Summary
在这里, 我们提出一个协议来描述一个简单的恢复心肺旁路模型没有输血或强心剂剂的大鼠。该模型可用于体外循环术后长期多脏器后遗症的研究。
Abstract
体外循环 (CPB) 在心血管手术中是必不可少的。尽管体外循环技术和设备的戏剧性改良, 多脏器并发症与长期体外循环仍然影响心血管手术的结果, 并可能恶化的术后发病率和死亡率。动物模型综述的临床应用可以澄清在体外循环期间发生的病理生理过程, 并促进临床前期研究, 以制定预防这些并发症的战略。大鼠体外循环模型是有利的, 因为他们更大的成本效益, 方便的实验过程, 丰富的测试方法在基因或蛋白质水平, 和遗传一致性。它们可用于调查免疫系统激活和促炎性细胞因子的合成, 赞美活化和氧自由基的产生。大鼠模型已被提炼, 并逐渐取代了大型动物模型。在这里, 我们描述一个简单的体外循环模型, 没有输血和/或强心剂剂的老鼠。这种恢复模式允许研究体外循环的长期多器官后遗症。
Introduction
在 1953年, 约翰·小长臂猿成功地使用了 CPB1进行了第一次心脏手术, 随后它成为心血管外科的基本形态。虽然这些技术和设备已大为完善, 但与体外循环有关的多脏器并发症仍会损害心血管手术的结果, 并可能影响术后发病率和死亡率2。与体外循环有关的器官损害是由免疫系统活化和促炎细胞因子的合成、赞美活化和氧自由基的产生而引起的2。然而, 它的病理生理学尚未完全阐明。
动物模型综述的临床应用, 使对体外循环期间和之后的病理生理过程的澄清;这可以促进临床前研究, 以制定战略, 以避免这些并发症。自从鲍佩维奇et al。第一次报告了鼠体外循环模型在 1967年3, 大鼠体外循环模型已经完善, 并已逐渐取代大型动物模型, 由于更大的成本效益, 方便的实验过程, 和大量的测试方法在遗传和蛋白质水平。此外, 近亲繁殖的大鼠可以遗传相同, 减少可能的生物偏见。
Fabre et al。首先建立了恢复模型, 允许对 CPB 的长期多器官后遗症进行研究4。这种简单的生存模式的优点是灵活性 (体外循环流量和持续时间), 稳定的生命条件, 和重现性的系统性炎症。大鼠体外循环模型已成为研究预防体外循环5中多脏器损伤的治疗策略的关键, 最近开发了各种模拟体外循环临床情况的模型。De 兰格et al。建立了心脏骤停模型, 可用于描述与心肌损伤有关的酶、遗传和组织学反应7。彼得斯et al。采用小型化体外循环模型进行心肌梗死和控制再灌注, 通过局灶性缺血再灌注损伤分析心脏功能障碍8。Jungwirth et al。首先建立了深低温循环骤停 (DHCA) 模型, 它可以阐明 DHCA 的全球缺血再灌注损伤, 支持潜在神经保护策略6。研究使用 DHCA 调查体温过低, 再灌注和/或溶血触发信号事件的影响9。深低温可能会影响各种酶和通路的活化和失活, 而机制仍然未知的10。另一方面, 心脏骤停模型或心脏缺血模型必须用于研究缺血再灌注心脏损伤。这些不同的大鼠体外循环模型, 高度重述人类体外循环可能揭示与体外循环有关的病理过程, 并有助于缓解与体外循环相关的并发症。
该协议说明了一个简单的体外循环模型, 没有输血或强心剂剂的大鼠。该模型可用于研究体外循环的长期多脏器后遗症。
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Protocol
在实验之前, 所有的老鼠都应该得到一个星期的适应。所有动物的外科手术都应按照《动物护理和使用指南》 (www.nap.edu/catalog/5140.html) 或其他适当的道德准则进行。议定书应由动物福利委员会在适当的机构批准, 然后再继续。所有后续的程序必须在无菌条件下执行。
1. 准备体外循环电路
注: 佩戴个人防护用品, 包括手套、眼镜、清洁大衣或一次性长袍。
- 体外循环电路的设置
