Estos bioprinted, camas endotelizados de vasculares podrían equiparse posteriormente con deseado tipos de célula secundaria para construir aún más los tejidos vascularizados55. Así, este protocolo proporciona un procedimiento detallado de tal microfluídicos bioprinting estrategia permitido por el diseño del inyector concéntrico, que asegura conveniente fabricación de tejidos vascularizados para posibles aplicaciones en la ingeniería de tejidos y modelos organoide.

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Protocol

Los cardiomiocitos neonatales de rata usados en este protocolo fueron aislados de ratas Sprague-Dawley de 2 días de edad siguiendo un procedimiento bien establecido56 aprobado por el cuidado institucional de animales y uso en el Hospital Brigham y de mujeres.

1. instrumentación de la Bioprinter

  1. Inserte una aguja embotada más pequeñas (por ejemplo, 27 G, 1 pulgada) como el núcleo en el centro de una aguja más grande de Roma (p. ej., 18 G, 1/2 pulgada) como la envoltura para la construcción de la doble capa, cabeza de impresora de microfluidos concéntricos; Asegúrese de que la aguja de núcleo sobresale ligeramente (~ 1 mm) más largo que la cáscara externa (figura 1A). La alineación generalmente se ajusta manualmente, pero si necesarios separadores de tamaño adecuado pueden ser intercalados temporal entre las agujas interior/exterior en la punta y los lados del cañón para ayudar a la alineación concéntrica. Sellar a la Unión de los barriles con pegamento epoxi y quite a los espaciadores de la alineación de la punta lado cuando sea aplicable.
  2. Inserte otra aguja (23G) en el cañón de la aguja central en la dirección contraria.  Entonces generar un agujero en el lado de la barra de la aguja externa e inserte un conector metálico de coincidencia de tamaño en el agujero, seguido por sellar con pegamento epoxi.
  3. Conecte las entradas de la cabeza de impresora para una bomba de la jeringuilla de doble canal para la inyección de la bioink y la solución de reticulación, individualmente, a través de dos tubos de PVC. Monte el estirador en la cabeza de un bioprinter con un soporte plástico de poly(methyl methacrylate) (PMMA).
    Nota: La selección de Bioprinter depende de la disponibilidad. En nuestro caso, hemos probado con éxito este programa de instalación en varios bioprinters disponibles en el mercado. Sin embargo, cualquier bioprinter que cuenta con una etapa de x-y-z motorizada, en principio, permitiría la integración de esta cabeza de impresora de microfluidos.

2. Bioprinting el lecho Vascular de microfibra

  1. Hacer el bioink con una mezcla de alginato (4 w/v%, baja viscosidad), gelatina methacryloyl (GelMA, w/v% 1-2)57,58y fotoiniciador Irgacure 2959 (0.2 - 0.5 wt.%) disuelto en 25 mM 2-[4-(2-hydroxyethyl) piperazin-1-yl] etano sulfónico ácido (tampón HEPES, pH 7.4) que contienen 10 vol.% suero bovino fetal (FBS).
  2. Hacer una solución de 0,3 M de CaCl2 en tampón HEPES que contiene 10 vol.% FBS como líquido portador de reticulación.
  3. Inmediatamente antes de bioprinting, disociar células endoteliales de vena umbilical humano (HUVECs) de los frascos mediante tratamiento 0,05 w/v% tripsina durante 5-10 min y resuspender las células en el bioink en una concentración de 5-10 × 106 células/mL. Pipetear la suspensión lentamente de 5 a 10 veces para asegurar una distribución homogénea.
  4. Iniciar la inyección del fluido bioink/reticulación usando una bomba de la jeringuilla de doble canal en el mismo caudal de 5 μl/mL. Los flujos se pueden permitir ejecutar continuamente para hasta 1 minuto hasta que estabilice. Posteriormente, iniciar el movimiento de la cabeza de impresora mediante el control de la bioprinter a una velocidad de deposición de aproximadamente 4 mm/s (figura 1B). Estas velocidades pueden necesitar fina sintonía con cada nueva configuración para asegurar óptima bioprinting. El proceso de bioprinting se lleva a cabo generalmente a temperatura ambiente (21-25 ° C), pero esta temperatura puede ser alterada. El proceso bioprinting debe permitir gelificación iónica rápida del componente de alginato y la deposición de un andamio de microfibra (figura 1B).
  5. Después de que el andamio sea bioprinted, lograr gelificación química por más photocrosslinking el componente GelMA, en aproximadamente 5-10 mW/cm2 de luz ultravioleta (360-480 nm) para 20-30 s (figura 1C).
  6. Tras el bioprinting y reticulación, enjuague suavemente el andamio con solución salina tamponada con fosfato (PBS) para eliminar el exceso de CaCl2. Cultura el andamio cargado de HUVECs microfibra en medio de crecimiento celular endotelial (EGM) en una incubadora a 37 ° C y 5 vol.% CO2 hasta 16 días con medio cambiado al menos cada 2 días. Supervisar las morfologías de HUVECs bajo un microscopio durante el período de cultivo.