- 将聚氯乙烯管与静脉储层连接, 预先设计为体外循环电路, 以及改良的新生儿膜肺, 如图 1所示。确保所有连接紧密, 不要漏水。
- 根据制造商的协议, 将体外循环电路设置到滚筒泵装置。
- 将滚筒泵保持在高度可调节的工作台上, 并将工作台的高度调整到实验台下面的10厘米处。
- 体外循环电路的启动
- 将12毫升羟乙基淀粉溶液与0.1 毫升肝素和0.5 毫升7% 碳酸氢钠溶液混合在一起启动体外循环电路。
- 以11毫升的启动溶液为主要电路, 用泵辊轻轻旋转。把18口径的排气针放进储气库中。
- 打膜肺几次到 deair, 与倾斜的肺。空气必须完全遮蔽, 以避免空气栓塞和氧合不足。在电路启动过程中, 通过设置在储层上的电热灯加热电路。
2. 体外循环前的程序
注: 使用前应用70% 酒精或季铵盐化合物消毒手术现场和器械。
- 麻醉和动物设置
- 麻醉一只在蒸发器中吸入3.0% 异氟醚混合空气的老鼠。把老鼠放在工作架上, 然后将16口径的套管插管到气管里。按照您当地的动物护理指南, 关于镇痛剂量和频率 (如:
丁丙诺啡0.005 毫克/千克)
注意: 老鼠必须在深度麻醉和失去反射。呼吸应该是有节奏的, 但不能被逮捕。 - 将老鼠转到装有电热垫的手术台上。启动机械通气, 8 毫升/千克的潮汐量, 呼吸速率为70循环/分钟, 30% 的灵感氧分数监测的氧气传感器。
- 用 1.5-2.0% 异氟醚维持麻醉, 并在体外循环启动时增加对氯胺酮/甲苯噻嗪的管理。
- 用直肠探头监测直肠温度。通过调整热垫的温度并将电路置于散热灯上, 保持常温37摄氏度的体温。
- 将大鼠仰卧位, 用针固定四肢。通过将心电图电极针设置为双侧肩和左腹, 对心率进行监测。放一条湿润的纱布或在眼睛上涂抹眼药膏以防止干燥。
- 麻醉一只在蒸发器中吸入3.0% 异氟醚混合空气的老鼠。把老鼠放在工作架上, 然后将16口径的套管插管到气管里。按照您当地的动物护理指南, 关于镇痛剂量和频率 (如:
- 插管
- 通过 sprayingby 喷雾70% 乙醇或另一种防腐溶液对全身表面进行消毒后, 在两侧腹股沟区和右颈部区域剃须剃刀毛。局部麻醉药 (如利多卡因) 应在进行皮肤切口前使用。注: 作为一种替代方法, 可使用切口部位的外科擦洗, 而不是全身喷雾70% 乙醇, 以避免体温下降。
- 用剪刀切开皮肤 (大约5毫米) 在双侧腹股沟区域和右颈部区域, 并坦率地解剖组织以暴露右侧的主股动脉。从附近的静脉和神经仔细地分离动脉。结扎在股动脉末端由4-0 丝和紧张暴露。
- 用微剪刀垂直向动脉切开右股动脉壁 (约1毫米), 并仔细 cannulate 24 口径静脉导管, 从切口到深度1厘米以监测全身动脉。动脉血中气体分压的压力和分析。
- 从导管中管理肝素钠 (500 磅/千克)。
- 按照步骤2.2.2 和 2.2.3 cannulate 24 口径静脉导管进入左股动脉, 作为体外循环回路的动脉输液线。
- 将17口径的多孔 angiocatheter 插入右颈内静脉, 并将其推进右心房和下腔静脉。不要用力推导管, 因为容器很容易折断。将导管连接到体外循环回路进行静脉引流。
- 用湿纱布覆盖每个空心区域以避免污染。
3. 体外循环期间的程序
- 在体外循环期间, 将100% 氧气气体送到肺, 0.8 升/分, 将呼吸率降低到30周/分钟。动脉氧分压需要从200到 400 mmHg。
- 在体外循环开始时, 将热垫的温度设置提高到最大值42摄氏度, 以减轻体外循环后体温的立即下降。当体温恢复到36摄氏度时, 将设定温度调整到37摄氏度。
- 小心地启动体外循环流程, 密切关注水库中血液的体积。空的水库可能导致空气栓塞。如果储层中的血液体积减少, 通过调整工作台高度或改变引流导管的位置来降低泵流量。不要重新定位静脉引流导管, 这可能容易导致右心房穿孔和/或心律失常。