3. construcción de los tejidos vascularizados

  1. Una vez el HUVECs han emigrado a la periferia de las microfibras en el andamio para formar el lumen-como las estructuras (figura 1D), recuperar el andamio y Coloque suavemente en la superficie de una superficie (por ejemplo, una losa de polymethylsiloxane [PDMS]). Utilice un trozo de papel de filtro estéril para extraer cuidadosamente el medio desde el espacio intersticial del andamio con la fuerza capilar.
  2. Inmediatamente añada una gota (aproximadamente 20-40 μL) de suspensión de un tipo de célula secundaria (p. ej., cardiomiocitos) en medio a una densidad de 10 1 × 106 células/mL sobre el andamio, que debe infiltrarse en todo el espacio intersticial del andamio (figura 1E). Incubar dicha configuración en una incubadora (37 ° C, 5 vol.% CO2, 95% de humedad relativa) de 0.5 - 2 h para permitir que las células se adhieran a los microfibers individuales. Controlar el tamaño de las gotas durante el período para asegurar que no hay evaporación sensible se observa.
  3. Lave suavemente los andamios por agitación en un baño de PBS para quitar cualquier células no adherente y la construcción de la cultura en medio relevante hasta que sea formado el tejido vascularizado deseado.

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Representative Results

La estrategia de bioprinting de microfluidos permite bioprinting de extrusión directa de andamios de microfibra con baja viscosidad bioinks54,55. Como se ilustra en la figura 2A, un andamio con un tamaño de 6 × 6 × 6 m m que contiene3 > 30 capas de microfibras puede bioprinted dentro de 10 minutos. La reticulación iónica inmediata del componente de alginato con CaCl2 permitió excelente integridad estructural durante el proceso de bioprinting y el photocrosslinking físico posterior del componente GelMA asegurado estabilidad de largo plazo del andamio bioprinted microfibra, como se indica en la vista superior y vista lateral que se muestra en las figuras 2B y 2C. Los microfibers logrados en este caso, en las condiciones de bioprinting especificadas en el protocolo, fueron aproximadamente 100-150 μm de diámetro, que sería un poco aumento de las horas extraordinarias con hinchazón.

El proceso de bioprinting, incluyendo la extrusión de microfluídica de la bioink, la reticulación iónica y la photocrosslinking, no afectó significativamente la viabilidad de HUVECs encapsulados. Las células podrían mantener una viabilidad relativamente alta de > 80% después de la terminación de todos estos procedimientos (figura 2D). Divulgado anterior54,55las HUVECs gradualmente podrían proliferar y migrar en las microfibras de la distribución inicialmente al azar en el día 0 (figura 2E) a la periferia de los microfibers asumir lumen-como las estructuras en día 16 post-bioprinting en la cultura (figura 2F). Tal comportamiento observado para las HUVECs fue probablemente debido a la intrínseca tendencia basada en la interfaz de las células endoteliales, así como la mayor disponibilidad de nutrientes y oxígeno que rodea las microfibras que en sus interiores55,59.

El andamio de microfibra también puede funcionar como una plataforma independiente para la ingeniería de tejidos. Utilizando tejido de miocardio como un ejemplo, cardiomiocitos neonatales de rata fueron sembradas en el espacio intersticial de un andamio de bioprinted con una densidad de 5 x 106 células/mL y cultivadas en de Dulbecco modificado Eagle Medium (DMEM) suplementado con 10 vol.% FBS. El medio fue cambiado cada día en los primeros 2-3 días hasta que los cardiomiocitos empezaron a batir, después de lo cual sólo ½ medio fue intercambiada cada 2-3 días55,60,61,62. Las células podrían mantener su espontáneo y sincronizado para hasta 9 a 28 días dependiendo de la fuente de la célula y la configuración de los andamios55. Los cardiomiocitos maduros en el andamio también mostraron fuerte expresión de biomarcadores cardiacos funcionales como se ilustra en las imágenes de fluorescencia confocal en la figura 3, incluyendo espectro α-actinina (figura 3B) y conexina-43 (figura 3C).

La combinación de las células endoteliales y el tipo de célula secundaria, un tejido vascularizado podría además construirse. Otra vez, con miocardio por ejemplo, después de que el lecho vascular se ha formado en un andamio de microfibra bioprinted después de aproximadamente 16 días de cultura, cardiomiocitos neonatales de rata fueron posteriormente sembradas en el espacio intersticial del andamio. Después de cultivo y maduración en un medio común componen de ración de volumen 1:1 de EGM:DMDM, un tejido miocárdico endotelizado podría formarse exhibiendo el latido espontáneo y sincrónica55. Imágenes de fluorescencia confocal solo el plano en la figura 4 más revelaron la coexistencia de ambos tipos de células, con el HUVECs principalmente presentes en los límites de microfibras (figura 4B) y los cardiomiocitos que rodean los exteriores de microfibras (figura 4C).

Figure 1
Figura 1 : Construye la estrategia de Bioprinting de microfluidos para la generación de tejido vascularizado.
(A) El diseño de la envoltura de la base de impresora coaxial para coextrusión de bioink compuesto y CaCl2. (B-E) La construcción de esquemas que muestran el procedimiento de fabricación de un tejido vascularizado. Esta figura se ha modificado con permiso de ref.55. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 2
Figura 2 : Bioprinting el lecho Vascular de microfibra.
(A) fotografía mostrando un andamio de 30 capas de microfibra bioprinted. (B, C) Vistas superiores y laterales de micrografías mostrando un andamio de bioprinted. (D) viabilidad de HUVECs cargados en un andamio de microfibra bioprinted. Verde y rojo indican a las células vivas y muertas, respectivamente. (E, F) Imágenes de fluorescencia que muestran la organización de la proteína verde fluorescente (GFP)-HUVECs en las microfibras de bioprinted en el día 0 y día 16 post bioprinting, respectivamente. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 3
Figura 3 : Crecimiento subsecuente de cardiomiocitos en el andamio de microfibra Bioprinted.
Imágenes de fluorescencia que muestran núcleos (A) , (B) espectro α-actinina, conexina-43 (C) y (D) superposición. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figure 4
Figura 4 : Construcción de tejido miocárdico Endotelizado.
Micrografías de fluorescencia que muestran núcleos (A) , (B) GFP-HUVECs, (C) f-actina de HUVECs y cardiomiocitos y superposición (D) . El recuadro en D muestra una imagen de menor aumento del tejido miocardio endotelizado. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Conjunto de datos complementario.
Una muestra de código de G archivo para bioprinting un 6 × 6 enrejado cuadrado de2 de mm a 220 μm espaciamiento entre microfibras adyacentes.

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Discussion

Construcción de la cabeza de impresora co-axial representa un paso crítico para bioprinting éxito microfluídicos para permitir la entrega simultánea de ambos el bioink de la base y el agente de reticulación de la vaina. Mientras que en el presente Protocolo un cabezal de impresión de ejemplo se creó utilizando una aguja de 27G como la base y una aguja de 18G como la cáscara, puede ser fácilmente extendido a una variedad de combinaciones de diferentes tamaños de agujas. Sin embargo, la alteración en los tamaños de aguja, que resulta en el cambio en la cantidad de flujo de entrega en cada fase, será necesario mayor optimización de los caudales de la bioink y la reticulación del agente (regulable individualmente mediante dos bombas de jeringa en lugar de un doble canal) y potencialmente también la velocidad de deposición por el bioprinter.