- 增加并保持泵的流量为100毫升/千克/分钟, 而平均血压维持在 70 mmHg。当保持适当的血压时, 水库中至少有1毫升的小容积是可以接受的。如果水库中的血液少于1毫升, 则可能导致器官发生空气栓塞。
- 如果血压不稳定, 增加2-3 毫升的启动方案的电路 (它可能导致贫血后, 体外循环)。
4. 体外循环后的程序
- 钳住静脉引流管, 并将其从电路中取出。将血液中的剩余血逐渐注入动脉以维持血压。
- 将呼吸率提高到70周/分钟。
- 取出静脉引流导管和左动脉导管, 然后结扎近端和远端部位的血管。
- 在体外循环结束后, 从右股动脉取出60分钟的动脉线。
- 用生理盐水清洗伤口, 缝合伤口。
- 检查动物的自发性呼吸, 结束麻醉, extubate 气管管。
- 管理加热不育的等渗液, 并使用热垫和电热灯保持动物的温暖。经常检查动物的病情, 直到从麻醉中恢复。必要时提供呼吸支持。注意: 一旦动物开始走动, 热源应该从笼子的一部分移走, 让动物选择温暖或凉爽的一面。
- 使动物远离其他动物的公司, 直到呼吸完全恢复。在完全恢复之前, 不要将动物退回公司。
- 检查从麻醉恢复后的食物和水摄入量, 并提供适当的营养支持。管理止痛药, 检查是否有不适或疼痛的迹象。
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Representative Results
图 1显示整个 CPB 电路。该模型中的生理变量显示在图 2中, 包括直肠温度、平均动脉血压和心率。图 3显示了体外循环期间的动脉血气分析, 包括动脉氧的分压, 动脉二氧化碳的分压, 红细胞积血, 碱过量, 血清钾的表达, 氢的电位。在整个手术过程中, 心率和平均动脉压力是稳定的。由于吸血量引起的血液稀释, 在体外循环开始时直肠温度和红细胞压积减少。在体外循环期间, 由于膜氧合, 动脉氧的分压明显增高。有代表性的苏木精和伊红染色的肺部图像显示在图 4中, 其中包括 CPB 组的图像 (图 4B, D) 和假操作组 (图 4A, C) 和炮2的比率/不负担装卸2 在 CPB 后与基线比较(图 4 E).对于间质水肿、炎症细胞浸润和出血, 体外循环组有显著性差异。图 5显示了体外循环后肿瘤坏死因子α (TNF α)、interleukin-6 (IL-6) 和高机动性组框 1 (HMGB1) 水平的血清浓度。
图 1: 体外循环电路.整个 CPB 电路包括一个储层 (8 毫升), 一个膜肺与3.3 毫升的启动量, 和一个滚筒泵。所有部件通过聚氯乙烯管连接, 包括静脉引流线 (外径), 3.3 毫米; 内径 (ID), 2 毫米; 约1.4 毫升), 动脉线 (OD, 2 毫米;ID, 1.2 毫米;约1.2 毫升) 和一管附加泵辊 (OD, 6.6 毫米;ID, 4.5 毫米;约2.8 毫升)。总吸水量为11毫升, 包括储层约3毫升。请单击此处查看此图的较大版本.
图 2: 生理变量.体外循环期间和术后的生理变量, 包括 (A) 直肠温度, (B) 平均动脉血压, (C) 心率 (n = 6)。指出了点和误差条的平均值和标准差。体外循环, 心肺旁路;前, 体外循环前;体外循环后的体外循环 x、x 分钟;后 x, x 分钟后, 体外循环结束。请单击此处查看此图的较大版本.
图 3: 动脉血气分析.体外循环期间及术后动脉血气分析。(A) 动脉氧的分压, (B) 动脉二氧化碳的部分压力 (C) 红细胞压积, (D) 基数过剩, (E) 血清钾的表达, (F) 氢的电位 (n = 6)。指出了点和误差条的平均值和标准差。体外循环, 心肺旁路;前, 体外循环前;体外循环后的体外循环 x、x 分钟;后 x, x 分钟后, 体外循环结束。请单击此处查看此图的较大版本.