La combinación de los parámetros (tamaños de aguja, las tasas de flujo y velocidad de deposición) en el actual protocolo llevó a las microfibras de bioprinted con un diámetro de aproximadamente 120 μm inmediatamente después de la deposición, que se hinchan a aproximadamente 150 μm después de equilibrar en medio55. Un tamaño también aproximadamente es igual al espesor de la capa de las construcciones bioprinted como no hay espacio entre las capas de las microfibras. El diámetro de las microfibras de bioprinted es una función de los tres parámetros54,63; el tamaño de la aguja de la base de la cabeza de impresora y el caudal de la bioink se correlacionó positivamente con el diámetro de las microfibras, considerando que el tamaño de la aguja de la vaina, el caudal de la reticulación del agente y la velocidad de deposición se correlacionan negativamente con el diámetro de las microfibras. Deposición de microfibra andamios estructuras arbitrarias54,55permitiría el control sobre el movimiento de la cabeza de impresora o la etapa motorizada.

Además, la formulación de la bioink puede cambiar el perfil de la bioprinting así. Por ejemplo, la cantidad de alginato y GelMA puede ser ligeramente modulada según aplicaciones específicas, y es posible mezclar materiales adicionales en la bioink, como el glicol de polietileno-tetraacrylate (PEGTA) que aumenta los mecanismos de la bioprinted microfibras40. La reticulación UV también determina las propiedades mecánicas del centro de las microfibras de bioprinted, que más pueden afectar el comportamiento de las células endoteliales incrustado54. Los parámetros registrados en este protocolo se ha optimizado para HUVECs. Sin embargo, se prevé que, para cada tipo diferente de células endoteliales los parámetros de la reticulación serán necesario volver a optimizado para lograr la formación del lumen en las microfibras.

Para un tipo de célula secundaria sobre el lecho vascular del bioprinted de la semilla, es necesario colocar el andamio en un pedazo de superficie y asegurarse de que se ha quitado la mayoría mediano en el espacio intersticial del andamio. Esto permitirá la infiltración inmediata de la suspensión de células en la estructura de microfibra con la gotita independiente y encapsulando el andamio en el curso de la siembra, maximizando el número de células que se une a la superficie de las microfibras. Aunque una relativamente alta densidad de cardiomiocitos en 5 × 106 células/mL se utilizó para construir el tejido miocárdico en el protocolo actual, dicha densidad puede ajustarse arbitrariamente para que coincida con los tipos de tejidos específicos. También es fundamental para mantener un ambiente humidificado, que puede ser realizado por llenado de agua estéril o PBS en las proximidades de los andamios (es decir, en los pozos circundantes o en el espacio que rodea la losa PDMS), asegurando que la pequeña cantidad de medio para la siembra no se evapora durante el período de siembra.

En Resumen, hemos incluido un protocolo detallado de microfluidos bioprinting conveniente fabricación de tejidos vascularizados. En esta estrategia, se utiliza un cabezal de impresión co-axial de envoltura de la base para permitir la extrusión simultánea de un híbrido bioink del agente principal y reticulación de la vaina. En coextrusión, el bioink inmediatamente sufre entrecruzamiento físico por su componente de alginato forman un andamio de microfibra capas conforme a lo programado por el movimiento de la bioprinter, mientras que la construcción entera es químicamente más photocrosslinked para el componente de GelMA permitir la estabilidad a largo plazo. Las células endoteliales encapsuladas en los microfibers durante el proceso de bioprinting pueden proliferar y migrar a la periferia suponiendo lumen-como las estructuras, convirtiendo el andamio en un lecho vascular. Por la siembra de un tipo de célula secundaria, se puede generar posteriormente la construcción de un tejido vascularizado. Esta estrategia de bioprinting de microfluidos es única y puede ser convenientemente extendida a una variedad de tipos de tejidos tales como músculo esquelético, hígado y cánceres además del miocardio ilustran en el protocolo actual, por la combinación racional de tipos celulares deseados y diseñado los patrones de los andamios de microfibra bioprinted. Las construcciones de tejido vascularizado producidas con este método pueden usarse para la regeneración de los tejidos in vivo o en vitro modelos de tejido.