图 4: 肺部组织学分析具有代表性的苏木精和伊红染色图像的假操作组 (A, C)和心肺旁路执行组 (B, D)。体外循环后4小时。呼吸窘迫的严重性与水肿和出血的病理表现程度相关。刻度条;50µm (A, B), 1 毫米 (C, D)。(E) 与假组和对照组 (每组中的 n = 6) 相比, CPB 后的2/不负担装卸2 的比率。指出了点和误差条的平均值和标准差。*p < 0.01 与假组。体外循环, 心肺旁路;炮2, 动脉氧分压;不负担装卸2, 激发氧的分数;后 x, x 分钟后, 体外循环结束。请单击此处查看此图的较大版本.
图 5: 评估血清炎症反应.血清浓度 (A) 肿瘤坏死因子α (TNF α), (B) interleukin-6 (IL-6), 和 (C) 高机动性组框 1 (HMGB1) 水平后体外循环。n = 5 为每组: 假组和体外循环组, 大鼠进行体外循环手术。指出了点和误差条的平均值和标准差。*p < 0.05, †p < 0.001 与假组。体外循环, 心肺旁路;后 x, x 分钟后, 体外循环结束。请单击此处查看此图的较大版本.
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Discussion
在大鼠体外循环模型中, 体外循环后, 炎症细胞因子和 HMGB-1 的血清和肺表达水平是调节炎症反应的关键转录因子, 显著增加。以往的临床研究表明, 在心血管手术患者中, HMGB-1 水平的血清分泌增加了11, 体外循环期间血清 HMGB-1 水平与更严重的全身炎症反应综合征有关。体外循环后肺氧合功能障碍12。此外, 血清 HMGB-1 水平是一种独立的生物标志物, 用于预测重症肺炎和急性呼吸窘迫综合征 (ARDS) 患者重症监护病房的死亡率13。采用大鼠体外循环模型, 成功地模拟了严重的体外循环相关 ARDS 与炎症细胞因子和 HMGB-1 活化的关系。
大量研究与体外循环相关的系统性炎症已经进行了大鼠模型, 因为它们的作用, 以调查系统性炎症反应, 包括促炎细胞因子表达14, 核卡伯 B激活15, 通过黏附分子16和矩阵 metalloproteinase-9 活动17激活中性粒细胞。利用大鼠体外循环模型18, 对 HO-1 蛋白在体外循环期间活化的氧化应激也进行了研究。
近年来, 大鼠体外循环模型在各种程序中得到发展, 以模拟体外循环并发症的临床情况。心肌的酶学、遗传和组织学效应可以通过心跳骤停模型7进行研究。此外, 还报告了 DHCA 模型, 揭示了胸主动脉手术后不良脑结局的相关机制, 并探讨了潜在神经保护策略6。这些模型基于传统的大鼠体外循环模型, 对于评价体外循环的各种效果, 密切模仿心血管手术的临床情况, 具有重要价值。
该模型的生存率取决于调查人员的技术改进。与发病率有关的最关键因素是血管分离、心脏破裂和腹腔血肿, 通常发生于技术衰竭。良好的暴露, 适当的张力对血管, 温和插管是手术的要求, 成功。控制保留血液和附加溶液, 保持至少 60 mmHg 的平均血压, 对于避免极端贫血和下肢缺血有重要意义。空气栓塞到肠道和/或其他腹部器官也是至关重要的避免;一旦发生这种情况, 该过程就无法完成。
在这些手术的早期实践中, 由于插管难度较大, 体外循环后20% 的存活率达到 10%, 体外循环术后的生存期约为4小时。经过20种模型的经验, 在模型制备过程中血流动力学稳定, 存活率显著提高到近80%。
在建立该模型的初期, 体外循环电路总容积为3毫升, 高于目前的。因此, 在体外循环期间, 过量的胶体体积诱发严重贫血 (平均红细胞压积: 14.7%)19。通过降低体外循环电路体积和手术出血, 体外循环期间红细胞压积显著增加到 21.3%, 维持稳定的血流动力学。
该17口径多孔是非常适合从颈内静脉插管, 通过右心房静脉, 由于其适当的长度和柔软, 防止磨损的静脉壁。此外, 多孔和足够的内径允许足够的静脉回流和高成功率。由于其盲的方式, 将导管引入静脉内是技术上的困难, 容易穿孔静脉或心房壁。
动脉插管的大鼠股动脉倾向于导致肢体缺血与尾动脉或颈动脉20。在我们的经验中, 血流动力学的不稳定性 (平均 BP 小于 60 mmHg), 结扎股骨深动脉和严重贫血可能导致严重腿部损伤。维持血压, cannulating 股动脉的较高区域, 保持较高的红细胞压积, 是防止大鼠先天丰富的侧支灌注引起肢体缺血的有效方法。