Hay varias limitaciones asociadas con la estrategia de bioprinting de microfluidos que se describe en este protocolo. En primer lugar, el diámetro de las microfibras de bioprinted se limita a unos pocos cientos micrómetros debido a la barrera de difusión de la matriz de hidrogel para la solución de CaCl2 a reticulación eficientemente el componente de alginato en la base. Densidad demasiado baja reticulación física haría inestable la estructura de múltiples capas. En segundo lugar, el agente de reticulación física de la solución de CaCl2 puede ejercer efectos negativos sobre ciertos tipos de células endoteliales que son más frágiles que HUVECs, como las células progenitoras endoteliales. La viabilidad de utilizar un método bioprinting para una amplia variedad de tipos de la célula endotelial puede requerir investigaciones adicionales. En tercer lugar, mientras que las células endoteliales pueden formar lumen-como las estructuras dentro de las microfibras, los núcleos de estas microfibras no son huecos para permitir la perfusión. Por lo tanto, todavía se proporcionan nutrientes y oxígeno principalmente a través del espacio intersticial en los andamios de bioprinted. La adaptación de materiales sacrificiales como el componente photocrosslinkable de la bioink64 puede resolver este problema en versiones futuras de la tecnología. Por otra parte, construye bioprinted microfibra hueca estructuras42,43,65,66,67,68 puede utilizarse como el lecho vascular para perfusión directa del tejido vascularizado. Por último, bioprinting de tejidos clínicos tamaño todavía puede ser desafiante, que probablemente puede ser abordada mediante la incorporación de diseño de microfluidos vestida de cabezales de impresión69 para lograr escala ampliado bioprinting en alto rendimiento.

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Disclosures

Los autores declaran que no tienen intereses financieros que compiten.

Acknowledgments

Los autores reconocen el Instituto Nacional del cáncer de los institutos nacionales de salud vía a concesión de la independencia (K99CA201603).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Alginic acid sodium salt from brown algae Sigma-Aldrich A0682 BioReagent, plant cell culture tested, low viscosity, powder
Gelatin type A from porcine skin Sigma-Aldrich G2500 Gel strength 300
Irgacure 2959 (2-Hydroxy-4'-(2-hydroxyethoxy)-2-methylpropiophenone) Sigma-Aldrich 410896 98%
HEPES buffer Sigma-Aldrich H0887 1 M, pH 7.0 - 7.6, sterile-filtered, BioReagent, suitable for cell culture
Fetal bovine serum  Thermo Fisher Scientific 10438026 Qualified, heat-inactivated, USDA-approved regions
Calcium chloride dihydrate Sigma-Aldrich C5080 BioXtra, ≥99.0%
Phosphate buffered saline Thermo Fisher Scientific 10010023 pH 7.4
Human umbilical vein endothelial cells Angio-Proteomie cAP-0001 Human Umbilical Vein Endothelial Cells (HUVECs)
GFP-expressing human umbilical vein endothelial cells Angio-Proteomie cAP-0001GFP GFP-Expressing Human Umbilical Vein Endothelial Cells (GFPHUVECs)
Endothelial cell growth medium Lonza CC-3162 EGM-2 BulletKit
Dulbecco’s Modified Eagle Medium  Thermo Fisher Scientific 12430054 High glucose, HEPES
Sylgard 184 silicone elastomer kit Ellsworth Adhesives 184 SIL ELAST KIT 0.5KG Clear 0.5 kg Kit
UV curing lamp system Excelitas Technologies OmniCure S2000 Spot UV Light Curing System with Intelligent UV Sensor

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Zhang, Y. S., Pi, Q., van Genderen, A. M. Microfluidic Bioprinting for Engineering Vascularized Tissues and Organoids. J. Vis. Exp. (126), e55957, doi:10.3791/55957 (2017).

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