避免儿茶酚胺和输血是必要的, 以准确地调查血液动力学, 生物化学和/或生理反应的检测材料和干预措施。在我们的模型过程中, 没有必要升压和输血。深层麻醉会增强炎症细胞因子的释放, 进而恶化器官功能21。适当的麻醉深度, 顺利和温和插管的动物气管插管, 和股动脉插管的血压监测没有出血是重要的, 在开始体外循环。如果体外循环前血流动力学不稳定, 成功率将显著降低。在体外循环期间, 必须通过调节储层容积来维持体外循环的流速。在体外循环术后60分钟, 由于炎症过程的血流动力学不稳定, 需要仔细添加体积 (1-3 毫升生理盐水)。然而, 过量胶体量的增加会导致贫血, 从而导致不稳定的病情。体外循环后, 体外循环回路中的血液应在30分钟内轻轻地返回老鼠. 体外循环后不稳定意味着有潜在的发病率, 如四肢或肠道缺血。
适当的麻醉深度是降低死亡率和发病率的一个提示。吸入麻醉剂为麻醉的深度和持续时间提供足够的控制。当我们对气管插管时, 老鼠必须在深度麻醉下才能失去反射。呼吸应该是有节奏的, 但不能被逮捕。呼吸骤停表明, 极深的麻醉、低血压和/或即将死亡, 导致全身炎症。反之, 麻醉不足会给动物带来更多的压力。在体外循环期间, 动物的身体运动是至关重要的减少, 因为可能意外清除套管。在手术过程中需要通过监测心率、动脉压力和胸壁运动来控制异氟醚蒸发器。在体外循环开始时, 异氟醚的血液浓度可能会因引物容积而减少。额外腹腔戊巴比妥可能允许稳定的麻醉深度。
大鼠术后感染会引起生理参数的大量变化22。长期生存模式要求严格维护的无菌条件在过程中。一个独立的房间和一个干净的工作区域的无菌程序是可取的。手术现场和器械应在使用前用70% 酒精或季铵盐消毒。任何可能影响污染的材料, 如套管、溶液和缝合材料, 都必须处于无菌包装中。在体外循环期间, 用湿润的小纱布覆盖手术场可防止这些部位受到潜在的污染。在关闭伤口前, 清除伤口的血液, 用无菌水冲洗, 以避免伤口感染。在我们的经验, 手术后没有伤口感染发生24小时。
这种体外循环模型的局限性在于不能完全模仿临床情况。首先, 这种心脏跳动模型表现出与心脏外科心脏手术不同的脉动流。其次, 该模型可进行无开胸手术, 不能充分再现中位开胸术的临床体外循环, 导致手术过程中大出血。
总之, 这种恢复体外循环模型允许研究早期和长期多器官损害与体外循环有关。该模型的主要优点包括通过输血、vasopressors 或强心剂剂减少可能的偏差。该模型适合于探讨预防体外循环多脏器损伤的治疗策略。
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Disclosures
所有作者在商业支持方面没有什么可透露的。
Acknowledgments
对塔基博士和 m. Funamoto 博士的技术支持给予了赞赏。
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Rodent Ventilator 7025 | Ugo Basile | 7025 | Ventilator |
| OxiQuant B | ENVITEC | 46-00-0023 | Oxygen Sensor |
| CMA 450 Temperature Controller | CMA | 8003759 | Temperature Controller |
| CMA 450 Heating Pad | CMA | 8003763 | |
| CMA 450 Rectal Probe | CMA | 8003761 | |
| DIN(8) to Disposable BP Transducer | ADInstruments | MLAC06 | |
| Disposable BP Transducer | ADInstruments | MLT0670 | |
| IX-214 Data Recorder | iWorx Systems | IWX-214 | amplifier |
| LabScribe software | iWorx Systems | software | |
| Roller pump | Furue Science | Model RP-VT | pump |
| Happy Cath | Medikit | EB 19G 4HCLs PP | 17-gauge multiorifice angiocatheter |
| SURFLO ETFE I.V. Catheter | Terumo | SR-OX2419CA | 24-gauge angiocatheter |
| Oxygenator | Mera | HPO-002 | |
| CPB circuit | Mera | custom-made | |
| Hespander fluid solution | Fresenius Kabi | 3319547A4035 | Hydroxyethyl starch |
References
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